Name: Schnelle Gittervorbereitung für zeitaufgelöste Kryo-Elektronenmikroskopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Lernen Sie die schnelle Gittervorbereitung für zeitaufgelöste Kryo-Elektronenmikroskopie mit einem kundenspezifischen Gerät. Dieses Protokoll ermöglicht die Erfassung kurzlebiger Zwischenzustände in Proteinreaktionen mit Verzögerungen bis zu 10 ms.

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Wir danken Molly S.C. Gravett für hilfreiche Gespräche und den Mitarbeitern der ABSL-Einrichtung für die Hilfe bei der Kryo-EM-Datenerfassung. David P. Klebl ist Doktorand des 4-jährigen Wellcome Trust PhD-Programms im Astbury Centre, das von der University of Leeds finanziert wird. Die FEI Titan Krios Mikroskope wurden von der University of Leeds (UoL ABSL Award) und Wellcome Trust (108466/Z/15/Z) finanziert. Diese Arbeit wurde durch ein BBSRC-Stipendium an Stephen P. Muench (BB/P026397/1) und durch Forschungsstipendien an Howard D. White von der American Heart Association (AMR21-236078) und Howard D. White und Vitold Galkin von den US-amerikanischen National Institutes of Health (171261) unterstützt.

1. Vorbereitung des Systems
HINWEIS: Das folgende Protokoll beschreibt, wie Raster einer einzelnen Probe vorbereitet werden. Normalerweise werden mindestens 2 Replikatgitter für jede Probe oder Bedingung vorbereitet. Für schnellere Tauchgeschwindigkeiten (weniger als ~ 20 ms Zeitverzögerung) sind 3 oder 4 Replikatgitter in der Regel so vorbereitet, dass sie eine reduzierte Anzahl dünner Eisflächen berücksichtigen.
<ol><li>Verdünnen Sie die Proteinprobe auf die Zielkonzentration im gewünschten Puffer. Typischerweise funktionieren Endkonzentrationen ≥ 2 mg / ml gut für die Gittervorbereitung mit dem TED. Beachten Sie, dass die Probe bis Schritt 10 auf Eis gehalten werden kann, ab Schritt 10 verbringt die Probe viel Zeit bei Raumtemperatur, da es ungefähr 20 Minuten dauert, um 3-4 Gitter vorzubereiten.</li>
	<li>Schalten Sie den TED ein. Schalten Sie dann den Steuerungs-PC ein und starten Sie die Steuerungssoftware.</li>
	<li>Initialisieren Sie alle Spritzenpumpen, indem Sie die Initialize-Taste (untere schwarze Taste) an jeder Spritzenpumpe drücken.</li>
	<li>Schalten Sie das Potentiometer-Netzteil ein, stellen Sie es auf 9 V und starten Sie die Oszilloskop-Steuerungssoftware.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dassdas Reglerventil des N2-Zylinders geschlossen ist. Öffnen Sie das Zylinderventil. Öffnen Sie dann langsam das Reglerventil, um den Ausgangsdruck auf den gewünschten Wert für den Sprühgasdruck (typischerweise 1-2 bar) einzustellen. Verwenden Sie für die hier verwendeten PDMS-Düsen keine Drücke höher als ~ 2,5 bar, um Schäden an der Düse zu vermeiden. Das kontinuierlich strömende Gas verhindert, dass Flüssigkeit an der Düsenspitze tropft und sich ansammelt, was zu einem irreproduziblen Sprühen führen kann.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass sich alle Spritzenpumpenventile in der "Last"-Position befinden. Dies kann durch Umschalten aller Ventile in die Position "Dispense" in der Steuerungssoftware und dann wieder auf "Load" erfolgen. Lassen Sie alle Ventile auf "Last" geschaltet. Stellen Sie alle Spritzen auf Null.</li>
	<li>Entfernen Sie alle Luftblasen, die in diesem Stadium im System vorhanden sind. Dazu müssen die Spritzen möglicherweise abschrauben, Blasen manuell entfernt und die Spritzen wieder montiert werden, wenn sie keine Blasen mehr enthalten.</li>
	<li>Die Liquid-Handling-Komponenten werden in der Regel in H2 Ogelagert. Bevor Sie die Probenlösung laden, gleichen Sie das Flüssigkeitssystem mit Puffer aus, indem Sie den Schlauch mit einem Überschuss an Puffer waschen. Verwenden Sie einen geeigneten maximalen Flüssigkeitsdurchfluss, um einen Überdruck auf die Sprühdüse zu vermeiden. Flüssigkeitsdurchflüsse > 10 μL/s können die hier beschriebenen PDMS-Düsen beschädigen.</li>
	<li>Legen Sie ein 1,5-ml-Röhrchen mit ≥ 200 μL-Puffer auf die Spritze 1 (die Oberseite muss durchbohrt werden, um sie am Schlauch zu befestigen).<ol>
<li>Stellen Sie sicher, dass sich Ventil 1 in der Lastposition befindet. Schalten Sie bei Bedarf in der Steuerungssoftware ein.</li>
		<li>Saugen Sie die gewünschte Menge (typischerweise 50-100 μL) Puffer mit spritze 1 über die Steuerungssoftware ab.</li>
		<li>Schalten Sie das Ventil 1 über die Steuerungssoftware in die Position "Dispense".</li>
		<li>Dosieren Sie die gesamte Flüssigkeit in Spritze 1 über die Steuerungssoftware.</li>
		<li>Setzen Sie das Ventil auf "Load" zurück, setzen Sie die Spritzenposition im Programm auf "0" zurück und drücken Sie initialize auf Spritze 1, um das System für den nächsten Zyklus vorzubereiten. HINWEIS: Die Schritte 1.9.1 - 1.9.5 werden normalerweise dreimal wiederholt, um eine gründliche Wäsche des Schlauches zu gewährleisten.</li>
	</ol></li>
	<li>Laden Sie die Pinzette mit einem EM-Gitter (keine Anforderung für einen bestimmten Typ), indem Sie die Armklemme lösen, die Pinzette in die Klemme legen und die Klemme festziehen.</li>
	<li>Bewegen Sie den Eintaucharm manuell so, dass sich Gitter und Düse auf der gleichen Höhe befinden (die Position der "Probenanwendung"). Wenn Düse und Gitter ausgerichtet sind, sammelt sich nach längerem Sprühen Flüssigkeit auf dem Gitter an. Passen Sie ggf. die Düsenposition an.</li>
	<li>Stellen Sie die Position des flüssigen Ethanbechers ein, indem Sie den Eintaucharm mit montierter Pinzette manuell in seine Endposition bewegen (bis in den Ethanbecher reichen). Bei richtiger Einrichtung erreicht ein gitter, das von der Pinzette gehalten wird, ungefähr die Mitte des flüssigen Ethanbechers.</li>
	<li>Überprüfen Sie, ob das "Run-Skript" die gewünschten Flussraten, Volumes und Timings verwendet. Siehe Abschnitt 'Die Ausführungssequenz' oben für Details.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass nichts den Weg des Kolbens behindert. Saugen Sie das Puffervolumen an, das für einen einzelnen Lauf in die Spritze 1 erforderlich ist. Dies geschieht in der Steuerungssoftware, siehe Abschnitt 'Die Ausführungsreihenfolge' für typische Einstellungen und Lautstärken. Stellen Sie dann sicher, dass Ventil 1 in die Position "Dispense" geschaltet ist. Führen Sie einen Testlauf durch, indem Sie in der Steuerungssoftware auf Skript ausführen drücken. ACHTUNG: Halten Sie sich vom TED fern, bis die Ausführungssequenz abgeschlossen ist. Bewegliche Teile können Verletzungen verursachen!</li>
	<li>Wenn die "Laufsequenz" beendet ist, stellen Sie den Druck auf den Eintaucharm auf den gewünschten Wert ein (typischerweise 1-2 bar). Erst dann drücken Sie OK in der Steuerungssoftware, um den Druck vom Eintaucharm abzulassen. Wenn die "Laufsequenz" oder der Druck auf den Eintaucharm angepasst werden müssen, können diese Einstellungen in diesem Stadium geändert und die Schritte 1.13 - 1.15 wiederholt werden.</li>
</ol>2. Schnelle Netzvorbereitung
<ol><li>Füllen Sie den behälter für flüssiges Ethan/Stickstoff zuerst mit flüssigem Stickstoff. Wenn ausreichend kalt und frei von flüssigem Stickstoff, füllen Sie den Becher mit flüssigem Ethan. Vermeiden Sie die Erstarrung des flüssigen Ethans. Dieser Schritt ist derselbe wie bei der herkömmlichen Netzvorbereitung. HINWEIS: Um die Ethankontamination zu minimieren, stellen Sie sicher, dass die Schritte 2.2 - 2.13 so schnell wie möglich durchgeführt werden. ACHTUNG: Flüssiges Ethan ist ein Kryogen und brennbar. Bei der Handhabung ist Vorsicht geboten.</li>
	<li>Bereiten Sie Kryo-EM-Gitter für die Glühentladung vor. Wir verwenden typischerweise löchrige Kohlenstoffgitter und Glühentladung für 90 s, bei 0,1 mbar Luftdruck und 10 mA. Normalerweise werden nicht mehr als 4 Gitter gleichzeitig entladen. Die Gitter werden innerhalb von 30 Minuten nach dem Glühen verwendet.</li>
	<li>Gleichgewichten des Schlauchs mit der Probe (gemäß den Schritten 1.9.1 - 1.9.5, wobei Probe anstelle von Puffer verwendet wird). Wenn das verfügbare Probenvolumen gering ist, kann der Schlauch mit nur 1 Totvolumen ausgeglichen werden.</li>
	<li>Saugen Sie die Probenmenge, die für einen einzelnen Durchlauf in spritze 1 benötigt wird, in der Steuerungssoftware ab (siehe Abschnitt "Die Ausführungssequenz" für Details). Schalten Sie dann Ventil 1 in die Position "Dispense".</li>
	<li>Überprüfen Sie, ob die relative Luftfeuchtigkeit den gewünschten Wert erreicht hat (wir bereiten normalerweise Gitter bei 60 % relativer Luftfeuchtigkeit oder höher vor). Sobald ≥ 60 % Luftfeuchtigkeit erreicht ist, öffnen Sie die Feuchtigkeitskammer nur für eine minimale Zeit, um eine hohe Luftfeuchtigkeit aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Legen Sie die Pinzette mit einem glühend entladenen Gitter in den pneumatischen Kolben und befestigen Sie sie. Bewegen Sie den Kolben in seine Startposition (oben).</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass sich der Schieber des Potentiometers in der Startposition befindet, bereit für die Messung, indem Sie ihn manuell bewegen, um den Kolben zu kontaktieren. Stellen Sie den Auslöser am Oszilloskop in der Oszilloskop-Software ein.</li>
	<li>Stellen Sie den Behälter für flüssiges Ethan/Stickstoff auf.</li>
	<li>Drücken Sie in der Steuerungssoftware auf Skript ausführen. Wenn Sie dazu aufgefordert werden, klicken Sie in der Steuerungssoftware auf OK, um die Ausführung zu starten. ACHTUNG: Halten Sie sich vom TED fern, bis die Ausführungssequenz abgeschlossen ist. Bewegliche Teile können Verletzungen verursachen!</li>
	<li>Sobald die "Laufsequenz" abgeschlossen ist, lassen Sie den Druck auf den pneumatischen Kolben los, indem Sie in der Steuerungssoftware auf OK klicken.</li>
	<li>Öffnen Sie die Feuchtigkeitskammer, lösen Sie die Verbindung zwischen Eintaucharm und Pinzette mit einer Hand, während Sie die Pinzette mit der anderen sichern. Wenn die Pinzette frei ist, bewegen Sie den Eintauchenarm nach oben, während Sie das Gitter im flüssigen Ethan halten. Anschließend wird das Gitter auf seinen Speicherplatz in der umgebenden FlüssigkeitN2 übertragen. Nach dem Einfrieren muss das Gitter jederzeit auf der Temperatur der FlüssigkeitN 2 gehalten werden.</li>
	<li>Speichern Sie die Oszilloskopmessung. Setzen Sie anschließend die Position des Potentiometer-Schiebers und des Kolbens manuell zurück.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 2.4-2.12, um Replikatraster vorzubereiten</li>
	<li>Übertragen Sie die Raster in den Langzeitspeicher bis zum Grid-Clipping und der Datenerfassung.</li>
	<li>Waschen Sie das System mit Puffer gemäß den Schritten 1.9.1 - 1.9.5. Waschen Sie dann das System mit H2O gemäß den Schritten 1.9.1 - 1.9.5.</li>
	<li>Schalten Sie den Hauptstickstoffgasregler aus und schalten Sie die Stromversorgung aus.</li>
	<li>Stellen Sie den Ethan/Stickstoffbehälter in einen Abzug, um ihn aufwärmen zu lassen und das flüssige Ethan undN2 verdampfen zu lassen.</li>
</ol>3. Zeitaufgelöste Kryo-EM
HINWEIS: Wenn zeitaufgelöste Experimente mit dem TED durchgeführt werden, sind zusätzliche Aspekte zu berücksichtigen, obwohl der grundlegende Aufbau und die Variablen gleich bleiben. Es wird hier angenommen, dass zwei Lösungen in einem Verhältnis von 1:1 (v/v) gemischt werden, um das endgültige Gemisch zu erzeugen, das sich auf dem Gitter ablagert. Befolgen Sie das unter '1. Schnelle Netzvorbereitung mit dem TED', mit folgenden Änderungen:
<ol><li>Verwenden Sie für Mischversuche höhere Stammkonzentrationen als für einfache Sprühexperimente. Das Mischen in einem Verhältnis von 1:1 (v/v) führt zu einer 2-fachen Verdünnung jeder Komponente.</li>
	<li>Verwenden Sie für ein schnelles Mischexperiment alle drei Spritzen und nicht nur eine einzige.<ol>
<li>Schläuche an Spritzenpumpen 2-3 befestigen.</li>
		<li>Befestigen Sie Schläuche aus Spritzenpumpen 2-3 an der Sprühdüse.</li>
		<li>Gleichicht alle drei Spritzen im Puffer aus und probe separat. Typischerweise wird die Spritze 1 mit Probe A und die Spritzen 2-3 mit Probe B gefüllt (Abbildung 3).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ändern Sie die Ausführungsreihenfolge. Ein Beispiel für eine Laufsequenz mit allen 3 Spritzen für ein Schnellmischexperiment ist in Abbildung 6 dargestellt. Siehe auch Abschnitt 'Die Ausführungssequenz' für Details.</li>
	<li>Unterschiedliche Zeitverzögerungen können auf zwei Arten erreicht werden:<ol>
<li>Ändern Sie die Kolbengeschwindigkeit. Durch die Einstellung der Kolbendrehzahl kann die Zeitverzögerung in einem relativ engen Bereich verändert werden. Bei einem Sprüh-/Ethanabstand von 2 cm kann der Kolben beispielsweise mit 1 m/s bzw. 2 m/s bewegt werden, um eine Zeitverzögerung von 20 ms bzw. 10 ms zu erhalten. Dies geschieht wie in Schritt 1.15 beschrieben.</li>
		<li>Ändern Sie die Sprüh-/Ethanposition, indem Sie die (vertikale) Position der Sprühdüse anpassen. Wird die Düse beispielsweise in einem Abstand von 5 cm von der Ethanoberfläche positioniert, ergibt eine Tauchgeschwindigkeit von 1 m/s eine Zeitverzögerung von 50 ms. Um deutlich längere Zeitverzögerungen zu erreichen, sind weitere Modifikationen am Setup erforderlich. HINWEIS: Aufgrund der laminaren Strömung im Strömungsfokussierungsbereich der Düse erwarten wir keine signifikante Durchmischung in diesem Teil der Düse. Stattdessen erwarten wir, dass die Vermischung während der Sprüherzeugung, in Tröpfchen auf dem Weg zum Gitter und während der Tröpfchenausbreitung auf dem Gitter auftritt. Die Flugzeit für Sprühtröpfchen, die das Gitter erreichen, wird ≤ 1 ms geschätzt (bei einer Tröpfchengeschwindigkeit von ≥ 10 m/s und einem Düsengitterabstand von 1 cm). Somit gilt nur die Zeit zwischen Tröpfchenlandung und Vitrifikation als "Zeitverzögerung".</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Murphy, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rotary+substates+of+mitochondrial+ATP+synthase+reveal+the+basis+of+flexible+F1-Fo+coupling%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Rotary substates of mitochondrial ATP synthase reveal the basis of flexible F1-Fo coupling.</a> Science. 364, (2019).</li>
<li>Benton, D. J., Gamblin, S. J., Rosenthal, P. B., Skehel, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+transitions+in+influenza+haemagglutinin+at+membrane+fusion+pH%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Structural transitions in influenza haemagglutinin at membrane fusion pH.</a> Nature. , 1-4 (2020).</li>
<li>Dance, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+motion+on+ice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Molecular motion on ice.</a> Nature Methods. , 1-5 (2020).</li>
<li>D'Imprima, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+denaturation+at+the+air-water+interface+and+how+to+prevent+it%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Protein denaturation at the air-water interface and how to prevent it.</a> Elife. 8, 42747(2019).</li>
<li>Noble, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reducing+effects+of+particle+adsorption+to+the+air-water+interface+in+cryo-EM%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Reducing effects of particle adsorption to the air-water interface in cryo-EM.</a> Nature Methods. 15, 793-795 (2018).</li>
<li>Klebl, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Need+for+speed%3A+Examining+protein+behaviour+during+cryoEM+grid+preparation+at+different+timescales%5BTitle%5D)+AND+%22BioRxiv%22%5BJournal%5D)">Need for speed: Examining protein behaviour during cryoEM grid preparation at different timescales.</a> BioRxiv. , (2020).</li>
<li>Ravelli, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-EM+structures+from+sub-nl+volumes+using+pin-printing+and+jet+vitrification%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Cryo-EM structures from sub-nl volumes using pin-printing and jet vitrification.</a> Nature Communications. 11, 1-9 (2020).</li>
<li>Arnold, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blotting-free+and+lossless+cryo-electron+microscopy+grid+preparation+from+nanoliter-sized+protein+samples+and+single-cell+extracts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Blotting-free and lossless cryo-electron microscopy grid preparation from nanoliter-sized protein samples and single-cell extracts.</a> Journal of Structural Biology. 197, 220-226 (2017).</li>
<li>Razinkov, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+vitrifying+samples+for+cryoEM%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">A new method for vitrifying samples for cryoEM.</a> Journal of Structural Biology. 195, 190-198 (2016).</li>
<li>Feng, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fast+and+effective+microfluidic+spraying-plunging+method+for+high-resolution+single-particle+cryo-EM%5BTitle%5D)+AND+%22Structure%22%5BJournal%5D)">A fast and effective microfluidic spraying-plunging method for high-resolution single-particle cryo-EM.</a> Structure. 25, 663-670 (2017).</li>
<li>Ashtiani, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+femtolitre+droplets+using+surface+acoustic+wave+based+atomisation+for+cryo-EM+grid+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Delivery of femtolitre droplets using surface acoustic wave based atomisation for cryo-EM grid preparation.</a> Journal of Structural Biology. 203, 94-101 (2018).</li>
<li>Rubinstein, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shake-it-off%3A+a+simple+ultrasonic+cryo-EM+specimen-preparation+device%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Crystallographica+Section+D%3A+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Shake-it-off: a simple ultrasonic cryo-EM specimen-preparation device.</a> Acta Crystallographica Section D: Structural Biology. 75, (2019).</li>
<li>Mäeots, M. -E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+microfluidics+enables+kinetic+insight+from+time-resolved+cryo-EM%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Modular microfluidics enables kinetic insight from time-resolved cryo-EM.</a> Nature Communications. 11, 1-14 (2020).</li>
<li>Kontziampasis, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cryo-EM+grid+preparation+device+for+time-resolved+structural+studies%5BTitle%5D)+AND+%22IUCrJ%22%5BJournal%5D)">A cryo-EM grid preparation device for time-resolved structural studies.</a> IUCrJ. 6, (2019).</li>
<li>Klebl, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sample+deposition+onto+cryo-EM+grids%3A+from+sprays+to+jets+and+back%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Crystallographica+Section+D%3A+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Sample deposition onto cryo-EM grids: from sprays to jets and back.</a> Acta Crystallographica Section D: Structural Biology. 76, (2020).</li>
<li>White, H., Thirumurugan, K., Walker, M., Trinick, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+second+generation+apparatus+for+time-resolved+electron+cryo-microscopy+using+stepper+motors+and+electrospray%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">A second generation apparatus for time-resolved electron cryo-microscopy using stepper motors and electrospray.</a> Journal of Structural Biology. 144, 246-252 (2003).</li>
<li>Kaledhonkar, S., Fu, Z., White, H., Frank, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKaledhonkar%2C+S+%22Protein+Complex+Assembly%22">Protein Complex Assembly</a>. , Springer. 59-71 (2018).</li>
<li>Trebbin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+liquid+jet+system+with+compatibility+for+atmospheric+and+high-vacuum+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic liquid jet system with compatibility for atmospheric and high-vacuum conditions.</a> Lab on a Chip. 14, 1733-1745 (2014).</li>
<li>Klebl, D. P., Sobott, F., White, H. D., Muench, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On-grid+and+in-flow+mixing+for+time-resolved+Cryo-EM%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Crystallographica+Section+D%3A+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">On-grid and in-flow mixing for time-resolved Cryo-EM.</a> Acta Crystallographica Section D: Structural Biology. , (2021).</li>
<li>He, S., Scheres, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Helical+reconstruction+in+RELION%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Helical reconstruction in RELION.</a> Journal of Structural Biology. 198, 163-176 (2017).</li>
<li>Millar, N. C., Geeves, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+limiting+rate+of+the+ATP-mediated+dissociation+of+actin+from+rabbit+skeletal+muscle+myosin+subfragment+1%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Letters%22%5BJournal%5D)">The limiting rate of the ATP-mediated dissociation of actin from rabbit skeletal muscle myosin subfragment 1.</a> FEBS Letters. 160, 141-148 (1983).</li>
<li>Kasas, S., Dumas, G., Dietler, G., Catsicas, S., Adrian, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vitrification+of+cryoelectron+microscopy+specimens+revealed+by+high-speed+photographic+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microscopy%22%5BJournal%5D)">Vitrification of cryoelectron microscopy specimens revealed by high-speed photographic imaging.</a> Journal of Microscopy. 211, 48-53 (2003).</li>
<li>Glaeser, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defocus-dependent+Thon-ring+fading%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Defocus-dependent Thon-ring fading.</a> bioRxiv. , (2020).</li>
<li>Bagshaw, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+beginner%27s+guide+to+flow+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22The+Biochemist%22%5BJournal%5D)">A beginner's guide to flow kinetics.</a> The Biochemist. 42, (2020).</li>
</ol>

Die Protokolle in dieser Arbeit können für eine schnelle Gittervorbereitung durch direktes Sprühen und TrEM-Experimente verwendet werden. Die schnelle Gittervorbereitung kann verwendet werden, um Partikelwechselwirkungen mit der Luftwasserschnittstelle zu reduzieren5. Die Haupteinschränkungen sind die verfügbare Probenkonzentration und die Eisdicke auf dem Gitter. Innerhalb dieser Grenzen und unter der Voraussetzung, dass die Probenqualität gut ist, erzeugt das Protokoll Gitter, die für hochauflös...

Hintergrund Jüngste Entwicklungen in der Kryo-Elektronenmikroskopie (Kryo-EM) haben Strukturstudien von immer komplexeren Systemen mit hoher Auflösung ermöglicht. Mit wenigen Ausnahmen beschränkten sich solche Studien auf biologische Makromoleküle im Gleichgewicht1 oder relativ langsame Reaktionen2. Viele Prozesse in vivo laufen auf einer schnelleren Zeitskala (Millisekunden) ab und es besteht ein zunehmendes Interesse an zeitaufgelöster Kryo-EM (TrEM) auf diesen Zeitskalen3. Die herkömmliche Kryo-EM-Probenvorbereitung durch die Blotting-Methode ist jedoch zu langsam für Millisekunden-TrEM.
Die Blotting-Methode hat neben der schlechten Zeitauflösung noch andere Einschränkungen. Proteine und Proteinkomplexe können unter Denaturierung oder bevorzugter Orientierung auf Gitternleiden 4. Es hat sich gezeigt, dass die Verringerung der Expositionszeit gegenüber der Luft-Wasser-Grenzfläche während der Probenvorbereitung die bevorzugte Orientierung und Proteindenaturierung verringert5,6. So ermöglicht eine schnelle Netzvorbereitung nicht nur Millisekunden-TrEM, sondern kann auch die Netzqualität verbessern.
Derzeit gibt es drei verschiedene Ansätze zur automatisierten Netzvorbereitung. Der erste Ansatz verwendet einen Stift oder eine Kapillare, die eine kleine Menge an Probe enthält. Nach der Herstellung des Kontakts zwischen der Flüssigkeit und der Gitteroberfläche wird die Probe auf das Gitter7,8"geschrieben". Der Beispielantragsprozess ist relativ langsam und dauert einige Sekunden. Ein alternativer Ansatz verwendet die kontrollierte Tröpfchenerzeugung durch einen Piezospender und selbstableitende Gitter9. Dies ermöglicht schnellere Dosier- bis Gefrierzeiten, ist aber immer noch durch Tröpfchen- und Dochtgeschwindigkeit begrenzt (derzeit 54 ms). Der bisher schnellste Ansatz ist der direkte Sprühansatz, bei dem die Probe in einer Sprühdüse zerstäubt wird und sich die kleinen (~ 10 - 20 μm) und schnellen (&gt; 5 m/s) Tröpfchen bei Kontakt mit dem Kryo-EM-Gitter ausbreiten. Das Probenspray kann auf verschiedene Arten wie Luftstrahlzerstäuber, oberflächenakustische Wellen oder Ultraschallbefeuchter10 , 11,12,13erzeugt werden. Nach unserer Erfahrung ist die Eisdicke beim direkten Sprühansatz größer, aber das direkte Sprühen ermöglicht das Dosieren gefrieren &lt; 10 ms.
Dieses Protokoll beschreibt Schritt für Schritt, wie ein zeitaufgelöstes EM-Gerät (TED), das mit einer mikrofluidischen Sprühdüse ausgestattet ist, verwendet werden kann, um Gitter auf einer schnellen Zeitskalavorzubereiten 14,15. Das Gerät wurde verwendet, um Gitter mit einer minimalen Verzögerungszeit von 6 ms zwischen Probenanwendung und Einfrieren vorzubereiten und zwei Proben schnell zu mischen und einzufrieren. Das Design des TED basiert auf einer Vorgängerversion16 und ähnelt anderen sprühbasierten zeitaufgelösten Kryo-EM-Geräten17.
Zunächst werden die vier Hauptteile des TED-Setups beschrieben. Das Herzstück des TED ist die Liquid Handling Unit, die für die Probenabsaugung und -dosierung zuständig ist. Ein pneumatischer Kolben bewegt das Gitter durch das Spray in das flüssige Ethan. Die Erzeugung des Sprays erfolgt mit mikrofluidischen Sprühdüsen und das Einfrieren erfolgt in einem flüssigen Ethanbehälter, die kurz beschrieben werden. Schließlich werden die zusätzlichen Funktionen zur Steuerung der Netzumgebung, insbesondere der Luftfeuchtigkeit, hervorgehoben. Es folgen detaillierte Protokolle für den Betrieb des Gerätes und für die Durchführung von TrEM-Experimenten. Repräsentative Ergebnisse werden für eine schnelle Netzvorbereitung und ein einfaches TrEM-Experiment gegeben.
Versuchsaufbau
Die Liquid-Handling-Einheit Das Liquid-Handling-System des TED besteht aus drei Spritzenantriebspumpen ("Pumpen 1 - 3"), die jeweils mit einer Zellenradschleuse ausgestattet sind (Abbildung 1). Ein Netzteil versorgt die Pumpen 1 - 3 mit 24 V DC. Die Kommunikation mit der Steuerungssoftware (geschrieben in Visual Basic und C++) erfolgt über eine RS232-Schnittstelle zu Pump 1. Die Befehle werden über die seriellen E/A-Erweiterungsports von Pumpe 1 bis Pumpen 2-3 verteilt. Die Pumpen 1-3 sind mit Glasspritzen ausgestattet ('Spritzen 1-3', wir verwenden hier 250 μL/Null Totvolumen spritzen). Jedes Ventil hat zwei Positionen, "Load" und "Dispense". Die "Last"-Position wird verwendet, um die Probe in die Spritze abzusaugen. Ein kurzes Stück (~ 3 - 4 cm) aus 1/16" O.D., 0,01′′ I.D. FEP-Schläuchen ist über ETFE/ETFE-Flansch-Verschlussstücke mit der "Last"-Position der Ventile 1-3 verbunden. Dieses kurze Stück Schlauch reicht in das Probenreservoir (typischerweise ein 1,5 ml oder 0,5 ml Kunststoffröhrchen). Die "Dispense"-Position führt zur Sprühdüse. Die Verbindung zwischen dem "Dispense"-Auslass und der Sprühdüse erfolgt durch PE-Schläuche (~ 20-30 cm Länge, 0,043" O.D., 0,015" I.D.), mit einem kurzen Stück Hülsenschlauch (~ 0,5 cm) und ETFE/ETFE-Flansch-Fittings.
Der pneumatische Kolben Der TED verwendet einen pneumatischen Kolben, um das Gitter zu beschleunigen und es durch das Probenspray in den flüssigen Ethanbehälter zu bewegen. Eine Unterdruckpinzette hält das Gitter, das in eine selbstgebaute Halterung geschraubt wird, die an einem Doppelstab-Pneumatikzylinder montiert ist (Abbildung 2A).
Der Druck wird von einer großen Stickstoffgasflasche (Größe W) geliefert, die mit einem mehrstufigen Regler (0 - 10 bar, "Hauptdruck") ausgestattet ist. Flexibler verstärkter PVC-Schlauch (12 mm O.D.) verbindet den Regler mit einem 12-Port-Verteiler, in dem unter Druck stehender Stickstoff an die Düse und den pneumatischen Kolben abgegeben wird. Der Gasfluss durch die Düse ist konstant und wird direkt am Stickstoffzylinder geregelt (Hauptdruck). Die Verbindung zur Düse erfolgt mit PU-Schläuchen (4 mm O.D., 2,5 mm I.D.), einem kurzen Stück PE-Schlauch (~ 8 cm Länge, 0,043" O.D., 0,015" I.D.) und entsprechenden Anschlüssen. Der Druck auf den pneumatischen Kolben wird über ein Magnetventil gesteuert. PU-Schläuche (4 mm O.D., 2,5 mm I.D.) verbinden das Magnetventil mit einem Regler und dem pneumatischen Kolben, um einen reduzierten Tauchdruck (≤ Hauptdruck) zu ermöglichen. Das Magnetventil ist computergesteuert. Eine schematische Übersicht über das Setup finden Sie in Abbildung 2B.
Beachten Sie, dass bei diesem Setup der Tauchdruck immer gleich oder kleiner als der Sprühgasdruck (Hauptdruck) ist. Das Setup kann jedoch leicht geändert werden, indem ein zweiter Regler vor der Sprühdüse integriert wird, um höhere Tauchgeschwindigkeiten bei niedrigem Sprühgasdruck zu ermöglichen. Hohe Drücke (&gt;&gt; 2 bar) können die PDMS-Sprühdüse beschädigen.
ACHTUNG: Dies ist ein Drucksystem und der "Hauptdruck" sollte immer &lt; 7 bar betragen.
Für den pneumatischen Kolben werden typischerweise Drücke zwischen 0,5 und 2 bar verwendet und zeigen ein annähernd lineares Verhältnis zwischen Druck und Geschwindigkeit (an der vertikalen Position des Sprays). Tauchgeschwindigkeiten werden mit einem Oszilloskop gemessen, das mit einem Schiebepotentiometer (10 kΩ) und parallel mit einem 2 kΩ-Widerstand verbunden ist(Abbildung 2C). Ein Netzteil versorgt das Potentiometer mit 9 V DC. Während die ungefähre Tauchgeschwindigkeit vor dem Experiment durch Einstellen des Tauchdrucks eingestellt wird, liefert das Potentiometer eine genaue Ablesung der Geschwindigkeit nach dem Experiment.
Sprühdüsen und Flüssigethanbehälter Die Herstellung und der Betrieb gasdynamischer virtueller Düsen für die sprühbasierte Probenabgabe wurde an anderer Stelle ausführlich beschrieben15. Wie oben beschrieben, sind die "Dosierauslässe" der Ventile 1-3 mit den Flüssigkeitseinlässen der Düse verbunden (Abbildung 3A). Das unter Druck stehende Sprühgas wird mit dem Gaseinlass der Düse verbunden. Die Einlässe in den PDMS-Sprühdüsen sind so, dass 0,043" O.D. PE-Schläuche direkt ohne Armaturen verwendet werden können. Unser Düsendesign enthält eine "Jet-in-Jet"-Geometrie zum Mischen von zwei Proben, ähnlich der in Referenz 18 beschriebenenVorrichtung. Ein Schema des Designs ist in Abbildung 3Bdargestellt, ein mikroskopisches Bild einer Düse ist in Abbildung 3Cdargestellt. Das Layout des mikrofluidischen Geräts erfordert die Verwendung von drei Spritzen, um zwei Proben zu mischen. Die Sprühdüse wird typischerweise in 1-1,5 cm Abstand vom Gitter positioniert (während der Probenanwendung).
Wir verwenden flüssiges Ethan als Kryogen in einem flüssigen Ethan/ Stickstoffbehälter, wie es für die Standard-Blotting-Methode verwendet wird. Die vertikale Positionierung des flüssigen Ethanbechers wird mit einer Laborhebebühne erreicht.
Steuerung der Sprüh- und Gitterumgebung Der Kolben und die Sprühdüse sind in einer speziell angefertigten PMMA-Box (Acrylglas) mit einer Doppeltür enthalten (Abbildung 4A). Eine hohe relative Luftfeuchtigkeit im Inneren der Box wird durch ein Luftbefeuchtungssystem an der Rückseite des TED erreicht (Abbildung 4B). Die Luft wird von einer Pumpe zugeführt und in einen ersten 10-Zoll-Kanister (typischerweise für die Reinigung von Wasser unter der Spüle verwendet) eingespeist. Der Kanister ist mit einem niedrigen Wasserstand (~ 5-10 cm) gefüllt und beherbergt auch eine Luftbefeuchtereinheit. Die Stromversorgung des Luftbefeuchters wird über einen digitalen Feuchtigkeits-/Temperaturregler und einen Feuchtigkeits-/Temperatursensor im Inneren der Acrylglasbox gesteuert. Der Regler ist so eingestellt, dass die Pumpe ausgeschaltet wird, wenn die relative Luftfeuchtigkeit ≥ 90 % erreicht. Befeuchtete Luft aus dem ersten Kanister wird durch einen Diffusor gepumpt, in einem zweiten 10-Zoll-Kanister in Wasser getaucht und gelangt dann in den Acrylglaskasten.
ACHTUNG: Da die Probe in der Sprühdüse aerosolisiert wird, sind gefährliche biologische oder chemische Proben nicht als Proben geeignet.
Die Laufsequenz Die Schaltfläche Skript ausführen in der Steuerungssoftware initiiert die Ausführungssequenz. Diese Befehlsfolge kann in einer Skriptdatei vordefiniert und durch die Software verändert werden. Die wichtigsten Variablen werden hier erklärt:
Sprühgeschwindigkeit: Die Sprühgeschwindigkeit bestimmt den Flüssigkeitsdurchfluss, der von der Spritzenpumpe verwendet wird. Der Durchfluss kann wie folgt berechnet werden: Die hier eingesetzten Spritzenpumpenmotoren haben eine feste Schrittgröße. Die gesamte Palette der Pumpe ist in 48.000 Schritte unterteilt. Der zweite wichtige Faktor ist das Spritzenvolumen. Wir verwenden typischerweise 250 μL Spritzen. Die Sprühgeschwindigkeit in der Steuerungssoftware wird als Anzahl der Schritte/Sekunde eingestellt. Eine Sprühgeschwindigkeit von 1000 Schritten/Sekunde entspricht:
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/62199/62199eq01.jpg">
Sprühvolumen: Das Sprühvolumen bestimmt das zu sprühene Gesamtvolumen. Somit bestimmt es auch die Dauer des Sprays. Die Sprühmenge in der Steuerungssoftware wird in mehreren Schritten eingestellt. Ein Sprühvolumen von 2000 Schritten, bei einer Sprühgeschwindigkeit von 1000 Schritten/Sekunde, führt zu einer Sprühdauer von 2 s und einem Gesamtvolumen von 10,4 μL.
Vorsprühzeit: Diese Variable definiert die Zeit zwischen dem Beginn des Sprays und dem Eintauchen. Es ist wichtig, die Verzögerungszeit so zu wählen, dass das Spray genügend Zeit hat, sich zu stabilisieren, bevor es das Gitter eintaucht. Normalerweise wird dem Spray 1,5 - 4 s gegeben, um sich zu stabilisieren, bevor das Gitter eingetaucht wird. Das Spray wird so lange aufrechterhalten, bis sich das Gitter durchbewegt hat. Normalerweise wird der Flüssigkeitsfluss (und damit das Spray) 0,5 bis 1 s gestoppt, nachdem das Gitter eingetaucht wurde. Bei einer Sprühgeschwindigkeit von 1000 Schritten/s und einem Sprühvolumen von 2000 Schritten beträgt eine typische Vorsprühzeit beispielsweise 1,5 s.
Eine beispielhafte Abfolge von Befehlen ist in Abbildung 5Adargestellt, die Rasterposition über die Zeit ist in Abbildung 5Bdargestellt.

<table><tbody><tr><td><stark>zeitaufgelöstes Gerät</stark></td>Acrylglaskasten USA wissenschaftlicher digitaler Feuchte-/Temperaturregler THE20 digitaler Feuchte-/Temperaturregler Doppelstangen-Pneumatikzylinder Doppelstangen-Pneumatikzylinder TN 10x70 FEP-Schlauch <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Upchurch Scientific 1/16" Außendurchmesser, 0,01'' I.D. FEP-Schläuche</td><td></td><td></td></tr><tr><td>flanschlose Verschraubungen</td><td>Upchurch Scientific ETFE/ETFE flanschlose Verschraubungen</td> flexible verstärkte PVC-Schläuche <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>12 mm Außendurchmesser flexible verstärkte PVC-Schläuche</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glasspritzen</td><td>Kloehn 250 &micro; L</td> Totvolumen-Luftbefeuchterpumpe <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Interpret Aqua Air AP3</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flüssigethanbehälter</td><td>von Thermo/FEI VitrobotTM Mark IV</td><td></td><td></td></tr><tr><td>mehrstufiger Regler</td><td>GASARC Klasse 3 mehrstufiger Regler</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unterdruckpinzette</td><td>Dumont N5 Inox B Unterdruckpinzette</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oszilloskop</td><td>Hantek 6022BE Oszilloskop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE-Schläuche</td><td>Scientific Commodities Inc. 0.043" Außendurchmesser, 0,015" I.D. PE-Schläuche</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Netzteil</td><td>Mean Well GSM160A24-R7B</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Netzteil</td><td>Wanptek KPS305D Netzteil</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PU-Schlauch</td><td>SMC TU0425 4 mm Außendurchmesser, 2,5 mm Innendurchmesser PU-Schlauchregler</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Norgren R72G-2GK-RMN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schiebepotentiometer</td><td>PS100 Schiebepotentiometer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Magnetventil</td><td>SMC NVJ314M Magnetventil</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spritzenantrieb Pumpen</td><td>Kloehn V6 48K Modell</td><td></td><td></td></tr><tr><td><stark>Reagenzien & Reagenzien Materialien</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Apoferritin aus Pferdemilz</td><td>Sigma-Aldrich, A3660</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ATP</td><td>Sigma-Aldrich, A2383</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kryo-EM-Gitter</td><td>Quantifoil 300 mesh Cu, R 1.2/1.3</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich E3889</td><td></td><td></td></tr><tr><td>F-Aktin</td><td>Zur Verfügung gestellt von H.D. White (zum Präparationsverfahren siehe Ref. 1)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glühentlader</td><td>Cressington 208 Carbon Coater mit Glimmentladungseinheit</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich, H7006</td><td></td><td></td></tr><tr><td>KAc</td><td>Sigma-Aldrich, P1190</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma-Aldrich, M8266</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MOPS</td><td>Sigma-Aldrich, M1254</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich, S9888</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Skelettmuskelmyosin S1</td><td>Bereitgestellt von H.D. White (für das Präparationsverfahren siehe Ref. 2)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ref 1</td><td>Spudich, J. A. & Watt, S. Die Regulation der Kontraktion der Skelettmuskulatur von Kaninchen I. Biochemische Untersuchungen der Wechselwirkung des Tropomyosin-Troponin-Komplexes mit Aktin und den proteolytischen Fragmenten von Myosin. Zeitschrift für biologische Chemie 246, 4866-4871 (1971).</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ref 2</td><td>Weiß, H. & Taylor, E. Energetik und Mechanismus der Aktomyosin-Adenosintriphosphatase. Biochemistry 15, 5818-5826 (1976).</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

schnelle gittervorbereitung für zeitaufgelöste kryo-elektronenmikroskopie

Fast Grid Preparation for Time-Resolved Cryo-Electron Microscopy

Das Gebiet der Kryo-Elektronenmikroskopie (Kryo-EM) entwickelt sich rasant mit neuer Hardware und Verarbeitungsalgorithmen, die Strukturen mit höherer Auflösung und Informationen über anspruchsvollere Systeme erzeugen. Die Probenvorbereitung für Kryo-EM erlebt eine ähnliche Revolution, wobei neue Ansätze entwickelt werden, um die traditionellen Blotting-Systeme zu ersetzen. Dazu gehören der Einsatz von piezoelektrischen Spendern, Pin-Druck und Direktspritzen. Als Ergebnis dieser Entwicklungen steigt die Geschwindigkeit der Netzvorbereitung von Sekunden auf Millisekunden, was neue Möglichkeiten bietet, insbesondere im Bereich der zeitaufgelösten Kryo-EM, wo Proteine und Substrate schnell gemischt werden können, bevor sie einfrieren und kurzlebige Zwischenzustände einfangen. Hier beschreiben wir im Detail ein Standardprotokoll zur Erstellung von Gittern auf unserem hauseigenen zeitaufgelösten EM-Gerät sowohl für die standardmäßige schnelle Netzvorbereitung als auch für zeitaufgelöste Experimente. Das Protokoll erfordert mindestens etwa 50 μL Proben in Konzentrationen von ≥ 2 mg/ ml für die Herstellung von 4 Gittern. Die Verzögerung zwischen Probenanwendung und Einfrieren kann bis zu 10 ms beträgen. Eine Einschränkung ist die erhöhte Eisdicke bei höheren Geschwindigkeiten und im Vergleich zur Blotting-Methode. Wir hoffen, dass dieses Protokoll anderen helfen wird, ihre eigenen Grid-Making-Geräte zu entwerfen und diejenigen, die an der Entwicklung zeitaufgelöster Experimente interessiert sind.

Schnelle Netzvorbereitung mit dem TED Als Prüfling für die schnelle Gittervorbereitung haben wir Apoferritin aus Pferdespelz bei 20 μM in 30 mM HEPES, 150 mM NaCl, pH 7,5 verwendet. Eine Rekonstruktion bei einer Auflösung von 3,5 Å wurde aus 690 Mikroaufnahmen wie in Referenz15 beschrieben (Abbildung 7A) erhalten. Der Defokussbereich wurde so gewählt, dass Partikel in den Rohbildern leicht identifiziert werden können (Abbildung...

Hier bieten wir ein detailliertes Protokoll für die Verwendung eines schnellen Gitterherstellungsgeräts sowohl für die schnelle Gitterherstellung als auch für das schnelle Mischen und Einfrieren, um zeitaufgelöste Experimente durchzuführen.

Schnelle Gittervorbereitung für zeitaufgelöste Kryo-Elektronenmikroskopie

The field of cryo-electron microscopy (cryo-EM) is rapidly developing with new hardware and processing algorithms, producing higher resolution structures ...

Hallo und willkommen zu diesem JoVE"-Video. Wir möchten Ihnen das Setup vorstellen, das wir hier für die schnelle Grid-Erstellung haben, eine zeitaufgelöste Studie, die wir in Leeds entwickeln. Seien Sie sich bewusst, dass dies kein Standardsystem ist, aber wir hoffen, dass Sie durch eine detaillierte Darstellung aller Dinge und Parameter, die wir tun, in der Lage sein werden, ähnliche Systeme in Ihren eigenen Labors zu entwickeln.Eine detaillierte Beschreibung des Geräts finden Sie im Richmond-Protokoll. Hier geben wir eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für eine schnelle Netzvorbereitung und zeitaufgelöste EM. Unserer Erfahrung nach sollte die Proteinkonzentration zwei Milligramm pro Milliliter oder höher betragen. Das Protokoll erfordert ein Mindestvolumen von etwa 50 Mikrolitern.Schalten Sie das Gerät ein. Schalten Sie dann den Steuerungs-PC ein und starten Sie die Steuerungssoftware. Initialisieren Sie alle Spritzenpumpen, indem Sie die Initialisierungstaste an jeder Spritzenpumpe drücken.Schalten Sie das Potentiometer-Netzteil ein, stellen Sie es auf neun Volt ein und starten Sie die Oszilloskop-Steuerungssoftware. Druck stehendes Stickstoffgas wird benötigt, um das Spray zu erzeugen. Öffnen Sie den Stickstoffzylinder und stellen Sie den Druck auf 2 bar ein.Stellen Sie sicher, dass sich alle Spritzenpumpenventile in der Lastposition befinden. Schalten Sie dazu alle Ventile in der Steuerungssoftware zur Dosierung und dann wieder zur Last. Stellen Sie alle Spritzen auf Null.Alle im System vorhandenen Luftblasen sollten in diesem Stadium entfernt werden. Dazu müssen die Spritzen möglicherweise abschrauben, Blasen manuell entfernt und die Spritzen wieder montiert werden, wenn sie keine Blasen mehr enthalten. Das Liquid-Handling-System wird in der Regel in Wasser gelagert.Vor dem Laden der Probe wird das System mit Puffer ausgeglichen. Dies geschieht, indem der Schlauch mit einem Überschuss an Puffer gewaschen wird. Legen Sie ein Röhrchen mit mindestens 200 Mikrolitern Puffer auf die Spritze.Die Oberseite des Rohres muss durchbohrt werden, um es zu befestigen. Saugen Sie eine geeignete Menge Puffer zwischen 50 und hundert Mikrolitern mit spritze eins mit der Steuerungssoftware ab. Schalterventil eins zu dosieren.Geben Sie die gesamte Flüssigkeit in eine Spritze. Bringen Sie das erste Ventil in die Ladeposition zurück und drücken Sie die Initialisierungstaste an der Spritze eins, um das System für den nächsten Waschgang vorzubereiten. Diese Schritte werden in der Regel dreimal wiederholt, um eine gründliche Wäsche des Schlauches zu gewährleisten.Als nächstes wird die Sprühdüse positioniert. Legen Sie ein EM-Gitter in den Eintauchenarm. Positionieren Sie das Gitter vor der Sprühdüse.Puffer mit der Steuerungssoftware dosieren. Wenn Düse und Gitter ausgerichtet sind, sollte sich nach dem Sprühen über einen längeren Zeitraum Flüssigkeit ansammeln. Passen Sie ggf. die Düsenposition an und prüfen Sie dann erneut, wo sich die Flüssigkeit auf dem Gitter ansammelt.Als nächstes passen Sie die Position des Ethanbechers an. Die Spitze der Pinzette sollte ungefähr bis zur Mitte des Ethanbechers reichen. Führen Sie einen Testlauf durch, um sicherzustellen, dass alle Einstellungen korrekt sind.Schließen Sie die Feuchtigkeitskammer. Stellen Sie sicher, dass der Weg des Kolbens frei ist. Saugen Sie das Puffervolumen an, das für einen einzelnen Lauf in eine Spritze erforderlich ist.Schalterventil eins zu dosieren. Starten Sie den Lauf, indem Sie run'in der Steuerungssoftware drücken. Überprüfen Sie, ob sich die Spritzenpumpe eins bewegt, in diesem Fall zwei Sekunden, und das Gitter wird nach einer entsprechenden Verzögerung, 1,5 Sekunden hier, eingetaucht.Wenn der Lauf beendet ist, stellen Sie den Druck auf den Kolbenarm auf den gewünschten Wert ein. Drücken Sie OK'in der Steuerungssoftware, um den Druck vom Eintauchenarm abzulassen. Jetzt ist der Ethanbecher kühl und mit flüssigem Ethan gefüllt.Glühen-Entladen Sie die Gitter vor dem Gebrauch. Eine typische Glühentladung beträgt 90 Sekunden bei 10 Milliampere in 0,1 Millibar Luft. Der Schlauch wird dann mit der Probe ausgeglichen.Wenn das verfügbare Probenvolumen gering ist, kann der Schlauch mit nur einem Totvolumen ausgeglichen werden. Aspirationsprobe. Typischerweise beträgt das Totvolumen etwa 30 Mikroliter.Schalterventil eins zu dosieren. Dosieren Sie die Probe durch Schlauch und Düse. Saugen Sie dann die Für einen einzelnen Durchlauf erforderliche Probenmenge ab.Schalterventil eins zu dosieren. Überprüfen Sie, ob die relative Luftfeuchtigkeit den gewünschten Wert erreicht hat. In der Regel bereiten wir Raster zu 60% oder höher vor.Dies kann einige Minuten dauern. Legen Sie die Pinzette mit einem glühenden Gitter in den Eintauchenarm. Platzieren Sie den Potentiometerschieber in der Startposition, bereit für die Geschwindigkeitsmessung.Stellen Sie den Auslöser für die Geschwindigkeitsmessung in der Oszilloskop-Software ein. Stellen Sie den flüssigen Ethanbecher in die Nähe der Feuchtigkeitskammer. Stellen Sie sicher, dass der Weg des Kolbens frei ist.Starten Sie den Lauf in der Steuerungssoftware. Wenn der Lauf beendet ist, drücken Sie OK'in der Steuerungssoftware, um den Druck vom Eintaucharm abzulassen. Öffnen Sie die Feuchtigkeitskammer, lösen Sie die Verbindung zwischen Eintaucharm und Pinzette.Bewegen Sie den Eintauchenarm nach oben, während Sie das Gitter in flüssigem Ethan halten. Dann werden die Gitter in flüssigen Stickstoff und in die Lagerung überführen. Speichern Sie die Oszilloskopmessung.Setzen Sie die Position des Potentiometer-Schiebers und -Kolbens manuell zurück. Wiederholen Sie das Protokoll, um Replikatraster vorzubereiten. Zeitaufgelöste Experimente werden auf ähnliche Weise durchgeführt.Für zeitaufgelöste Experimente sind aufgrund der Verdünnung im Mischschritt höhere Stoffkonzentrationen erforderlich. Verwenden Sie für ein zeitaufgelöstes Experiment alle drei Spritzen. Die Schläuche werden an den Spritzenpumpen und an der Sprühdüse befestigt.Die hier eingesetzte mikrofluidische Sprühdüse enthält ebenfalls ein Mischelement. Beachten Sie, dass längere Röhrchen ein größeres Totvolumen ergeben und Waschgleichgewichtsschritte mehr Puffer und Probe erfordern. Alle Spritzen mit Puffer und Probe separat ausgleichen.Typischerweise wird Spritze eins für Probe A verwendet und Spritzen zwei und drei werden für Probe B verwendet'Nachdem der Schlauch ausgeglichen ist, laden Sie Probe A in Spritze eins und Probe B in Spritze zwei und drei. Dann schalten Sie die Ventile eins bis drei zum Dosieren. Starten Sie den Lauf in der Steuerungssoftware.Beachten Sie, dass für ein zeitaufgelöstes Experiment ein anderes Ausführungsskript erforderlich ist. Unterschiedliche Zeitverzögerungen können auf zwei Arten erreicht werden. Durch Die Einstellung der Kolbengeschwindigkeit kann die Zeitverzögerung vom Mischen bis zum Einfrieren geändert werden.Eine schnellere Tauchgeschwindigkeit führt zu einer kürzeren Zeitverzögerung. Alternativ wird der Sprühethanabstand durch Einstellung der vertikalen Position der Sprühdüse verändert. Eine Erhöhung der Entfernung führt zu einer längeren Zeitverzögerung.Im Elektronenmikroskop bei geringer Vergrößerung sieht ein typisches Gitter so aus. Bereiche mit dünnem Eis, wie angegeben, eignen sich für die Datenerfassung. Bei höheren Vergrößerungen sollten Partikel deutlich sichtbar sein.Bei einem Prüfling wie Apoferritin reicht ein relativ kleiner Datensatz aus einem einzigen Raster für eine Rekonstruktion bei drei bis vier Angström Auflösung aus. Für zeitaufgelöste Experimente sammeln wir Datensätze von verschiedenen Zeitpunkten oder Gittern. Es ist nützlich, die Daten für die 3D-Klassifizierung zu kombinieren und dann Partikel zu ihren Zeitpunkten zurückzuverfolgen.Auf diese Weise können die Daten strukturelle Informationen und Informationen über die Reaktionskinetik liefern. Abschließend hoffen wir, dass Ihnen das Video gefallen hat. Wir hoffen, dass Sie mit den detaillierten Beschreibungen im JoVE-Papier zusammen mit dem Video in der Lage sein werden, Ihre eigenen Experimente über rapid grid making durchzuführen, von denen gezeigt wurde, dass sie einige der Probleme durch Mutation lindern oder bei Interaktionen an der Luft-Wasser-Schnittstelle helfen, alles, was Sie für die Durchführung Ihrer eigenen zeitaufgelösten Studien benötigen, um zu versuchen, einige dieser Nichtgleichgewichtszustände einzufangen.Also, glückliches Grid-Making.

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Research

Forschung

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Biochemistry

Biochemie

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