Name: Generierung eines vereinfachten dreidimensionalen Skin-on-a-Chip-Modells in einer mikrobearbeiteten mikrofluidischen Plattform (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-17T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 30 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung eines vereinfachten Skin-on-a-Chip-Modells mit mikrobearbeiteten Vinylschichten und Parallelflussmethode. Diese kostengünstige Plattform ermöglicht Hochdurchsatz-Tests für Arzneimittel und Kosmetika.

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Wir danken Dr. Javier Rodríguez, Dr. María Luisa López, Carlos Matellán und Juan Francisco Rodríguez herzlich für sehr hilfreiche Anregungen, Diskussionen und/oder vorläufige Daten. Wir danken auch den Beiträgen von Sergio Férnandez, Pedro Herreros und Lara Stolzenburg zu diesem Projekt. Besonderer Dank geht an Dr. Marta García für GFP-gekennzeichnete hFBs und hKCs. Schließlich würdigen wir die hervorragende technische Unterstützung von Guillermo Vizcaíno und Angélica Corral. Diese Arbeit wurde unterstützt durch das "Programa de Actividades de I+D entre Grupos de Investigación de la Comunidad de Madrid", Projekt S2018/BAA-4480, Biopieltec-CM. Diese Arbeit wurde auch durch das "Programa de excelencia", Projekt EPUC3M03, CAM, unterstützt. CONSEJERÍA DE EDUCACIÓN E INVESTIGACIÓN.

1. Chipdesign und Mikrobearbeitungsparameter
<ol><li>Entwerfen Sie die mikrofluidischen Chipschichten mit der Open-Source-Designsoftware FreeCAD. Die Abmessungen der Kanäle sind Tabelle 1 zu entnehmen. Fügen Sie vier Löcher mit einem Durchmesser von 2,54 mm in das Design ein, um einen maßgeschneiderten Aligner für eine korrekte Schichtüberlagerung zu verwenden.</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>Länge (μm)</td>
			<td>Breite (μm)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Unterhaus</td>
			<td>28,400</td>
			<td>800</td>
		</tr>
<tr>
<td>Obere Kammer</td>
			<td>31,000</td>
			<td>800</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Abmessungen des oberen und unteren Kanals des Geräts.
<ol start="2"><li>Schneiden Sie 95 μm dicke, klebende, transparente Vinylplatten in 30 cm x 30 cm große Quadrate, damit sie richtig in den Plotter passen.</li>
	<li>Verwenden Sie die Brother CanvasWorkspace-Software, um einen 30 cm x 30 cm großen Arbeitsbereich zu erstellen und ihn mit den entworfenen Mustern für die verschiedenen Schichten des Chips zu füllen (Abbildung 1A). Speichern Sie es in einer .svg Datei.</li>
	<li>Schneiden Sie die 30 cm x 30 cm großen Vinylplatten mit dem Kantenplotter aus (Abbildung 1B-D).<ol>
<li>Kleben Sie die Vinylplatte auf eine Klebematte mit geringer Klebrigkeit und beseitigen Sie bei Bedarf alle Luftblasen.</li>
		<li>Laden Sie die .svg Datei auf den Plotter hoch und stellen Sie die Schnittparameter ein: Schneidklinge: Ebene 3; Schnittdruck: Stufe 0; Schnittgeschwindigkeit: Stufe 1. Legen Sie die Klebematte mit dem Vinyl in den Plotter und starten Sie den Schneidvorgang.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schneiden Sie das obere Kanalmuster auf 12 μm dickem doppelseitigem Klebeband-Vinyl aus, indem Sie die vorherigen Schritte ausführen.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62353/62353fig1v2.jpg"> Abbildung 1: Chip-Design und Mikrobearbeitungsprozess. (A) Software-Layout, das den Arbeitsbereich zeigt, der sowohl mit den oberen als auch mit den unteren Mustern gefüllt ist, die für den Chip entworfen wurden. ( B) Kantenplotter während des Schneidvorgangs; Schneidklinge, ganze Vinylplatte und Klebematte werden gezeigt. (C) Gemustertes Vinyl, das vom geschnittenen Blatt getrennt wird. (D) Probe einer selbstklebenden Vinylschicht, die mit dem oberen Kanaldesign gemustert ist. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62353/62353fig1v2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
2. PDMS-Schichtherstellung
<ol><li>Mischen Sie das PDMS und das Härter im Verhältnis 10: 1 (v / v) und legen Sie die Mischung für 15 min unter Vakuum, um Luftblasen zu entfernen. Gießen Sie 55 ml der Mischung in eine 55 cm2 quadratische Kulturschale, um eine 2 mm dicke Schicht zu erhalten. Entfernen Sie Blasen mit einer Nadel.</li>
	<li>Härten Sie die Mischung (Schritt 2.1) im Ofen für 1 h bei 80 °C aus. Entformen Sie das PDMS und schneiden Sie es mit den Chipabmessungen in Rechtecke. Machen Sie mit einer 18 G Spritzennadel Löcher für den Schlauch.</li>
</ol>3. Chipmontage
HINWEIS: Zum besseren Verständnis siehe Abbildung 2.
<ol><li>Montieren Sie das gesamte Gerät mit einem Aligner, um Kanäle, Ein- und Auslässe richtig einzustellen. Stapeln Sie vier Vinylschichten (mit dem entsprechenden unteren Mikromuster) für die Montage des unteren Kanals und bewahren Sie das Abdeckband der unteren Schicht auf, um ein Verkleben am Aligner zu vermeiden.</li>
	<li>Schneiden Sie die poröse Membran aus Polycarbonat (PC) aus und legen Sie sie auf den unteren Kanal, um sie vom oberen kanal zu trennen. Achten Sie darauf, die Einlässe des unteren Kanals nicht zu bedecken.</li>
	<li>Fügen Sie zehn Vinylschichten mit dem oberen Kammerdesign hinzu. Kleben Sie eine doppelseitige Klebeband-Vinylschicht mit dem oberen Kanalmuster auf die Oberseite. Entfernen Sie den Chip aus dem Aligner und kleben Sie ihn auf den Glasobjektträger.</li>
	<li>Legen Sie eine 2 mm dicke PDMS-Folie auf die doppelseitige Bandvinylschicht, um eine angemessene Verankerung für den Schlauch zu gewährleisten und Leckagen zu vermeiden. Lassen Sie über Nacht ein Gewicht auf dem Chip, um sicherzustellen, dass der Chip vollständig wasserdicht ist. Sterilisieren Sie den Chip, indem Sie 70% v / v Ethanol für 5 min spülen, und waschen Sie ihn dann mit destilliertemH2O.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62353/62353fig02.jpg"> Abbildung 2: Mikrofluidische Chip-Baugruppe. (A) Allgemeines Schema der Montage des Produkts. Die untere und die obere Kammer bestehen aus vier bzw. elf übereinander liegenden Vinylplatten. (B) Obere und seitliche Ansichten des mikrofluidischen Chips. Der obere und untere Kanal werden in Rosa bzw. Blau dargestellt. (C) Bild der Chip-Baugruppe mit einem maßgeschneiderten Aligner. (D) Chipbild nach vollständiger Montage. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62353/62353fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
4. Pumpenanschlüsse
ANMERKUNG: Die grafische Darstellung der Pumpenanschlüsse ist in Abbildung 3 dargestellt.
<ol><li>Schließen Sie Pumpe 1 an den oberen Kammereinlass 1 (UCi1) an.</li>
	<li>Schließen Sie Pumpe 2 an den oberen Kammereinlass 2 (UCi2) an.</li>
	<li>Schließen Sie Pumpe 3 an den Unteren Kammereinlass (LCi) an.</li>
	<li>Schließen Sie Upper Chamber Outlet (UCo) und Lower Chamber Outlet (LCo) an ein Abfallrohr an.</li>
	<li>Verbinden Sie die Spritzen mit Polytetrafluorethylen (PTFE)-Schläuchen und 18 G Edelstahlsteckern mit jedem Einlass.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62353/62353fig03.jpg"> Abbildung 3: Pumpenanschlüsse und Position der Ein-/Auslässe. (A) Diagramm, das den Anschluss der drei verschiedenen Pumpen an ihre jeweiligen Einlässe zeigt. Auslässe werden an einen Abfallbehälter angeschlossen. (B) Chipbild mit beschrifteten Ein- und Auslässen. Abkürzungen: LCi = Unterkammereinlass; LCo = unterer Kammerauslass; UCi1 = Oberkammereinlass 1; UCi2 = Oberkammereinlass 2; UCo = oberer Kammerauslass. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62353/62353fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
5. Zellkultur
HINWEIS: Die HaCaT-Zelllinie hat einen kommerziellen Ursprung. Menschliche primäre Fibroblasten stammen von gesunden Spendern und wurden aus der Sammlung biologischer Proben menschlichen Ursprungs gewonnen, die im "Registro Nacional de Biobancos para Investigación Biomédica del Instituto de Salud Carlos III" registriert sind.
<ol><li>Arbeiten Sie in einer Zellkulturhaube, die zuvor unter ultraviolettem Licht sterilisiert und mit Ethanol abgewischt wurde.</li>
	<li>H2B-GFP-HaCaT-Zellen (humane immortalisierte Hautkeratinozyten, hKCs) und GFP-humane primäre Fibroblasten (hFBs) bei 37 °C auftauen, 2 ml Kulturmedium hinzufügen und 7 min bei 20 °C bei 250 × gzentrifugieren. HINWEIS: H2B-GFP-HaCaT-Zellen sind humane immortalisierte Keratinozyten, die modifiziert wurden, um ein hybrides H2B-grün fluoreszierendes Protein (GFP) aus Histon zu exprimieren, das ihre Kerne mit grüner Fluoreszenz versorgt. GFP-hFBs sind humane primäre Fibroblasten, die mit dem Vektor pLZRS-IRES-EGFP transformiert wurden, um zytoplasmatische grüne Fluoreszenz zu exprimieren. Diese Zellen wurden nach den zuvor veröffentlichten Protokollen30,31 modifiziert.
</li>
	<li>Kultur sowohl hKCs als auch hFBs in 1x DMEM, ergänzt mit 10% fetalem Rinderserum und 1% antibiotischer/antimykotischer Lösung. Das Kulturmedium vor Gebrauch bei 37 °C vorwärmen.</li>
	<li>Lösen Sie die Zellen, indem Sie sie mit 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) waschen, 2 ml Trypsin/Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) hinzufügen und 10 min bei 37 °C inkubieren.</li>
	<li>Inaktivieren Sie Trypsin und fügen Sie 4 ml Kulturmedium hinzu. Resuspendieren Sie die Zellen und übertragen Sie sie in eine 15 ml Röhre. Entfernen Sie 10 μL, um die Zellen auf einer Neubauer-Kammer zu zählen und die entsprechende Konzentration zu bestimmen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie das 15 mL Röhrchen für 7 min bei 20 °C bei 250 × g. Entfernen Sie den Überstand und resuspenieren Sie die Pellets in der gewünschten Konzentration: hFBs bei 50.000 Zellen/ml und hKCs bei 5·× 106 Zellen/ml.</li>
</ol>6. Fibrinogen-Pre-Gel-Zubereitung
<ol><li>Aktivieren Sie Thrombin, indem Sie 1 ml CaCl2 (1% w/v in NaCl) in die Durchstechflasche geben.</li>
	<li>Fügen Sie die folgenden Komponenten hinzu, um 1 ml eines Fibrinhydrogels bei einer Endgültigen Konzentration von Fibrin von 3,5 mg/ml zu erhalten: 59 μL aktiviertes Thrombin (10 NIH-Einheiten/ml), 59 μL Tranexamsäure(Materialtabelle,100 mg/ml), 764 μL Kulturmedium mit 50.000 hFBs/ml, 118 μL Fibrinogen (20 mg/ml in NaCl (0,9 % w/v)). HINWEIS: Fibrinogen muss im letzten Moment hinzugefügt werden.</li>
</ol>7. Paralleles Flussprotokoll
<ol><li>Pumpe 1x PBS mit Pumpe 3 durch den LCi bei 50 μL/min während des gesamten Prozesses.</li>
	<li>Pumpen Sie Opferflüssigkeit (1x PBS) mit Pumpe 2 durch die UCi2 bei 100 μL/min.</li>
	<li>Laden Sie die Spritze mit dem Vorgel ein, legen Sie sie schnell in Pumpe 1 und lassen Sie sie mit 200 μL/min laufen(Abbildung 4A).</li>
	<li>Stoppen Sie die Pumpen 1 und 2, sobald das Vorgel das UCo verlässt.</li>
	<li>Lassen Sie den Chip, ohne den Schlauch zu entfernen, bei 37 °C für mindestens 10 min, um eine Gelierung zu ermöglichen.</li>
	<li>Pumpen Sie kulturmedium bei 50 μL/h mit Pumpe 3 bis UCi2 über Nacht.</li>
	<li>Blockieren Sie UCi1 mit einer Kappe.</li>
</ol>8. hKCs Monolayer Seeding
<ol><li>Überprüfen Sie unter dem Mikroskop, ob hFBs 24 h nach der Bildung des Hautkompartiments verteilt sind.</li>
	<li>Stellen Sie die hKCs mit Pumpe 2 bis UCi2 bei 5 ×·106 Zellen/ml bei 40 μL/min für 1 min vor (Abbildung 4B).</li>
	<li>Lassen Sie den Chip über Nacht bei 37 °C in einem feuchtigkeitsgesättigten Inkubator zur Zellbefestigung.</li>
	<li>Frischkulturmedium mit Pumpe 3 nur durch LCi bei 50 μL/min pumpen (Abbildung 4C).</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62353/62353fig04.jpg"> Abbildung 4: Mikrofluidisches Protokoll zur Erzeugung des dermo-epidermalen Konstrukts. (A) Querquerschnitt, der den parallelen Strömungsprozess zur Erzeugung des dermalen Kompartiments zeigt. (B) Keratinozyten-Monolayer-Aussaat 24 h nach der Erzeugung des hauten Kompartiments. (C) Zellkulturpflege innerhalb der mikrofluidischen Vorrichtung. (D) Querschnittsnachbildung der Haut im Inneren des Chips. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62353/62353fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
9. Zelllebensfähigkeitstest
HINWEIS: Das Live/Dead Kit färbt Zellen mit grüner oder roter Fluoreszenz, abhängig von ihrem lebenden oder toten Zustand. Für eine ordnungsgemäße Rentabilitätsdifferenzierung müssen in diesem Schritt nicht fluoreszierende hKCs und hFBs verwendet werden. Alle Schritte im Verfahren werden durch UCi2 mit Pumpe 2 durchgeführt.
<ol><li>Waschen Sie den oberen Kanal mit 1x PBS für 5 min bei 50 μL/min, um das Kulturmedium zu entfernen.</li>
	<li>Pumpen Sie Luft, um die 1x PBS bei 50 μL/min zu entfernen.</li>
	<li>Bereiten Sie die Lösung Calcein AM/Ethidium homodimer-1 Kit (Live/Dead) vor, indem Sie die Anweisungen des Herstellers befolgen.</li>
	<li>Pumpe Lebend/Tot Lösung bei 50 μL/min für 2 min.</li>
	<li>30 min bei 37 °C im Dunkeln inkubieren.</li>
	<li>Waschen Sie den oberen Kanal, indem Sie 1x PBS bei 50 μL /min für 2 min pumpen, um das verbleibende Reagenz zu entfernen.</li>
	<li>Beobachten Sie die Probe unter dem konfokalen Mikroskop. Verwenden Sie eine Anregungswellenlänge von 495/590 nm und eine Emissionswellenlänge von 519/617 nm für lebende bzw. tote Zellen.</li>
</ol>

<ol><li>McNamee, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+tiered+approach+to+the+use+of+alternatives+to+animal+testing+for+the+safety+assessment+of+cosmetics%3A+Eye+irritation%5BTitle%5D)+AND+%22Regulatory+Toxicology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">A tiered approach to the use of alternatives to animal testing for the safety assessment of cosmetics: Eye irritation.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 54 (2), 197-209 (2009).</li>
<li>Mathes, S. H., Ruffner, H., Graf-Hausner, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+skin+models+in+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">The use of skin models in drug development.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 69-70, 81-102 (2014).</li>
<li>Abd, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin+models+for+the+testing+of+transdermal+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Pharmacology%3A+Advances+and+Applications%22%5BJournal%5D)">Skin models for the testing of transdermal drugs.</a> Clinical Pharmacology: Advances and Applications. 8, 163-176 (2016).</li>
<li>Flaten, G. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+skin+models+as+a+tool+in+optimization+of+drug+formulation%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">In vitro skin models as a tool in optimization of drug formulation.</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 75, 10-24 (2015).</li>
<li>Avci, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+skin+disease+for+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opinion+on+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Animal models of skin disease for drug discovery.</a> Expert Opinion on Drug Discovery. 8 (3), 331-355 (2014).</li>
<li>Mak, I. W., Evaniew, N., Ghert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lost+in+translation%3A+animal+models+and+clinical+trials+in+cancer+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Lost in translation: animal models and clinical trials in cancer treatment.</a> American Journal of Translational Research. 6 (2), 114-118 (2014).</li>
<li>Pronko, P. P., VanRompay, P. A., Zhang, Z., Nees, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pronko+et+al.+Reply%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Pronko et al. Reply.</a> Physical Review Letters. 86 (7-12), 1387(2001).</li>
<li>H.R.2858 - Humane Cosmetics Act. 114th Congress. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://congress.gov/bill/114th-congress/house-bill/2858">https://congress.gov/bill/114th-congress/house-bill/2858</a> (2016).</li>
<li>Global in-vitro toxicology testing market report: size, share & trends analysis 2014-2015. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.prnewswire.com/news-releases/global-in-vitro-toxicology-testing-market-report-size-share--trends-analysis-2014-2025-300704958.html">https://www.prnewswire.com/news-releases/global-in-vitro-toxicology-testing-market-report-size-share--trends-analysis-2014-2025-300704958.html</a> (2018).</li>
<li>Zhang, Z., Michniak-Kohn, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+human+skin+equivalents%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered human skin equivalents.</a> Pharmaceutics. 4 (1), 26-41 (2012).</li>
<li>OECD. In vitro skin corrosion: reconstructed human epidermis (RhE) test method. Test Guideline No.431. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22OECD+Guideline+for+Testing+of+Chemicals%22">OECD Guideline for Testing of Chemicals</a>. , (2019).</li>
<li>Almeida, A., Sarmento, B., Rodrigues, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insights+on+in+vitro+models+for+safety+and+toxicity+assessment+of+cosmetic+ingredients%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Insights on in vitro models for safety and toxicity assessment of cosmetic ingredients.</a> International Journal of Pharmaceutics. 519 (1-2), 178-185 (2017).</li>
<li>vanden Broek, L. J., Bergers, L. I. J. C., Reijnders, C. M. A., Gibbs, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+and+future+Prospectives+in+Skin-on-Chip+Development+with+Emphasis+on+the+use+of+Different+Cell+Types+and+Technical+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reviews+and+Reports%22%5BJournal%5D)">Progress and future Prospectives in Skin-on-Chip Development with Emphasis on the use of Different Cell Types and Technical Challenges.</a> Stem Cell Reviews and Reports. 13 (3), 418-429 (2017).</li>
<li>Ataç, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin+and+hair+on-a-chip%3A+In+vitro+skin+models+versus+ex+vivo+tissue+maintenance+with+dynamic+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Skin and hair on-a-chip: In vitro skin models versus ex vivo tissue maintenance with dynamic perfusion.</a> Lab on a Chip. 13 (18), 3555-3561 (2013).</li>
<li>Abaci, H. E., Gledhill, K., Guo, Z., Christiano, A. M., Shuler, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pumpless+microfluidic+platform+for+drug+testing+on+human+skin+equivalents%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Pumpless microfluidic platform for drug testing on human skin equivalents.</a> Lab on a Chip. 15 (3), 882-888 (2015).</li>
<li>Wu, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Full-thickness+human+skin-on-chip+with+enhanced+epidermal+morphogenesis+and+barrier+function%5BTitle%5D)+AND+%22Materials+Today%22%5BJournal%5D)">Full-thickness human skin-on-chip with enhanced epidermal morphogenesis and barrier function.</a> Materials Today. 21 (4), 326-340 (2017).</li>
<li>Materne, E. -M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+multi-organ+chip+-+a+microfluidic+platform+for+long-term+multi-tissue+coculture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">The multi-organ chip - a microfluidic platform for long-term multi-tissue coculture.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (98), e52526(2015).</li>
<li>Schimek, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioengineering+of+a+full-thickness+skin+equivalent+in+a+96-well+insert+format+for+substance+permeation+studies+and+organ-on-a-chip+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Bioengineering of a full-thickness skin equivalent in a 96-well insert format for substance permeation studies and organ-on-a-chip applications.</a> Bioengineering. 5 (2), 43(2018).</li>
<li>Alberti, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-chamber+microfluidic+platform+for+high-precision+skin+permeation+testing%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Multi-chamber microfluidic platform for high-precision skin permeation testing.</a> Lab on a Chip. 17, 1625-1634 (2017).</li>
<li>Bhatia, S. N., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+organs-on-chips%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+BIotechnology%22%5BJournal%5D)">Microfluidic organs-on-chips.</a> Nature BIotechnology. 32 (8), 760-772 (2014).</li>
<li>Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+3D+cell+culture+to+organs-on-chips%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">From 3D cell culture to organs-on-chips.</a> Trends in Cell Biology. 21 (12), 745-754 (2011).</li>
<li>Wufuer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin-on-a-chip+model+simulating+inflammation%2C+edema+and+drug-based+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Skin-on-a-chip model simulating inflammation, edema and drug-based treatment.</a> Scientific Reports. 6, 37471(2016).</li>
<li>Ramadana, Q., Ting, F. C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+micro-physiological+immune-competent+model+of+the+human+skin%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">In vitro micro-physiological immune-competent model of the human skin.</a> Lab on a Chip. 16, 1899-1908 (2016).</li>
<li>Kim, K., Jeon, H. M., Choi, K. C., Sung, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+effectiveness+of+Curcuma+longa+leaf+extract+on+a+skin+equivalent+using+a+pumpless+skin-on-a-chip+model%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Testing the effectiveness of Curcuma longa leaf extract on a skin equivalent using a pumpless skin-on-a-chip model.</a> International Journal of Molecular Sciences. 21 (11), 3898(2020).</li>
<li>Halldorsson, S., Lucumi, E., Gómez-Sjöberg, R., Fleming, R. M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantages+and+challenges+of+microfluidic+cell+culture+in+polydimethylsiloxane+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Biosensors+and+Bioelectronics%22%5BJournal%5D)">Advantages and challenges of microfluidic cell culture in polydimethylsiloxane devices.</a> Biosensors and Bioelectronics. 63, 218-231 (2015).</li>
<li>Huh, D., Matthews, B. D., Mammoto, A., Montoya-Zavala, M., Hsin, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstituting+organ-level+lung+functions+on+a+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Reconstituting organ-level lung functions on a chip.</a> Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).</li>
<li>Huh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+human+disease+model+of+drug+toxicity+-+induced+pulmonary+edema+in+a+lung-on-a-chip+microdevice%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">A human disease model of drug toxicity - induced pulmonary edema in a lung-on-a-chip microdevice.</a> Scientific Translational Medicine. 4 (159), (2012).</li>
<li>Beckwitt, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+%27+organ+on+a+chip+%27%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Liver ' organ on a chip '.</a> Experimental Cell Research. 363 (1), 15-25 (2018).</li>
<li>Poceviciute, R., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human-gut-microbiome+on+a+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Human-gut-microbiome on a chip.</a> Nature Biomedical Engineering. 3 (7), 500-501 (2019).</li>
<li>Kanda, T., Sullivan, K. F., Wahl, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histone-GFP+fusion+protein+enables+sensitive+analysis+of+chromosome+dynamics+in+living+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Histone-GFP fusion protein enables sensitive analysis of chromosome dynamics in living mammalian cells.</a> Current Biology. 8 (7), 377-385 (1998).</li>
<li>Escámez, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+optimal+virus-mediated+growth+factor+gene+delivery+for+human+cutaneous+wound+healing+enhancement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Dermatology%22%5BJournal%5D)">Assessment of optimal virus-mediated growth factor gene delivery for human cutaneous wound healing enhancement.</a> Journal of Investigative Dermatology. 128 (6), 1565-1575 (2008).</li>
<li>Llames, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+plasma+as+a+dermal+scaffold+for+the+generation+of+a+completely+autologous+bioengineered+skin%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Human plasma as a dermal scaffold for the generation of a completely autologous bioengineered skin.</a> Transplantation. 77 (3), 350-355 (2004).</li>
<li>Llames, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+results+of+an+autologous+engineered+skin%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tissue+Bank%22%5BJournal%5D)">Clinical results of an autologous engineered skin.</a> Cell Tissue Bank. 7 (1), 47-53 (2006).</li>
<li>Cubo, N., Garcia, M., del Cañizo, J. F., Velasco, D., Jorcano, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+bioprinting+of+functional+human+skin%3A+production+and+in+vivo+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">3D bioprinting of functional human skin: production and in vivo analysis.</a> Biofabrication. 9 (1), 015006(2016).</li>
<li>Mori, N., Morimoto, Y., Takeuchi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin+integrated+with+perfusable+vascular+channels+on+a+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Skin integrated with perfusable vascular channels on a chip.</a> Biomaterials. 116, 48-56 (2017).</li>
<li>Kim, H. J., Li, H., Collins, J. J., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+microbiome+and+mechanical+deformation+to+intestinal+bacterial+overgrowth+and+inflammation+in+a+human+gut-on-a-chip%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Contributions of microbiome and mechanical deformation to intestinal bacterial overgrowth and inflammation in a human gut-on-a-chip.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (1), 7-15 (2016).</li>
<li>Shah, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidics-based+in+vitro+model+of+the+gastrointestinal+human-microbe+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">A microfluidics-based in vitro model of the gastrointestinal human-microbe interface.</a> Nature Communications. 7, 11535(2016).</li>
<li>Marx, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human-on-a-chip%27+developments%3A+A+translational+cuttingedge+alternative+to+systemic+safety+assessment+and+efficiency+evaluation+of+substances+in+laboratory+animals+and+man%5BTitle%5D)+AND+%22Alternatives+to+Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Human-on-a-chip' developments: A translational cuttingedge alternative to systemic safety assessment and efficiency evaluation of substances in laboratory animals and man.</a> Alternatives to Laboratory Animals. 40 (5), 235-257 (2012).</li>
<li>Bein, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+organ-on-a-chip+models+of+human+intestine%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Gastroenterology+and+Hepatology%22%5BJournal%5D)">Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine.</a> Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).</li>
<li>Bennet, D., Estlack, Z., Reid, T., Kim, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microengineered+human+corneal+epithelium-on-a-chip+for+eye+drops+mass+transport+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">A microengineered human corneal epithelium-on-a-chip for eye drops mass transport evaluation.</a> Lab on a Chip. 18, 1539-1551 (2018).</li>
<li>Kim, H. J., Huh, D., Hamilton, G., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+gut-on-a-chip+inhabited+by+microbial+flora+that+experiences+intestinal+peristalsis-like+motions+and+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Human gut-on-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow.</a> Lab on a chip. 12, 2165-2174 (2012).</li>
<li>Kim, H. J., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gut-on-a-chip+microenvironment+induces+human+intestinal+cells+to+undergo+villus+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+Biology%22%5BJournal%5D)">Gut-on-a-chip microenvironment induces human intestinal cells to undergo villus differentiation.</a> Integrative Biology. 5 (9), 1130-1140 (2013).</li>
<li>O'Neill, A. T., Monteiro-Riviere, N. A., Walker, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+microfluidic+human+epidermal+keratinocyte+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotechnology%22%5BJournal%5D)">Characterization of microfluidic human epidermal keratinocyte culture.</a> Cytotechnology. 56 (3), 197-207 (2008).</li>
<li>Ren, K., Chen, Y., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+materials+for+microfluidics+in+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">New materials for microfluidics in biology.</a> Current Opinion in Biotechnology. 25, 78-85 (2014).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Die Motivation, diese Methode zu entwickeln, war der Wunsch, Hauterkrankungen zu modellieren und die Auswirkungen neuer und innovativer Therapien in einer Hochdurchsatzplattform zu untersuchen. Bis heute produziert dieses Labor diese dermo-epidermalen Äquivalente, indem es - entweder manuell oder mit Hilfe der 3D-Bioprinting-Technologie - das Fibringel mit Fibroblasten in eine Zellkultur-Einlegeplatte gießt und die Keratinozyten darauf aussät. Sobald die Keratinozyten den Zusammenfluss erreichen, wird die 3D-Kultur der L...

In jüngster Zeit wurden Fortschritte bei der Entwicklung und Produktion von In-vitro-Modellen für die menschliche Haut zur Analyse der Toxizität kosmetischer und pharmazeutischer Produkteerzielt 1. Forscher in der Pharma- und Hautpflegeindustrie haben Tiere verwendet, wobei Mäuse am häufigsten vorkommen, um ihre Produkte zu testen2,3,4,5. Das Testen von Produkten an Tieren ist jedoch nicht immer prädiktiv für das Ansprechen beim Menschen, was häufig zu Arzneimittelversagen oder nebenwirkungen beim Menschen und folglich zu wirtschaftlichen Verlusten führt5,6. Das Vereinigte Königreich war das erste Land, das 1998 die Verwendung von Tieren für kosmetische Tests verbot. Später, im Jahr 2013, verbot die EU die Prüfung und Approbation von Kosmetika an Tieren (EU-Kosmetikverordnung Nr. 1223/2009)7.
Dieses Verbot wird auch von anderen Ländern in Betracht gezogen, wie z.B. im "Humane Cosmetics Act" in den USA8. Neben ethischen Bedenken machen die anatomischen Unterschiede zwischen Tier- und Menschenhaut Tierversuche zeitaufwendig, teuer und oft unwirksam. Darüber hinaus wird erwartet, dass der globale Markt für In-vitro-Toxikologie-Tests bis 2025 26,98 Milliarden US-Dollar erreichenwird 9. Aus diesen Gründen besteht die Notwendigkeit, neue Methoden und Alternativen für diese In-vitro-Studien zu entwickeln, wie z. B. biotechnologisch hergestellte menschliche Hautmodelle, die es ermöglichen, die Sicherheit und toxische Wirkung von Kosmetika und Arzneimitteln ohne den Einsatz von Tieren zu testen.
Es gibt zwei verschiedene Arten von kommerziell erhältlichen, in vitro, menschlichen Hautmodellen. Der erste Typ besteht aus geschichteten epidermalen Äquivalenten, die mehrere Schichten differenzierender Keratinozyten enthalten, die auf verschiedenen Materialien ausgesät werden. Einige von ihnen wurden von der Organisation für wirtschaftliche Zusammenarbeit und Entwicklung (OECD) genehmigt und vom Europäischen Zentrum zur Validierung alternativer Methoden (ECVAM) für Hautkorrosions- und Reizungstests validiert, wie EpiDerm oder SkinEthic10,11,12. Der zweite Typ sind Vollhautäquivalente mit einer Schicht differenzierender menschlicher Keratinozyten, die auf einem dreidimensionalen (3D) Gerüst ausgesät sind, das Fibroblasten wie T-Skin und EpiDerm-FT enthält. Diese Modelle werden jedoch unter statischen Bedingungen kultiviert, was sie nicht in der Lage macht, die physiologischen Bedingungen des Menschen genau darzustellen.
Das jüngste Interesse konzentrierte sich auf die Generierungvon In-vitro-3D-Hautmodellen in Zellkultur-Insert-Formaten (CCI) mit dynamischer Perfusion13,14,15,16,17,18,19. Diese Systeme können jedoch nicht streng sensu als mikrofluidische Skin-on-Chips im Sinne ihrer klassischen Definition im Feld betrachtet werden. Ingbers Definition für Organe auf einem Chip besagt, dass das Organ innerhalb der mikrofluidischen Kanäle platziert werden muss, was eine Bedingung ist, dass nur wenige Geräte20,21erfüllen. Skin-on-Chips haben bisher meist einfache Epithelien als Einzelzellschichten und/oder dermale Zellschichten modelliert, die durch eine poröse Membran getrennt sind22,23. Obwohl es einige Fortschritte bei der Modellierung der Haut in mikrofluidischen Systemen gegeben hat16,24, gibt es derzeit keine Literatur, die ein Organ-on-a-Chip-System zeigt, das Ingbers Definition entspricht, das in der Lage ist, eine mehrschichtige Haut in situ zu erzeugen und sowohl epitheliale als auch stromale Komponenten zu enthalten.
In dieser Arbeit wird eine neue, kostengünstige, robuste, vinylbasierte mikrofluidische Plattform für Skin-on-a-Chip-Anwendungen vorgestellt. Diese Plattform wurde durch Mikrobearbeitung hergestellt, die mehr Einfachheit im Herstellungsprozess sowie erhöhte Flexibilität und Vielseitigkeit im Layout des Geräts bietet und einige der Einschränkungen von PDMS25 überwindet. Es wurde auch eine Möglichkeit entwickelt, ein vereinfachtes Hautkonstrukt durch einen parallelen, mit Spritzenpumpen gesteuerten Durchfluss einzuführen. Durch den parallelen Fluss können zwei Flüssigkeiten mit sehr unterschiedlichen Viskositäten (in diesem Fall ein Puffer und ein Fibrin-Pre-Gel) durch einen Kanal durchblutet werden, ohne sich miteinander zu vermischen. Als Proof of Concept wurde ein dermo-epidermales Konstrukt mit Fibroblasten, die in eine Fibrinmatrix eingebettet sind, die die Dermis nachahmt, in das Gerät eingeführt, auf dem eine Monoschicht von Keratinozyten geladen wurde, um die undifferenzierte Epidermis zu emulieren. Die Höhe des Hautfachs kann durch Modifikation der Durchflussraten moduliert werden. Die Hauptneuheit dieser Arbeit ist im Vergleich zu den zuvor beschriebenen Modellen22,26,27,28,29, die Entwicklung eines 3D-Konstrukts innerhalb einer Mikrokammer mittels Mikrofluidik. Obwohl dieser Artikel eine vereinfachte undifferenzierte Haut vorstellt, besteht das langfristige Ziel darin, ein vollständig differenziertes Hautkonstrukt zu generieren und zu charakterisieren, um seine Lebensfähigkeit und Funktionalität für arzneimittel- und kosmetische Testzwecke zu demonstrieren.

<table><tbody><tr><td>Amchafibrin</td><td>Rottafarm</td><td></td><td>Tranexamsäure</td></tr><tr><td>Antibiotikum/Antimykotikum</td><td>Thermo Scientific HyClone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calciumchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kulturplatten</td><td>Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen Life Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Doppelseitiges Klebeband Vynil</td><td>ATP Klebesysteme</td><td></td><td>GM 107CC, 12 & micro; m dick</td></tr><tr><td>Kantenplotter</td><td>Brother</td><td></td><td>Scanncut CM900</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Thermo Scientific HyClone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fibrinogen</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td>Extrahiert aus menschlichem Plasma</td></tr><tr><td>Glasobjektträger</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GFP-Humane dermale Fibroblasten-Primär</td><td></td><td></td><td>. Geschenk von Dr. Marta Garc&iacute; eine</td></tr><tr><td>H2B-GFP-HaCaT-Zelllinie</td><td>ATCC</td><td></td><td>Immortalisierte Keratinozyten. Geschenk von Dr. Marta Garc&iacute; ein</td></tr><tr><td>Live/Dead-Kit</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polycarbonat-Membran</td><td>Merk TM</td><td></td><td>5 &micro; m Porengröße</td></tr><tr><td>Polydimethylsiloxan</td><td>Dow Corning</td><td></td><td>Sylgard 184</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spritzen</td><td>Terumo</td><td></td><td>5 mL</td></tr><tr><td>Thrombin</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td>10 NIH/Fläschchen</td></tr><tr><td>Transparentes selbstklebendes Vinyl</td><td>Mactac</td><td></td><td>JT 8500 CG-RT, 95 & Mikro; m dicker</td></tr><tr><td>Trypsin/EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schlauch</td><td>IDEX</td><td></td><td>Teflon, 1/16" Außendurchmesser, 0,020" Id</td></tr></tbody></table>

generierung eines vereinfachten dreidimensionalen skin-on-a-chip-modells in einer mikrobearbeiteten mikrofluidischen plattform

Generation of a Simplified Three-Dimensional Skin-on-a-chip Model in a Micromachined Microfluidic Platform

Diese Arbeit stellt eine neue, kostengünstige und zuverlässige mikrofluidische Plattform mit dem Potenzial dar, komplexe mehrschichtige Gewebe zu erzeugen. Als Proof of Concept wurde eine vereinfachte und undifferenzierte menschliche Haut modelliert, die ein dermales (stromales) und ein epidermales (epitheliales) Kompartiment enthält. Um dies zu erreichen, wurde ein vielseitiges und robustes, vinylbasiertes Gerät entwickelt, das in zwei Kammern unterteilt ist und einige der Nachteile mikrofluidischer Geräte auf Basis von Polydimethylsiloxan (PDMS) für biomedizinische Anwendungen überwindet, wie z.B. die Verwendung teurer und spezialisierter Geräte oder die Absorption kleiner, hydrophober Moleküle und Proteine. Darüber hinaus wurde eine neue Methode entwickelt, die auf parallelem Fluss basiert und die In-situ-Ablagerung sowohl des dermalen als auch des epidermalen Kompartiments ermöglicht. Das Hautkonstrukt besteht aus einer Fibrinmatrix, die menschliche primäre Fibroblasten enthält, und einer Monoschicht aus immortalisierten Keratinozyten, die oben ausgesät sind und anschließend unter dynamischen Kulturbedingungen aufrechterhalten werden. Diese neue mikrofluidische Plattform eröffnet die Möglichkeit, menschliche Hautkrankheiten zu modellieren und die Methode zu extrapolieren, um andere komplexe Gewebe zu erzeugen.

Der entworfene Chip besteht aus zwei fluidischen Kammern, die durch eine 5 μm porengroße PC-Membran getrennt sind, die das Wachstum der Zelle ermöglicht, indem sie den Durchgang wachstumsfördernder Moleküle aus der unteren Kammer ermöglicht. Die obere Kammer hält das Gewebekonstrukt, in diesem Fall eine Monoschicht aus hKCs auf einem Fibrinhydrogel, das hFBs enthält.
Die Höhe der Kanäle wird durch die Anzahl der Klebefolien bestimmt, die jedem Kanal hinzugefügt werden. Die untere Kammer besteh...

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um ein dreidimensionales vereinfachtes und undifferenziertes Hautmodell unter Verwendung einer mikrobearbeiteten mikrofluidischen Plattform zu generieren. Ein paralleler Strömungsansatz ermöglicht die In-situ-Ablagerung eines Hautkompartiments für die Aussaat von Epithelzellen auf der Oberseite, die alle von Spritzenpumpen gesteuert werden.

Generierung eines vereinfachten dreidimensionalen Skin-on-a-Chip-Modells in einer mikrobearbeiteten mikrofluidischen Plattform

This work presents a new, cost-effective, and reliable microfluidic platform with the potential to generate complex multilayered tissues. As a proof of ...

Dies ist ein neuartiges, lithographiefreies Protokoll zur Modellierung eines 3D-Skin-on-Chips unter Verwendung von mikrobearbeiteten, adhäsiven Vinylschichten und einer Parallelflussmethodik für die Erzeugung von Hautkompartimenten. Mikrobearbeitetes Vinyl bietet mehr Einfachheit im Herstellungsprozess und Vielseitigkeit im Layout des Geräts und überwindet einige der Einschränkungen von PDMS und traditionellen Lithographieansätzen. Dieser mehrschichtige Skin-on-a-Chip kann für medikamentöse und kosmetische Testansätze verwendet werden, da er ein Hochdurchsatz-Screening zu geringeren Kosten ermöglicht und zur Modellierung mehrerer Krankheiten verwendet werden könnte.Beginnen Sie mit dem Entwerfen eines mikrofluidischen Chips mit der Brother Canvas Workspace-Software. Erstellen Sie einen 30 x 30 Zentimeter großen Arbeitsbereich und füllen Sie ihn mit den Entwurfsmustern für die verschiedenen Schichten des Chips, bevor Sie ihn in einer svg-Datei speichern. Schneiden Sie die 30 x 30 Zentimeter großen Vinylplatten.Kleben Sie es auf eine Klebematte mit geringer Klebrigkeit und beseitigen Sie bei Bedarf alle Luftblasen. Laden Sie die svg-Datei mit einem USB-Laufwerk auf den Kantenplotter

generation-simplified-three-dimensional-skin-on-chip-model

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Wir beschreiben eine Chip-basierte Plattform für die dreidimensionale Kultivierung von Zellen in Mikro-Bioreaktoren. Ein Chip kann bis zu 10 Mio. Zellen, die unter genau definierten Bedingungen im Hinblick auf die Strömung, Sauerstoffspannung etc. in einem sterilen, geschlossenen Kreislauf kultiviert werden können.

Chip-basierte dreidimensionale Zellkultur in perfundierten Micro-Bioreaktoren

Dieses Video beschreibt das detaillierte Protokoll zur Erstellung von in vitro 3D-Organotyp-Hautrekonstruktionen zur Untersuchung des Melanomverlaufs. Dieses Hautmodell ahmt sowohl die Architektur als auch die multizelluläre Komplexität von Organen in vivo nach.

Generierung organotypischer Vollhautrekonstruktionen: Ein Verfahren zur Erstellung eines 3D-Hautmodells anhand menschlicher Hautproben

A Mikrokanälen-on-a-Chip-Plattform wurde durch die Kombination von photolithographischen reflowable Photolacktechnik, weiche Lithographie und Mikrofluidik entwickelt. Die endothelialisierten Mikrokanäle Plattform imitiert die dreidimensionale (3D) Geometrie in vivo Mikrogefäßen läuft unter kontrollierten kontinuierlichen Perfusionsfluss, ermöglicht qualitativ hochwertige und Echtzeit-Bildgebung und kann für mikrovaskuläre Forschung angewendet werden.

Verfahren für die Entwicklung von Multi-Tiefe rundem Querschnitt endothelialisierten Mikrokanäle-on-a-Chip

Wir stellen eine Protokoll-Zellen abgeleiteten Matrices reich an extrazellulären Matrixproteinen zu erhalten, unter Verwendung von hochmolekularen Crowders (MMC). Darüber hinaus präsentieren wir ein Protokoll, das MMC in 3D organotypischen Haut Co-Kultur-Generation enthält, die Kulturzeit reduziert, während Laufzeit von Konstrukt beibehalten wird.

Die Verbesserung der 2D- und 3D-Haut<em&gt; In Vitro</em&gt; Modellen mithilfe von Macromolecular Crowding

Hier präsentieren wir eine Protokoll, die beschreibt die Herstellung von dehnbar, dual Channel, Orgel Chip mikrofluidischen Zelle Kultur Geräte zur Rekapitulation ORGANEBENE Funktionalität in Vitro.

Skalierbare Fertigung von dehnbar, Dual Channel, mikrofluidischen Orgel Chips

Wir beschreiben eine Methode, um Geräte für die 3D-Kultur zu konstruieren und mit Zellen und multikellulären Organoiden zu experimentieren. Dieses Gerät ermöglicht die Analyse von zellulären Reaktionen auf lösliche Signale in 3D-Mikroumgebungen mit definierten Chemoattractged-Steigungen. Organoide sind besser als einzelne Zellen, wenn es um die Erkennung schwacher lauter Eingänge geht.

3D-Analyse von multizellulären Reaktionen auf tschoattraktive Verläufe

Die Blut-Hirn-Schranke (BBB) ist eine multizelluläre neurovaskuläre Einheit, die die Homöostase des Gehirns streng reguliert. Durch die Kombination menschlicher iPSCs und Organ-on-Chip-Technologien haben wir einen personalisierten BBB-Chip entwickelt, der für die Krankheitsmodellierung und Diedurchlässigkeitsvorhersagen von CNS-Medikamenten geeignet ist. Für die Erzeugung und den Betrieb des BBB-Chips wird ein detailliertes Protokoll beschrieben.

Generierung eines humanen iPSC-basierten Blut-Hirn-Barriere-Chips

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache Methode, um dreidimensionale rekonstituierte menschliche Epidermis reproduzierbar und robust zu kultivieren. Zusätzlich charakterisiert es die Struktur-Funktions-Beziehung des epidermalen Barrieremodells. Die biologischen Reaktionen der rekonstituierten menschlichen Epidermis auf proinflammatorische Reize werden ebenfalls vorgestellt.

Kultivierung einer dreidimensional rekonstruierten menschlichen Epidermis im großen Maßstab

Das Ziel dieses Protokolls ist es, die Entwicklung eines dreidimensionalen (3D) mikrofluidischen Modells von hoch ausgerichtetem menschlichem Herzgewebe zu erklären und zu demonstrieren, das aus Stammzellen gewonnenen Kardiomyozyten besteht, die mit Herzfibroblasten (CFs) in einem biomimetischen, kollagenbasierten Hydrogel in Kokulturiert sind, für Anwendungen in der Kardgewebeentwicklung, im Arzneimittelscreening und in der Krankheitsmodellierung.

Entwicklung von 3D-organisiertem menschlichem Herzgewebe innerhalb einer mikrofluidischen Plattform

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Fähigkeiten und die wesentlichen Kulturmodalitäten des Open-Top Organ-Chips für die erfolgreiche Etablierung und Reifung von Organ-on-Chip-Kulturen in voller Dicke von primären Geweben (Haut, Alveole, Atemwege und Darm) und bietet die Möglichkeit, verschiedene funktionelle Aspekte der humanen epithelial/mesenchymalen und vaskulären Nischenschnittstelle in vitro zu untersuchen.

Rekonstitution der Zytoarchitektur und Funktion von humanem Epithelgewebe auf einem offenen Organchip

Hier stellen wir ein Protokoll für die Konstruktion eines Organ-on-Chip (OOC)-Systems vor, das die Pneumonektomie nachahmen soll. Dieses System untersucht den möglichen Zusammenhang zwischen einer Beeinträchtigung der Glykokalyx und Komplikationen nach Pneumonektomie.

Modellierung der endothelialen Glykokalyx nach der Pneumonektomie in einem 3D-Fluidik-Chip - Ein Ansatz zur Herstellung eines vaskulär basierten Organ-on-Chip-Systems

Erfahren Sie die Herstellung eines vereinfachten Skin-on-a-Chip-Modells mit mikrobearbeiteten Vinylschichten und Parallelflussmethode. Diese kostengünstige Plattform ermöglicht Hochdurchsatz-Tests für Arzneimittel und Kosmetika.

Generierung eines vereinfachten dreidimensionalen Skin-on-a-Chip-Modells in einer mikrobearbeiteten mikrofluidischen Plattform

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