Name: Beurteilung der respiratorischen Immunantwort auf Haemophilus influenzae (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 32 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie die Immunantwort auf Haemophilus influenzae in Atemwegsproben mit Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie bewerten. Diese Methoden ermöglichen die Analyse angeborener und adaptiver Immunfunktionen bei chronischen Lungenerkrankungen.

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Die Autoren danken den Mitarbeitern der Klinischen Immunologie von Monash Health für ihre Unterstützung bei dieser Arbeit.

Diese Arbeit wurde von der Ethikkommission für menschliche Forschung von Monash Health genehmigt. Das Protokoll folgt den Richtlinien der Ethikkommission für Humanforschung.
1. Antigene Zubereitung
HINWEIS: Drei verschiedene Antigenpräparate können verwendet werden, um die Immunantwort auf Hi zu beurteilen. Diese sind 1) eine subzelluläre Komponente (typischerweise von der bakteriellen Zellwand); 2) abgetötete und inaktivierte Bakterien; und 3) lebende Bakterien. Bestimmen Sie die Verwendung jedes Antigenpräparats vor Beginn von Experimenten.
<ol><li>Subzelluläre Komponenten<ol><li>Beziehen Sie subzelluläre Komponenten aus Quellen, einschließlich kommerzieller Präparate, intern entwickelter Komponenten und / oder von anderen Forschern. HINWEIS: Subzelluläre Komponenten, die normalerweise aus der bakteriellen Zellwand stammen, können verwendet werden und umfassen äußere Membranproteine wie P6 und Lipooligosaccharid (LOS)11,12. Diese subzellulären Komponenten werden normalerweise in spezialisierten Zentren abgeleitet. Die Beschreibung, wie sie hergestellt werden, würde den Rahmen dieses Artikels sprengen. Es wird empfohlen, diese Komponenten direkt mit Experten auf diesem Gebiet zu kontaktieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Abgetötete/inaktivierte Bakterien<ol><li>Entnehmen Sie die Bakterien aus der entsprechenden Probe (z. B. Sputum oder Bronchoskopie). Bestätigen Sie den Stamm als H. influenzae in einem geeigneten mikrobiologischen Labor. Führen Sie eine Typisierung der H. influenzae-Proben durch, um zu bestätigen, dass sie nicht typisierbar sind (durch ein spezialisiertes mikrobiologisches Labor).</li>
		<li>Um ein repräsentatives Antigen zu erhalten, verwenden Sie mehrere NTHi-Stämme (mindestens 5, jeder von ungefähr der gleichen Menge), um ein gepooltes Antigen herzustellen. Lagern Sie die Stämme bei -70 °C in Glycerinbrühe in Mikrozentrifugenröhrchen. HINWEIS: In diesem Experiment wurden zehn verschiedene Stämme verwendet.</li>
		<li>Die Stähle (jeweils ein Mikrozentrifugenröhrchen) auf Schokoladenagarplatten auftauen und über Nacht in einem 37 °C Inkubator mit 5% CO2 wachsen. Die Bakterien in 500 μL phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) geben und zweimal waschen (bei 300 x g 5 min schleudern). Verwenden Sie ein MacFarland-Standard 10 oder ein Spektralphotometer13, um NTHi bis zu einer Konzentration von10 8 ml zu aliquotieren (unter Verwendung eines 5-ml-Behälters oder eines gleichwertigen Behälters).</li>
		<li>Hitze inaktivieren Sie die Bakterien, indem Sie sie für 10 min in ein Wasserbad bei einer Temperatur von 56 °C geben.</li>
		<li>Beschallen Sie die Bakterien mit einer kontinuierlichen Ultraschalleinstellung bei einer niedrigen bis mittleren Geschwindigkeit für 30 s.</li>
		<li>Aliquot das entsprechende Probenvolumen in Mikrozentrifugenröhrchen. Verwenden Sie für eine Probe von 10 bis 8 ml Aliquots von 50 μL (d. h. 20 Proben pro ml), frieren Sie sie bei -70 °C ein,bis 14 % erforderlich sind.</li>
	</ol></li>
	<li>Lebende Bakterien<ol><li>Charakterisieren Sie zunächst lebende Bakterien wie in Schritt 1.2.1 erwähnt. Verwenden Sie eine gut charakterisierte Sorte. Stellen Sie sicher, dass der Stamm auch in Glycerinbrühe bei -70 °C als Reserve gelagert wird.</li>
		<li>Züchten Sie die Bakterien auf angereicherten Medien wie Schokoladen-Agar-Tellern oder in Brühe.<ol><li>Um Schokoladen-Agar-Platten zu verwenden, verteilen Sie die Bakterien für mindestens alle 3-4 Tage mit sterilen Spreizern.</li>
			<li>Alternativ können Sie Brain Heart Infusion (BHI) -Brühe verwenden, die mit den Faktoren X (Hämin) und V (β-Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid) angereichert ist, um die Bakterien zu züchten. NTHi aus Nachtplatten in 5-10 ml BHI-Brühe, ergänzt mit Hemin und β-Nicotinamid-Adenindinukleotid (beide 10 μg/ml) und Kultur über Nacht bei 37 °C in einem 5%CO2-Inkubator . ANMERKUNG: Dies hat den Vorteil der Reproduzierbarkeit, der höheren Anzahl koloniebildender Einheiten (CFU) und aller Bakterien, die sich in einer ähnlichen Phase des Log-Wachstums befinden (auf Platten kann die bakterielle Lebensfähigkeit je nach Position in der Kultur größer sein)13,15.</li>
		</ol></li>
		<li>Verwenden Sie eine Vielzahl von Infektionen (MOI) von 100 Bakterien in einer Zelle, um eine starke Immunantwort auszulösen und gleichzeitig die Zelllebensfähigkeit zu erhalten. Verwenden Sie MacFarland Standard10 oder Spektralphotometer13 , um die Anzahl der Bakterien zu bestimmen.</li>
		<li>Stellen Sie sicher, dass die für Live-NTHi-Assays verwendeten Medien frei von menschlichem Serum sind, da dies die Bakterien abtötet16. Tierserumproben (z.B. fetales Kälberserum) stellen in der Regel kein Problem dar. HINWEIS: Verwenden Sie die unten beschriebenen Methoden, um Standardgewebeproben wie peripheres Blut, Bronchoskopieproben (insbesondere bronchoalveoläre Lavage (BAL)) und reseziertes Lungengewebe zu analysieren. Inkubieren Sie die Proben mit Hi-Antigen von 10 min bis 24 h oder mehr.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Beurteilung der phagozytischen Funktion mittels Durchflusszytometrie
HINWEIS: Dieser Assay erfordert Zellen in Lösung und wird typischerweise in Vollblut oder mit BAL-Flüssigkeit durchgeführt. Dieser Assay wurde von einem zuvor veröffentlichten Protokoll modifiziert, das auf der Verwendung von inaktiviertem Staphylococcus aureus-Präparat und Pansorbin17 basiert. Pansorbin17 wird durch inaktiviertes Vollblut und fixiertes H. influenzae ersetzt.
<ol><li>Mischen Sie abgetötetes, inaktiviertes NTHi (1.2) mit Propidiumiodid (PI) bei 100 μg/ml in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) im Verhältnis 1:1 für 30 min bei Raumtemperatur. Bei 450 x g für 5 min zentrifugieren und dann 500 μL PBS einwaschen. Bei 450 x g für 5 min herunterdrehen und das Pellet in 500 μL PBS resuspendieren.</li>
	<li>450 μL peripheres Blut (aus der Venenpunktion eines Menschen) mit 50 μL inaktiviertem PI-markiertem H. influenzae für 20 min in einem Wasserbad bei 37 °C in einem 5-ml-Röhrchen inkubieren.</li>
	<li>Die Proben werden aus dem Wasserbad genommen und 5 μL Dihydrorhodamin-1,2,3 (DHR) hinzugefügt. Wirbel für 10 s, und dann wieder für weitere 10 Minuten in das Wasserbad legen.</li>
	<li>Die Proben werden aus dem Wasserbad entnommen und die Erythrozyten (500 μL Volumen, wie oben in Schritt 2.2 aufgeführt) mit 10:1 (d. h. 5 ml) 0,8% Ammoniumchloridlösung (150 mM NH4Cl, 1 mM NaHCO3 und 0,1 mM EDTA) lysiert. HINWEIS: Alternativ kann ein automatisiertes System wie Q-prep verwendet werden.</li>
	<li>Analysieren Sie die Proben auf einem Durchflusszytometer innerhalb einer Stunde. Analysieren Sie mindestens 3.000 bis 5.000 Zellen (aus jeder Teilmenge von Interesse) aus jeder Stichprobe, um repräsentative Ergebnisse zu erhalten (Abbildung 1).<ol><li>Um die Proben auf Phagozytose zu analysieren, bestimmen Sie den Anteil der Zellen, die markierte Bakterien aufgenommen haben (messen Sie den Anteil der Zellen mit der fluoreszierenden Färbung).</li>
		<li>Quantifizieren Sie die ROS durch die Oxidation von DHR, was zu einem fluoreszierenden Signal führt (die Verschiebung der medianen Fluoreszenz wird zwischen Baseline- und stimulierten Proben verglichen). HINWEIS: Neutrophile sind granulärer und haben mehr Seitenstreuung, während Makrophagen größer sind und mehr Vorwärtsstreuung haben.</li>
		<li>Unterscheiden Sie die Neutrophilen und Makrophagen morphologisch voneinander durch ihre Größe (Makrophagen sind größer) und Granularität (Neutrophile sind granularer). HINWEIS: Spezifische Marker für Neutrophile und Makrophagen werden im Allgemeinen nicht verwendet, obwohl CD14 zur Markierung von Blutmonozyten verwendet werden kann. Die Durchflusszytometrie kann möglicherweise verwendet werden, um zwischen verschiedenen funktionellen Formen von Monozyten und Makrophagen (z. B. M1- und M2-Untergruppen) zu unterscheiden18.</li>
	</ol></li>
	<li>Modifizieren Sie den Assay entsprechend (z. B. verwenden Sie lebendes, unmarkiertes NTHi, um Phagozyten zu stimulieren und die ROS-Expression durch DHR-Spaltung zu messen).<ol><li>Isolieren Sie periphere mononukleäre Blutzellen durch Dichtegradientenzentrifugation. Schichten Sie das Blut über das vorgesehene Polymer für die Dichtegradientenzentrifugation und drehen Sie es bei 2300 x g für 30 min. Entfernen Sie die mononukleäre Schicht mit einer Pipette, waschen Sie sie zweimal mit PBS und resuspendieren Sie die Zellen in PBS bei 106 Zellen pro ml.</li>
		<li>Verwenden Sie alternativ BAL-Makrophagen.</li>
		<li>Die Monozyten/Makrophagen werden bei einer Konzentration von 106 Zellen/ml im Kulturmedium (RPMI) suspendiert. Infizieren Sie sie mit lebendem NTHi bei einem MOI von 100:1 für 1 Stunde, wie in Schritt 1.3 beschrieben.</li>
		<li>DHR wie in Schritt 2.3 beschrieben für 10 min in die Suspension geben. Führen Sie die Analyse für ROS mittels Durchflusszytometrie durch.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Beurteilung der Lymphozytenfunktion im peripheren Blut
<ol><li>Verwenden Sie Vollblutpräparate oder mononukleäre Zellpräparate für Durchflusszytometrie-Assays14.</li>
	<li>Sammeln Sie Proben von jedem Subjekt durch Venenpunktion. Sammeln Sie 4 ml Blut aus einer peripheren Vene in einem Lithium-Heparin-Röhrchen und teilen Sie die Proben zur Kontrolle und Antigenstimulation in Aliquots auf.</li>
	<li>Fügen Sie beiden Proben kostimulatorische Antikörper (Anti-CD28 und CD49d, 1 μL/ml) hinzu. NTHi in die Antigenprobe geben und bei 37 °C und 5 %CO2 für 1 h inkubieren. Für das abgetötete NTHi-Präparat werden 200 μL des Antigens zu 2 ml Blut gegeben. Für lebende NTHi fügen Sie lebende NTHi-Zellen mit einem MOI von 100:1 zu den weißen Blutkörperchen hinzu (gemessen mit dem Hämozytometer).</li>
	<li>Das Golgi-Blockmittel Brefeldin A (10 μL/ml) zu den Proben geben und weitere 5 h inkubieren. HINWEIS: Das Blockieren des Golgi-Apparates verhindert, dass die Zytokine außerhalb der Zelle exportiert werden.</li>
	<li>Wenn Vollblut verwendet wird, lysieren Sie die Erythrozyten mit 0,8% Ammoniumchlorid (Schritt 2.4), um nur Leukozyten in Lösung zu lassen. Fixieren Sie die Leukozyten mit 500 μL 1% -2% Paraformaldehyd für 1 h.</li>
	<li>Zählen Sie die Zellen mit dem Hämozytometer, permeabilisieren Sie 106 Zellen mit 100 μL 0,1% Saponin für 15 min und inkubieren Sie die Zellen mit fluoreszierend markierten Antikörpern. Waschen Sie die Zellen und analysieren Sie sie mit einem Durchflusszytometer. HINWEIS: Die Menge der fluoreszenzmarkierten Antikörper ist spezifisch für jedes Zytokin. Folgen Sie den Anweisungen des Herstellers. Typischerweise werden 106 Zellen in 100 μL Lösung für 1 h gefärbt. Die meisten kommerziell gewonnenen Antikörper reichen aus, um 25-100 Tests durchzuführen.</li>
	<li>Bestimmen Sie den Anteil der antigenreagierenden Zellen durch Gating der relevanten Lymphozytenpopulation (Zellen werden durch CD45, dann durch CD3 und später durch CD4- oder CD8-Expression gesteuert), wie in Abbildung 2 gezeigt. Führen Sie eine Hintergrundfärbung an nicht stimulierten Zellen durch, damit alle zu analysierenden Zytokine analysiert werden können. Screenen Sie 100.000 Zellen, um jedes Zytokin sowohl auf stimulierte Zellen als auch auf Kontrolle zu analysieren.</li>
</ol>4. Beurteilung der Lymphozytenfunktion/Entzündungsmediatoren im Lungengewebe
<ol><li>Es ist normalerweise nicht möglich, genügend Lymphozyten aus der Bronchoskopie zu erhalten; Verwenden Sie daher das Lungengewebe aus Lobektomieproben. Die Optimierung von Lungengewebeproben erfordert eine enge Zusammenarbeit mit dem anatomischen Pathologiedienst. Stellen Sie sicher, dass das Gewebe einen Rand von mindestens 3 cm vom Tumor hat und das Zellgewebe ohne signifikantes Emphysem ist (wie vom Pathologen bestimmt).</li>
	<li>Zerlegen Sie das Lungengewebe in eine zelluläre Suspension, bevor es für Durchflusszytometrie-Assays verwendet werden kann. Verdauen Sie das Lungengewebe chemisch (z.B. mit Kollagenase) oder disaggregieren Sie es mechanisch. HINWEIS: Die mechanische Disaggregation von Gewebe kann bevorzugt werden, da dies mit einer besseren Oberflächenfärbung von Zellen verbunden ist (z. B. CD3/4-Markierung)19.<ol><li>Erhalten Sie Lobektomieproben von einem Pathologen (in der Regel von Patienten, die sich einer Behandlung von Lungenkrebs unterziehen). Schneiden Sie ca. 20-40 g der Probe in 3-5 mm3 Abschnitte. Legen Sie sie in eine sterile 50-μL-Kammer, bevor sie mit einem geeigneten Disaggregator mechanisch fragmentiert werden.</li>
		<li>Nach der Disaggregation des Gewebes lysieren Sie die roten Blutkörperchen mit 0,8% NH 4 Cl, wie in Schritt2.4erwähnt.</li>
		<li>Resuspendieren Sie die Zellen in sterilem RPMI (das Volumen hängt von der Zellzahl ab und beträgt im Allgemeinen 10-20 ml) und filtern Sie sie dann durch ein 100 μm steriles Nylonnetz. Zählen Sie die Anzahl der lebensfähigen Zellen mit der Trypanblau-Ausschlussmethode.</li>
	</ol></li>
	<li>NTHi-Infektionstest<ol><li>Resuspendieren Sie die Lungenzellen auf eine endgültige Zellkonzentration von 4 x 106 Zellen/ml pro Röhrchen (Kontroll- und stimulierte Proben).</li>
		<li>Verwenden Sie eine Suspension von 4 x 10 6-6 x 106 Zellen in 1 ml RPMI für das (negative) Steuerrohr. Verwenden Sie die gleiche Menge für das NTHi-Röhrchen (jede zusätzliche Probe kann als Positivkontrolle mit SEB verwendet werden). Infizieren Sie die Zellen in der NTHi-Röhre bei einem MOI von 100 Bakterien pro Zelle. Lösen Sie die Kappe eine halbe Umdrehung, um den Gastransfer in den Rohren zu ermöglichen.</li>
		<li>Legen Sie die Zellen in einen Röhrchenrotator und inkubieren Sie sie bei 37 °C bei 12 U/min.</li>
		<li>Um den extrazellulären Export von Zytokinen zu verhindern, fügen Sie den Zellsuspensionen 1 h nach Stimulation einen Golgi-Blocker (Brefeldin A) auf eine Endkonzentration von 10 μg/ml hinzu. Die Zellsuspensionen werden für weitere 16-22 Stunden Inkubation auf Rotation zurückgeführt (Schritt 4.3.3).</li>
		<li>Die Zellsuspension wird mit 500 μL PBS gewaschen, das 1% Rinderserumalbumin (BSA) und 0,01% NaN3 enthält. Fixieren und permeabilisieren Sie die Zellen wie in Schritt 3.5 bzw. Schritt 3.6 beschrieben.</li>
		<li>Fügen Sie die Antikörper für die intrazelluläre Zytokinfärbung hinzu (die Wahl der Antikörper wird vom Prüfarzt festgelegt, wie in der ANMERKUNG in Schritt 3.6 aufgeführt). Färbung der Zellsuspension für spezifische humane Lymphozytenzelloberflächenmarker (z. B. CD45, CD3 usw.) für 1 h. Waschen Sie die Zellen mit PBS, fixieren und permeabilisieren Sie sie wie in den Schritten 3.5-3.6 beschrieben.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Zellen mit intrazellulären Zytokin-Färbe-Antikörpern (z. B. IFN-γ und TNF-α oder IL-13 und IL-17A) für 1 h. HINWEIS: Es wird empfohlen, zuerst Oberflächenmarker und dann intrazellulär zu färben, da die Fixierung Konformationsänderungen in den Oberflächenproteinen verursachen kann, an die Antikörper binden.</li>
		<li>Waschen Sie die Zellen mit 500 μL PBS und resuspendieren Sie sie in 100 μL PBS, bevor Sie die Daten auf einem Durchflusszytometer erfassen.</li>
	</ol></li>
	<li>Ein Bead-Array-Assay kann in Verbindung mit der Analyse des in Schritt 3.2 beschriebenen Überstands verwendet werden (Führen Sie dies ohne Brefeldin A durch). Dies ermöglicht die Analyse einer Vielzahl unterschiedlicher Entzündungsmediatoren (potentiell bis zu 40-50 Mediatoren). Sammeln Sie den Überstand in 100 μL Aliquots und lagern Sie ihn bei -70 °C, bis er für die Analyse bereit ist. Alternativ kann man Multiplex-Chemilumineszenz-Assays20 verwenden.<ol><li>Verwenden Sie Multiplex-Bead-Arrays, um die aufgetauten Proben zu analysieren. Verwenden Sie den gespeicherten Überstand, um die Zytokinproduktion gemäß den Anweisungen des Herstellers zu analysieren.</li>
		<li>Führen Sie die Erfassung des Multiplex-Perlenarrays auf einem Durchflusszytometer durch. Verwenden Sie entsprechende Software, um die nachgelagerte Datenanalyse durchzuführen. HINWEIS: Dieser Bead-Array-Assay kann auch an Überständen aus peripheren Blut- und/oder BAL-Proben durchgeführt werden.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Beurteilung der Lungenproteolyse durch konfokale Mikroskopie
HINWEIS: Die fluoreszierende konfokale Mikroskopie ist komplementär zur Durchflusszytometrie und kann zur Beurteilung von Protease- und ROS-Entzündungsreaktionen verwendet werden. Extrazelluläre Fallen wie NETs und METs bestehen aus extrazellulärem Chromatin (DNA) mit anderen Entzündungsmediatoren, insbesondere Proteasen wie Neutrophilen-Elastase (NE) und Matrix-Metalloproteinasen (MMP). Sie können in BAL- und Lungengewebe mittels konfokaler Mikroskopie beurteilt werden, und dies wurde zuvor von Sharma, R. et al.21 beschrieben.
<ol><li>Beurteilung der direkten Proteaseexpression im Lungengewebe (wie in Schritt 4.2.1 beschrieben) mittels konfokaler Mikroskopie und In-situ-Zymographie 15,17.<ol><li>Verwenden Sie entweder frisches oder gefrorenes unfixiertes Lungengewebe. Montieren Sie die auf eine Dicke von 4 μm zugeschnittenen Profile auf Superfrost-/Adhäsionsobjektträgern. Die Abschnitte in 1x Reaktionspuffer für 5 min vorwärmen.</li>
		<li>Fügen Sie fluoresceinmarkiertes Gelatinesubstrat (30 μg / ml pro Abschnitt) direkt auf einzelne Objektträger hinzu, um die Proteolyse über die Wirkung von Metalloproteinasen zu messen.</li>
		<li>Die Objektträger horizontal platzieren und in einer lichtgeschützten, befeuchteten Kammer bei 37 °C für 1 h inkubieren.</li>
		<li>Spülen Sie die Abschnitte vor der Montage in 1x Reaktionspuffer.</li>
		<li>Als Negativkontrolle fügen Sie nur den Reaktionspuffer ohne fluoreszierende Gelatine zu den Abschnitten hinzu.</li>
		<li>Verwenden Sie ein konfokales Mikroskop, um die Lyse des Substrats durch Untersuchung zu untersuchen. Verwenden Sie ImageJ, um den Bereich der Lunge mit Anzeichen einer Proteolyse zu bestimmen. Messen Sie dazu den Lungenbereich, der über dem Hintergrund der gelöschten Probe eine Färbung aufweist. Als weitere Kontrolle verwenden Sie das Lungengewebe ohne Zusatz von fluoreszierender Gelatine15. HINWEIS: Führen Sie dies für mindestens 10 Hochleistungssichtfelder (FOV) pro Probe durch.</li>
	</ol></li>
	<li>Messung der extrazellulären ROS-Expression im Lungengewebe durch Immunreaktivität für 3-Nitrotyrosin (ein toxisches oxidatives Stressprodukt)13.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die hier aufgeführten Methoden verwenden fluoreszenzbasierte Durchflusszytometrie und konfokale Mikroskopietechniken, die in Verbindung verwendet werden können, um detaillierte Informationen über die entzündliche Lungenantwort auf Hi zu erhalten.
Die Festlegung der geeigneten Antigenformulierung von Hi ist von entscheidender Bedeutung, und es ist ratsam, diesbezüglich spezifische Beiträge von einem Mikrobiologen zu erhalten. Live Hi induziert eine stärkere Reaktion, während abgetötete Hi-Präpa...

Haemophilus influenzae (Hi) ist ein normales kommensales Bakterium, das im Rachen der meisten gesunden Erwachsenen vorkommt. Hi kann eine Polysaccharidkapsel haben (Typ A-F, z. B. Typ B oder HiB) oder keine Kapsel haben und nicht typisierbar sein (NTHi)1. Die Besiedlung der Schleimhaut mit diesem Bakterium beginnt in der frühen Kindheit, und es gibt einen Umsatz verschiedener kolonisierender Stämme2. Dieses Bakterium ist auch in der Lage, sowohl in die oberen als auch in die unteren Atemwege einzudringen; In diesem Zusammenhang kann es eine Aktivierung der Immunantwort und Entzündung induzieren 3,4. Diese Entzündungsreaktion kann klinische Erkrankungen verursachen und zu einer Vielzahl wichtiger Atemwegserkrankungen beitragen, darunter Sinusitis, Mittelohrentzündung, Bronchitis, Mukoviszidose, Lungenentzündung und chronisch obstruktive Lungenerkrankung (COPD). Die meisten dieser Bedingungen sind auf NTHi-Stämmezurückzuführen 2. Dieser Artikel beschreibt Methoden zur Beurteilung der respiratorischen Immunantwort auf Hi mittels Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie.
Die unten beschriebenen Methoden wurden von etablierten Techniken adaptiert, die modifiziert wurden, um die Entzündungsreaktion auf Hi zu beurteilen. Die Auswahl einer geeigneten antigenen Form von Hi ist ein wesentlicher Bestandteil dieser Bewertung. Antigene Präparate reichen von Zellwandbestandteilen bis hin zu lebenden Bakterien. Um Assays zu etablieren und zu standardisieren, kann die Verwendung von peripheren Blutproben zunächst sehr hilfreich sein.
Die Durchflusszytometrie ermöglicht die Messung einer Vielzahl von Parametern und funktionellen Assays aus einer Probe auf zellulärer Ebene. Diese Technik hat den Vorteil, dass spezifische zelluläre Reaktionen (z. B. Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) oder intrazelluläre Zytokinproduktion) im Vergleich zu anderen allgemeineren Methoden wie Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA) oder ELISspot bewertet werden können.
Extrazelluläre Fallen werden durch Neutrophile (NETs)5,6,7 und durch andere Zellen wie Makrophagen (METs)8 exprimiert. Sie werden zunehmend als eine wichtige Entzündungsreaktion erkannt, insbesondere bei Infektionen in der Lunge9. Sie können durch konfokale Fluoreszenzmikroskopie beurteilt werden. Diese Technik ermöglicht die definitive Identifizierung von NETs/METs und unterscheidet ihre Expression von anderen Formen desZelltods 6.
Sowohl die Durchflusszytometrie als auch die konfokale Mikroskopie sind fluoreszenzbasierte Assays. Ihr Erfolg hängt von optimalen Belastungsprotokollen biologischer Proben ab. Diese Methoden brauchen einige Zeit, um zu erlernen und erfordern entsprechende Aufsichtskenntnisse. Die beteiligten Instrumente sind auch teuer in der Anschaffung und im Betrieb. Der optimale Rahmen für ihren Einsatz sind große Universitäten und tertiäre Überweisungskrankenhäuser.
Die in diesem Protokoll verwendeten Methoden sind übertragbar auf die Untersuchung anderer ähnlicher Organismen, die an Atemwegserkrankungen beteiligt sind (z. B. Moxarella catarrhalis und Streptococcus pneumoniae). NTHi interagiert auch mit anderen häufigen Atemwegsbakterien10.

<table><tbody><tr><td>Ammoniumchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>213330</td><td></td></tr><tr><td>Brefeldin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B6542</td><td></td></tr><tr><td>CD28</td><td>Thermofisher</td><td>16-0289-81</td><td></td></tr><tr><td>CD49d</td><td>Thermofisher</td><td>534048</td><td></td></tr><tr><td>DAPI Prolong Gold</td><td>Thermofisher</td><td>P36931</td><td></td></tr><tr><td>DHR123</td><td>Sigma Aldrich</td><td>109244-58-8</td><td></td></tr><tr><td>Filcon steriles Nylonnetz</td><td>Becton Dickinson</td><td>340606</td><td></td></tr><tr><td>Gelatinesubstrat, Enzchek</td><td>Molekulare Sonden</td><td>E12055</td><td></td></tr><tr><td>MACS Mix Tube Rotater</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-753</td><td></td></tr><tr><td>Medimachine</td><td>Becton Dickinson</td><td></td><td>Katalognummer nicht verfügbar</td></tr><tr><td>Medicons 50 &micro; m</td><td>Becton Dickinson</td><td>340592</td><td></td></tr><tr><td>Pansorbin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>507858</td><td></td></tr><tr><td>Propidium iodid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P4170</td><td></td></tr><tr><td>Saponin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>8047152</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost Rutschen</td><td>Thermofisher</td><td>11562203</td><td></td></tr></tbody></table>

beurteilung der respiratorischen immunantwort auf haemophilus influenzae

Assessing Respiratory Immune Responses to Haemophilus Influenzae

Haemophilus influenzae (Hi) ist ein weit verbreitetes Bakterium, das bei einer Reihe von Atemwegserkrankungen vorkommt. Eine Vielzahl verschiedener Assays / Techniken kann verwendet werden, um die respiratorische Immun- / Entzündungsreaktion auf dieses Bakterium zu beurteilen. Durchflusszytometrie und konfokale Mikroskopie sind fluoreszenzbasierte Technologien, die eine detaillierte Charakterisierung biologischer Reaktionen ermöglichen. Verschiedene Formen von Hi-Antigen können verwendet werden, einschließlich Zellwandkomponenten, abgetötete / inaktivierte Präparate und lebende Bakterien. Hi ist ein anspruchsvolles Bakterium, das angereicherte Medien benötigt, aber im Allgemeinen in Standardlaborumgebungen leicht zu züchten ist. Gewebeproben zur Stimulation mit Hi können aus peripherem Blut, Bronchoskopie oder resezierter Lunge gewonnen werden (z. B. bei Patienten, die sich einer Operation zur Behandlung von Lungenkrebs unterziehen). Die Funktion von Makrophagen und Neutrophilen kann mittels Durchflusszytometrie umfassend beurteilt werden, wobei eine Vielzahl von Parametern gemessen wird, einschließlich Phagozytose, reaktiver Sauerstoffspezies und intrazellulärer Zytokinproduktion. Die Lymphozytenfunktion (z. B. T-Zell- und NK-Zellfunktion) kann mittels Durchflusszytometrie spezifisch beurteilt werden, hauptsächlich für die intrazelluläre Zytokinproduktion. Hi-Infektion ist ein potenter Induktor der extrazellulären Fallenproduktion, sowohl durch Neutrophile (NETs) als auch durch Makrophagen (METs). Die konfokale Mikroskopie ist wohl der optimalste Weg, um die NET- und MET-Expression zu beurteilen, die auch zur Beurteilung der Proteaseaktivität verwendet werden kann. Die Lungenimmunität gegen Haemophilus influenzae kann mittels Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie beurteilt werden.

Die repräsentativen Ergebnisse zeigen, wie entzündliche Immunantworten auf NTHi mittels Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie beurteilt/quantifiziert werden können. Ein wichtiger Teil der Interpretation der Ergebnisse ist der Vergleich der Fluoreszenz zwischen Kontroll- und stimulierten Proben. Eine Reihe von Vorversuchen ist in der Regel erforderlich, um die Färbung von Proben zu optimieren. Wie viele verschiedene Farben gleichzeitig untersucht werden können, hängt von der Anzahl der Kanäle ab, die auf dem Dur...

Haemophilus influenzae induziert Entzündungen in den Atemwegen. Dieser Artikel konzentriert sich auf die Verwendung von Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie, um Immunantworten von Phagozyten und Lymphozyten als Reaktion auf dieses Bakterium zu definieren.

Beurteilung der respiratorischen Immunantwort auf Haemophilus influenzae

Haemophilus influenzae (Hi) is a prevalent bacterium found in a range of respiratory conditions. A variety of different assays/techniques may be used to ...

Haemophilus influenza ist eine Hauptursache für Entzündungen bei verschiedenen chronischen Lungenerkrankungen wie COPD und Lungenentzündung. Dieses Protokoll beschreibt Methoden zur Beurteilung der Wirkung von Hämophilus auf Lungenentzündungen. Der Vorteil dieser Technik besteht darin, dass sie eine umfassende Beurteilung der angeborenen und adaptiven Immunantwort ermöglicht.450 Mikroliter peripheres Blut mit 50 Mikrolitern eines aktivierten Propidiumiodids mit der Bezeichnung H influenzae in einem Fünf-Milliliter-Röhrchen für 20 Minuten in einem Wasserbad bei 37 Grad Celsius inkubieren. Nehmen Sie die Probe aus dem Wasserbad, fügen Sie fünf Mikroliter DHR und Wirbel für 10 Sekunden hinzu. Dann legen Sie es für weitere 10 Minuten wieder in das Wasserbad.Nach der Entnahme der Probe aus dem Wasserbad lysieren Sie die Erythrozyten mit fünf Milliliter 0,8% Ammoniumchloridlösung und analysieren Sie die Proben auf einem Durchflusszytometer, wie im Text beschrieben. Teilen Sie die periphere Blutprobe zur Kontrolle und Antigenstimulation in Aliquots auf. Fügen Sie beiden Proben kostimulatorische Antikörper hinzu.Dann das nicht typisierbare H influenzae in die Antigenprobe geben und bei 37 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid für eine Stunde inkubieren. Als nächstes fügen Sie das Golgi-Blockmittel Brefeldin A zu den Proben hinzu und inkubieren sie für weitere fünf Stunden. Nach dem Lysieren der Erythrozyten, wie zuvor gezeigt, fixieren Sie die Leukozyten mit 500 Mikrolitern von einem bis 2% Para-Formaldehyd für eine Stunde.Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer und permeabilisieren Sie dann 1 Million Zellen mit 100 Mikrolitern 0,1% Saponin für 15 Minuten. Als nächstes inkubieren Sie die Zellen mit geeigneten fluoreszierenden markierten Antikörpern. Waschen Sie die Zellen und analysieren Sie sie dann mit einem Durchflusszytometer.Bestimmen Sie den Anteil der antigenreagierenden Zellen, indem Sie die relevanten Lymphozytenpopulationen erhalten. Führen Sie eine Hintergrundfärbung an nicht stimulierten Zellen durch, damit alle zu analysierenden Zytokine analysiert werden können. Schneiden Sie etwa 20 bis 40 Gramm der Lobektomieprobe in drei bis fünf Kubikmillimeterabschnitte.Legen Sie sie in eine sterile 50-Mikroliter-Kammer und fragmentieren Sie das Gewebe mechanisch mit einem geeigneten Disaggregator. Nach der Gewebedisaggregation lysieren Sie die roten Blutkörperchen wie gezeigt und resuspendieren Sie die Zellen in sterilem RPMI. Dann filtern Sie die Zellen durch ein 100 Mikrometer steriles Nylonnetz und zählen Sie die lebensfähigen Zellen mit der Trypanblau-Ausschlussmethode.Für den Infektionstest resuspendieren Sie die Lungenzellen in RPMI auf eine Endkonzentration von 4 Millionen Zellen pro Milliliter pro Röhrchen. Dann infizieren Sie die Zellen bei einem MOI von 100 Bakterien pro Zelle. Lösen Sie die Kappe eine halbe Umdrehung, um den Gastransfer in den Rohren zu ermöglichen.Legen Sie die Zellen in den Röhrchenrotator und inkubieren Sie sie bei 37 Grad Celsius, während sie sich mit 12 U/min drehen. Eine Stunde nach der Stimulation Grefeldin A hinzufügen, um den extrazellulären Export von Zytokinen zu verhindern, und die Zellsuspensionen für weitere 16 bis 22 Stunden mit Rotation inkubieren. Am nächsten Tag wird die Zellsuspension mit 500 Mikrolitern PBS gewaschen, das 1% Rinderserumalbumin und 0,01% Natriumazid enthält.Als nächstes färben Sie die Zellsuspension für spezifische menschliche Lymphozyten Zelloberflächenmarker für eine Stunde. Dann waschen Sie die Zellen mit PBS und fixieren und permeabilisieren Sie sie, wie zuvor gezeigt. Als nächstes inkubieren Sie die Zellen mit intrazellulären Zytokin-Färbe-Antikörpern für eine Stunde.Dann waschen Sie die Zellen und resuspendieren Sie sie in 100 Mikroliter PBS, bevor Sie die Daten auf einem Durchflusszytometer erfassen. Messen Sie die Proteolyse über die Wirkung von Metalloproteinasen, fügen Sie fluoresceinmarkiertes Gelatinesubstrat direkt auf die Objektträger des Lungengewebeabschnitts hinzu. Legen Sie die Objektträger horizontal auf und inkubieren Sie sie eine Stunde lang in einer lichtgeschützten Befeuchtungskammer bei 37 Grad Celsius.Um Negativkontrollen vorzubereiten, fügen Sie den Abschnitten einen x Reaktionspuffer ohne fluoreszierende Gelatine zur weiteren Analyse hinzu. Periphere mononukleäre Blutzellen wurden mit Vorwärts- und Seitenstreuung umgated, um die Phagozytenpopulation zu definieren. Die Phagozytenpopulation wurde weiter durch CD14-Expression definiert, um die Monozyten zu markieren.Die ROS-Messung wurde durch Oxidation von DHR 123 durchgeführt, um Fluoreszenz zu erzeugen. Die mediane Fluoreszenz der stimulierten Probe wurde mit der Kontrolle verglichen. Die intrazelluläre Zytokinproduktion durch Lymphozyten wurde mittels Durchflusszytometrie gemessen.Die Zellen wurden zuerst auf ihre Expression des Leukozytenmarkers CD45 und dann auf CD drei und CD vier, CD acht analysiert. Die CD drei, CD vier positiven Zellen wurden auf intrazelluläre Zytokinproduktion in Kontroll- und stimulierten Proben untersucht. Die Proteaseaktivität wurde mittels NC-Zwei-Zymographie in nicht fixierten Lungengewebeschnitten gemessen.Fluoreszierende Färbung zeigte das Vorhandensein von MMP-Aktivität an, die auch mit der Expression von Chromatin kolokalisiert war. Die Zugabe von Antikörpern zu den Lungengewebeproben erfordert eine Konzentration und die Färbung der Zellen erfordert eine Optimierung in Vorexperimenten. Der Überstand der Lungengewebeproben kann mit Techniken wie ELISA und Diese Techniken können verwendet werden, um die Wirkung potenzieller Therapien auf Lungenentzündungen zu beurteilen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Dieses Video zeigt eine in vitro Technik zur Stimulation von Lymphozyten über nicht-typisierbare Haemophilus influenzae (NTHi) und zur Beurteilung der Immunantwort. Die Inkubation isolierter mononukleärer Zellen des peripheren Blutes (PBMCs) mit NTHi bewirkt, dass die Bakterienzellen T-Lymphozyten stimulieren, was zur Zytokinproduktion führt. Nach Hemmung der Sekretion von Zytokinen wird eine Immunfluoreszenzfärbung durchgeführt, um die akkumulierten intrazellulären Zytokine in stimulierten...

Eine In-vitro-Technik zur Stimulation von Lymphozyten über pathogene Bakterien

Dieses Video zeigt die Quantifizierung von Entzündungsmediatoren während einer Infektion durch Inkubation von Immunzellen aus menschlichem Lungengewebe mit Haemophilus influenzae. Die Durchflusszytometrie wird verwendet, um die Zytokinfluoreszenz in markierten Lymphozyten zu messen, die mit der Produktion von proinflammatorischen Zytokinen als Reaktion auf eine bakterielle Infektion korreliert.

Quantifizierung von Entzündungsmediatoren in infizierten menschlichen Gewebezellen

Dieses Video zeigt einen Assay zur Messung von neutralisierenden Antikörpern gegen das Respiratorische Synzytial-Virus (RSV). Die Vorinkubation mit Serum, das RSV-neutralisierende Antikörper enthält, neutralisiert die Viruspartikel und reduziert so die Zellinfektion und die Plaquebildung. Virusinfizierte Zellen werden dann einer Fixierung, Blockierung und Fluorophor-konjugierten Antikörpermarkierung zur Visualisierung von Plaques unterzogen. Dieser Prozess ermöglicht die Identifizierung der...

Ein Assay zur Messung des neutralisierenden Antikörpertiters, der spezifisch für das Respiratorische Synzytialvirus ist

Das humane Respiratorische Synzytial-Virus (HRSV) kann bei jungen Säuglingen schwere Bronchiolitis verursachen. Ein Teil der Pathogenese der schweren HRSV-Erkrankung wird durch die Immunantwort des Wirts verursacht. Die Stimulation primärer humaner Immunzellen mit HRSV bietet ein schnelles und reproduzierbares Modellsystem zur Untersuchung der Aktivierung von Entzündungswegen und Infektionen.

Ein In-vitro-Modell zur Untersuchung der Immunantworten von mononukleären Zellen des humanen peripheren Blutes auf eine Infektion mit humanen respiratorischen Synzytialviren

Wir demonstrieren das Verfahren zur intratrachealen Inokulation von Haemophilus influenzae in die unteren Atemwege von Mäusen. Dies ist ein sehr nützliches Werkzeug, um Signalwege zu untersuchen, die die Entzündung der Atemwege in Mausmodellen regulieren.

Intratracheale Verabreichung von<em&gt; Haemophilus influenzae</em&gt; In Mausmodelle zur Untersuchung Atemwegsentzündung

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Eine optimierte Hämagglutination Inhibition (HI) Assay, Influenza-spezifischen Antikörper-Titer zu quantifizieren

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Beurteilung der respiratorischen Immunantwort auf Haemophilus influenzae

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