Name: Eine wirksame Impfmethode für Phytophthora capsici auf schwarzen Pfefferpflanzen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-16T12:40:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Lernen Sie eine effektive Inokulationsmethode für Phytophthora capsici an schwarzen Pfefferpflanzen. Diese Technik verbessert die Stabilität gegenüber traditionellen Methoden und ermöglicht präzisere Studien zur Pflanzen-Pathogen-Interaktion.

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Diese Arbeit wurde vom National Key R&D Program of China (2020YFD1001200), dem China Agriculture Research System (CARS-11), dem spezifischen Forschungsfonds der Innovationsplattform für Akademiker der Provinz Hainan (YSPTZX202154), der Natural Science Foundation of Hainan Province of China (321RC652) und der Natural Science Foundation of China (Nr. 31601626) finanziell unterstützt.

1. Vorbereitung von schwarzen Pfefferschneidepflanzen für Infektionen
<ol><li>Nehmen Sie einen etwa 40 cm langen Fünfknotenschnitt mit einem Durchmesser von 0,5 cm aus einem gesunden und kräftig wachsenden orthotropen Zweig aus schwarzem Pfeffer mit einem desinfizierten Schnittmesser oder einer Gartenschere. Beschneiden Sie die unteren drei Knoten der plagiotropen Zweige, wobei die oberen beiden Knoten mit etwa 10 Blättern intakt bleiben.</li>
	<li>Bewurzelungssubstrat mit Erde und Tierdung (Kuhdung oder Schafdung) im Verhältnis 1:1 vorbereiten. Autoklavieren Sie das Wurzelsubstrat bei 121 °C für 20 min.</li>
	<li>Setzen Sie die Stecklinge in einem Winkel von ca. 50° in das Wurzelsubstrat ein, wobei der dritte Knoten nur die Oberfläche des Substrats und die Achselknospe auf diesem Knoten über dem Substrat berührt. HINWEIS: Die hier verwendete Tasche hat folgende Abmessungen: Höhe von 40-60 cm, Durchmesser von 25-30 cm.</li>
	<li>Gießen Sie 10-20 L Wasser über die Wurzeln der Pflanze. Stellen Sie die Stecklinge in ein Gewächshaus mit 90% Schatten bei einer Temperatur von 25-30 ° C für die Bewurzelung und das Wachstum.</li>
</ol>2. Vermehrung von Phytophthora capsici (P. capsici)
HINWEIS: Ein Bestand an Phytophthora capsici-Kultur wird im Pflanzenschutzlabor des Gewürz- und Getränkeforschungsinstituts der Chinesischen Akademie der tropischen Agrarwissenschaften7 gehalten.
<ol><li>Bürsten und reinigen Sie die Kartoffelknollen unter fließendem Leitungswasser und schneiden Sie dann 200 g Kartoffeln in Würfel von 1 cm3. Einige der Würfel in ein Becherglas mit 800 ml doppelt destilliertem Wasser (ddH2O) geben und 20 min kochen lassen.</li>
	<li>Filtern Sie die Brühe durch doppelte Gaze mit Schwerkraftfiltration. Kartoffeldextrose-Agar (PDA) vorbereiten, indem Sie dem Filtrat 20 g Dextrose und 15 g Agar hinzufügen und das Volumen bis zu 1 l mit ddH 2 O belegen. Autoklavieren Sie die Mischung bei 121 °C für 20 min8.</li>
	<li>Gießen Sie 20 ml des sterilisierten PDA in flüssiger Form in eine runde Petrischale mit einem Durchmesser von 9 cm in einer laminaren Luftstromhaube. Lassen Sie die PDA-Platten mit Deckeln über Nacht in der laminaren Luftstromhaube geöffnet, um Kondensation zu vermeiden.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Impfschleife, um Myzelien aus dem Phytophthora capsici-Bestand in einem Reagenzglas aufzunehmen. Stellen Sie das Inokulum mit der Myzelseite in Kontakt mit dem PDA in einer Petrischale.</li>
</ol>3. Infektion von schwarzem Pfeffer
<ol><li>Inkubation<ol>
<li>Identifizieren Sie einen Bereich 5 cm über der Substratoberfläche und in der Nähe der Wurzeln am Stiel für die Impfung.</li>
		<li>Kernen Sie eine Myzelienscheibe mit einem Durchmesser von 0,5 cm am wachsenden Rand der Phytophthora capsici-Kultur auf PDA in einer Petrischale mit einem Stopperbohrer.</li>
		<li>Beschädigen Sie den Stiel mit einer Spritzennadel und machen Sie drei Löcher in einem dreieckigen Muster an der ausgewählten Impffläche. Bedecken Sie jedes Loch mit einer Myzelscheibe. Positionieren Sie die Löcher nahe beieinander, um sicherzustellen, dass der verwundete Bereich vollständig mit den Myzelscheiben bedeckt ist.</li>
		<li>Decken Sie die Myzelscheiben mit sterilisierten, angefeuchteten Wattepads ab, um das Austrocknen zu verhindern. Binden Sie das Pad mit einem Polyethylenstreifen auf den Stiel, um die Position der Impfscheiben beizubehalten. HINWEIS: Um 8 Uhr nach der Impfung wurden die geimpften Löcher schwarz und die Läsion dehnte sich im Laufe der Zeit aus. Die Blätter färbten sich gelb und fielen ab, und die geimpfte Pflanze starb 7-10 Tage nach der Impfung. In den Kontrollanlagen entwickelten sich keine Läsionen. Die meisten Gene exprimierten nach der Impfung mit Phytophthora capsici im Vergleich zur Kontrollgruppe anders. Die histopathologische Analyse der infizierten Gewebe zeigte, dass Phytophthora capsici im Xylem besiedelte.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Probieren Sie die Pflanzenmaterialien von Interesse und lagern Sie sie bei -80 ° C in flüssigem Stickstoff für die Verwendung in nachfolgenden Studien. HINWEIS: Flüssiger Stickstoff, Plastiktüten, Markerstifte, Astscheren und andere Materialien wurden vor den Experimenten vorbereitet.</li>
	<li>Nachdem die spezifischen Pflanzenmaterialien für die Verwendung beprobt wurden, autoklavieren Sie alle verbleibenden Pflanzenmaterialien, übrig gebliebene Phytophthora capsici-Kultur und -Kulturmedium sowie alle Instrumente und Laborutensilien, die bei dieser Impfarbeit verwendet werden.</li>
</ol>

<ol><li>Gordo, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+sequencing+of+black+pepper+root+transcriptome%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">High-throughput sequencing of black pepper root transcriptome.</a> BMC Plant Biology. 12 (1), (2012).</li>
<li>Leonian, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+and+fruit+blight+of+Peppers+caused+by+Phytophthora+capsici+sp.+Nov%5BTitle%5D)+AND+%22Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Stem and fruit blight of Peppers caused by Phytophthora capsici sp. Nov.</a> Phytopathology. 12 (9), 401-408 (1922).</li>
<li>Ding, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Priming+maize+resistance+by+its+neighbors%3A+Activating+1%2C4-benzoxazine-3-ones+synthesis+and+defense+gene+expression+to+alleviate+leaf+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Priming maize resistance by its neighbors: Activating 1,4-benzoxazine-3-ones synthesis and defense gene expression to alleviate leaf disease.</a> Frontiers in Plant Science. 6, 830(2015).</li>
<li>Fonseca, C. E. L., Vianda, D. R., Hansen, J. L., Pell, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Associations+among+forage+quality+traits%2C+vigor%2C+and+disease+resistance+in+alfalfa%5BTitle%5D)+AND+%22Crop+Science%22%5BJournal%5D)">Associations among forage quality traits, vigor, and disease resistance in alfalfa.</a> Crop Science. 39 (5), 1271-1276 (1999).</li>
<li>Altier, N. A., Thies, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+resistance+to+Pythium+seedling+disease+in+Alfalfa+using+a+culture+plate+method%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Disease%22%5BJournal%5D)">Identification of resistance to Pythium seedling disease in Alfalfa using a culture plate method.</a> Plant Disease. 79 (4), 341-345 (1995).</li>
<li>Pratt, R. G., Rowe, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+simplified+leaf+inoculation+procedures+for+identification+of+quantitative+resistance+to+Sclerotinia+trifoliorum+in+Alfalfa+seedling%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Disease%22%5BJournal%5D)">Evaluation of simplified leaf inoculation procedures for identification of quantitative resistance to Sclerotinia trifoliorum in Alfalfa seedling.</a> Plant Disease. 82 (10), 1161-1164 (1998).</li>
<li>Hao, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+transcriptome+sequencing+of+black+pepper+%28Piper+nigrum+L.%29+and+an+analysis+of+genes+involved+in+phenylpropanoid+metabolism+in+response+to+Phytophthora+capsici%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">De novo transcriptome sequencing of black pepper (Piper nigrum L.) and an analysis of genes involved in phenylpropanoid metabolism in response to Phytophthora capsici.</a> BMC Genomics. 17 (1), 1-14 (2016).</li>
<li>Dong, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Field+inoculation+and+classification+of+maize+ear+rot+caused+by+Fusarium+verticillioides%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-protocol%22%5BJournal%5D)">Field inoculation and classification of maize ear rot caused by Fusarium verticillioides.</a> Bio-protocol. 8 (23), 3099(2018).</li>
<li>English, J. T., Laday, M., Bakonyi, J., Schoelz, J. E., Érsek, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phenotypic+and+molecular+characterization+of+species+hybrids+derived+from+induced+fusion+of+zoospores+of+Phytophthora+capsica+and+Phytophthora+nicotianae%5BTitle%5D)+AND+%22Mycological+Research%22%5BJournal%5D)">Phenotypic and molecular characterization of species hybrids derived from induced fusion of zoospores of Phytophthora capsica and Phytophthora nicotianae.</a> Mycological Research. 103 (8), 1003-1008 (1999).</li>
<li>Chatterjee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antioxidant+activity+of+some+phenolic+constituents+from+green+pepper+%28Piper+nigrum+L.%29+and+fresh+nutmeg+mace+%28Myristica+fragrans%29%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Antioxidant activity of some phenolic constituents from green pepper (Piper nigrum L.) and fresh nutmeg mace (Myristica fragrans).</a> Food Chemistry. 101 (2), 515-523 (2007).</li>
<li>Pfender, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+sporangia+and+release+of+zoospores+by+Phytophthora+megasperma+in+soil%5BTitle%5D)+AND+%22Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Production of sporangia and release of zoospores by Phytophthora megasperma in soil.</a> Phytopathology. 67 (5), 657-663 (1977).</li>
<li>Nagila, A., Schutte, B. J., Sanogo, S., Idowu, O. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chile+pepper+sensitivity+to+mustard+seed+meal+applied+after+crop+emergence%5BTitle%5D)+AND+%22HortScience%22%5BJournal%5D)">Chile pepper sensitivity to mustard seed meal applied after crop emergence.</a> HortScience. 56 (2), 1-7 (2021).</li>
<li>Lamour, K. H., Stam, R., Jupe, J., Huitema, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+oomycete+broad-host-range+pathogen+Phytophthora+capsica%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Plant+Pathology%22%5BJournal%5D)">The oomycete broad-host-range pathogen Phytophthora capsica.</a> Molecular Plant Pathology. 13 (4), 329-337 (2012).</li>
<li>Hardham, A., Gubler, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polarity+of+attachment+of+zoospores+of+a+root+pathogen+and+pre-alignment+of+the+emerging+germ+tube%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biology+International+Reports%22%5BJournal%5D)">Polarity of attachment of zoospores of a root pathogen and pre-alignment of the emerging germ tube.</a> Cell Biology International Reports. 14 (11), 947-956 (1990).</li>
</ol>

In dieser Studie wurde der Basalkopf gestochen, um ein wirksames Impfsystem in der schwarzen Pfefferpflanze zu schädigen und bereitzustellen. Myzelpellets bedeckten dann die drei Löcher, um Feuchtigkeit zu speichern und es dem Erreger zu ermöglichen, die Pflanze gut zu infizieren. Nach der Impfung färbten sich die Blätter gelb und fielen ab und die geimpften Pflanzen starben. In den Kontrollanlagen entwickelten sich keine Läsionen. Die meisten Gene exprimierten nach der Impfung mit Phytophthora capsici im Vergle...

Schwarzer Pfeffer (Piper nigrum L.) ist ein holziger Kletterer und eine der wichtigsten Gewürzpflanzen. Er ist als "König der Gewürze"1 bekannt und wird in über 40 Ländern und Regionen in Asien, Afrika und Lateinamerika angebaut. Phytophthora-Wurzelfäule ist die verheerendste Krankheit des schwarzen Pfeffers und wird durch den Oomyceten Phytophthora capsici verursacht. Dieser Erreger infiziert auch Kürbisgewächse, Auberginen, Chilischoten und Tomaten 2,3. Mit schwarzem Pfeffer kann manchmal eine ganze Ernte durch diese Krankheit dezimiert werden. Die Ausweitung der Pfefferanbauflächen ist aufgrund der Nichtverfügbarkeit resistenter Sorten eingeschränkt, was die Entwicklung der chinesischen Schwarzpfefferindustrie erheblich behindert hat. Eine effektive Impfung und ein präzises Probenahmesystem für Phytophthora capsici an schwarzen Pfefferpflanzen sind für die Untersuchung dieser Pflanzen-Pathogen-Interaktion unerlässlich.
Die Identifizierung und das Screening von Resistenzen in Keimplasmaressourcen ist die Grundvoraussetzung für die Erforschung der Pathogenität des Erregers und die Züchtung und Verwertung resistenter Sorten. Ein weit verbreiteter Ansatz ist die Verwendung einer Vielzahl von Identifizierungsmethoden, die auf Pflanzenarten und Krankheitserregergruppen basieren. Zu den derzeitigen Identifizierungsmethoden gehören die Identifizierung von Populationen, die Identifizierung von Einzelpersonen, die Identifizierung von Organen, die Identifizierung von Geweben, die Identifizierung von Zellen, die biochemische Identifizierung und die molekulare Identifizierung, die in den letzten Jahren entwickelt wurden 4,5. In diesen Bereichen gab es Erfolge, aber es gibt auch viele Probleme. Unabhängig davon, welche Methode gewählt wird, sind die grundlegenden Anforderungen an die Identifizierung von Pflanzenresistenzen konsistent, einschließlich klarer Ziele, zuverlässiger Ergebnisse und Methoden, die einfach, schnell und leicht zu standardisieren sind. Dieses Prinzip muss auch bei der Identifizierung von Schwarzpfefferresistenzen befolgt werden.
Unter natürlichen Feldbedingungen kann die Identifizierung von Krankheitsresistenzen durch viele Umweltfaktoren beeinflusst werden. Daher wurde vorgeschlagen, abgelöste Blätter und bewässerte Wurzeln im Labor zu verwenden, um Krankheitsresistenzen zu identifizieren. Junge Blätter von gesunden Pflanzen wurden in vitro im Labor geimpft, und die erkrankte Blattfläche wurde durch Impfung des Erregers gemessen, um die Krankheitsresistenz von Pflanzen zu identifizieren6. Die In-vitro-Blattimpfung kann jedoch nur zur allgemeinen Resistenzidentifizierung und nicht für molekulare Interaktionsstudien verwendet werden. Trotzdem zeigt sich der krankheitsresistente Status häufig in der bewässerten Wurzelimpfung, was zu Unsicherheit in der Folgestudie der molekularen Züchtung auf Krankheitsresistenz führt. Daher sind schnelle und einfache Indoor-Detektionsmethoden unerlässlich. Diese Studie zielt darauf ab, eine Methode zur Resistenzidentifikation im Labor bereitzustellen.

<table><tbody><tr><td>Agar-Pulver</td><td>Solarbio</td><td>A8190</td><td></td></tr><tr><td>Reinbank</td><td>Haier</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dextrose</td><td>Xilong Scientific</td><td>15700501</td><td></td></tr><tr><td>Hochtemperatur-Sterilisationsofen</td><td>Zaelway</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petrischalenplatten</td><td>Biosharp</td><td>BS-90-D</td><td></td></tr></tbody></table>

eine wirksame impfmethode für phytophthora capsici auf schwarzen pfefferpflanzen

An Effective Inoculation Method for Phytophthora capsici on Black Pepper Plants

Piper nigrum L. (schwarzer Pfeffer) ist eine typische holzige Rebe, die weltweit eine wirtschaftlich wichtige Gewürzpflanze ist. Die Produktion von schwarzem Pfeffer wird erheblich durch die durch Phytophthora capsici verursachte Wurzelfäulekrankheit beeinträchtigt, die die Branchenentwicklung als "Engpassproblem" ernsthaft beeinflusst hat. Der molekulargenetische Mechanismus der Resistenz in schwarzem Pfeffer ist jedoch unklar, was zu langsamen Fortschritten bei der Entwicklung neuer schwarzer Pfeffersorten führt. Eine effektive Impfung und ein präzises Probenahmesystem für Phytophthora capsici an schwarzen Pfefferpflanzen sind für die Untersuchung dieser Pflanzen-Krankheitserreger-Interaktion unerlässlich. Das Hauptziel dieser Studie ist es, eine detaillierte Methodik zu demonstrieren, bei der der basale Kopf von schwarzem Pfeffer mit Phytophthora capsici beimpft wird, und gleichzeitig eine Referenz für die Impfung von holzigen Rebpflanzen zu liefern. Der Basalkopf der schwarzen Pfefferpflanze wurde gestochen, um sie zu beschädigen, und Myzelpellets bedeckten die drei Löcher, um die Feuchtigkeit zu speichern, damit der Erreger die Pflanze gut infizieren konnte. Diese Methode bietet eine bessere Möglichkeit, die Instabilität zu lösen, die durch traditionelle Impfmethoden verursacht wird, einschließlich Bodentränken oder Wurzeltauchen. Es bietet auch ein vielversprechendes Mittel, um die Wirkungsweise zwischen Pflanzen und anderen bodenbürtigen Pflanzenpathogenen in der landwirtschaftlichen Präzisionszüchtung zu untersuchen.

Abbildung 1 zeigt die Symptome von schwarzen Pfefferblättern nach der Impfung von P. capsici. Abbildung 2 zeigt die Symptome von schwarzen Pfefferstängeln nach P. capsici Impfung. Der Erreger infizierte den schwarzen Pfeffer am basalen Stamm; Symptome wie Blattvergilbung, Welken auftreten, Xylembräunung und allmähliches Auftreten von Gefäßschwärzungen. Abbildung 3 zeigt, dass die meisten Gene nach der Impfung mit ...

Das Nadelstechen des Basalkopfes der schwarzen Pfefferpflanze ist eine kurze und zeitsparende Methode, um sie zu beschädigen. Hier haben wir detaillierte Schritte mit einem Video zur Infektion von schwarzen Pfefferpflanzen bereitgestellt.

Eine wirksame Impfmethode für Phytophthora capsici auf schwarzen Pfefferpflanzen

Piper nigrum L. (black pepper) is a typical woody vine that is an economically important spice crop across the world. Black pepper production is ...

Das folgende Experiment führt eine effektive Impf- und präzise Probenahmemethode für Phytophthora capsici an schwarzen Pfefferpflanzen ein. Schwarzer Pfeffer, eine typische holzige Rebe, ist eine wirtschaftlich wichtige Gewürzpflanze. Die Produktion von schwarzem Pfeffer ist hauptsächlich von der Wurzelfäulekrankheit betroffen, die durch Phytophthora capsici verursacht wird, und hat die industrielle Entwicklung ernsthaft beeinflusst.Eine effektive Impfung und ein präzises Probenahmesystem für Phytophthora capsici an schwarzen Pfefferpflanzen ist wichtig für die Untersuchung der Pflanzen-Pathogen-Interaktion. Das Hauptziel dieser Studie ist es, eine detaillierte Methodik zu demonstrieren, bei der der basale Kopf von schwarzem Pfeffer mit Phytophthora capsici beimpft wurde, und auch eine Referenz für die Impfung von holzigen Rebpflanzen zu liefern. Diese Methode bietet eine bessere Möglichkeit, die Instabilität zu lösen, die durch die traditionelle Impfmethode verursacht wird, wie z. B. Bodendurchnässung oder Wurzeltauchen.Experimentelle Verfahren. Die Stecklinge von schwarzen Paprikaschoten werden zwei Monate lang in der kontrollierten Umgebung gepflanzt. Subkulturieren Sie die Phytophthora capsici und inkubieren Sie fünf Tage lang unter 25 Grad Celsius.Am Tag der Infektion sind die Agarblöcke auf den drei Löchern bedeckt, die von der Nadel kleben. Und schließlich, charakterisieren Krankheitssymptome. Vorbereitung von schwarzen Pfefferschneidepflanzen für Infektionen.Schneiden Sie orthotrope Zweige in 40 Zentimeterlängen und 0,5 Zentimeter Durchmesser und entfernten Sie plagiotrope Äste an den unteren Knoten mit sterilem Messer und Gartenschere. Der geschnittene Zweig sollte zwei Knoten und fünf Blätter an der Oberseite enthalten, um den Wasserverlust zu reduzieren. Schneiden Sie den oberen Teil auf einen flachen Schnitt und den unteren Teil auf einen schrägen Schnitt.Das Wurzelsubstrat des schwarzen Pfefferschneidens wurde zu einer Mischung hergestellt, die Erde und Tierdung wie Kuhdung, Schafdung usw. im Verhältnis eins zu eins enthielt. Der Boden wurde bei etwa 121 Grad Celsius für 20 Minuten autoklaviert. Verwenden Sie die Zuchtsäcke von 30 Zentimeter Durchmesser und 50 Zentimeter Höhe, um die Wurzelsubstrate zu platzieren.Bereiten Sie eine Neigung von 50 Grad vor, um die Substrate aufzufüllen. Die Stecklinge wurden in einem Winkel von 50 Grad platziert, mit mehr als drei Knoten unter dem Substrat. Sie wurden mit dem Wurzelmedium bedeckt und der Hilfsteil sollte auf dem Medium haften.Schließlich wurden die Stecklinge vollständig infiltriert. Das gerade Schneiden wurde verwendet, um den Schnitt einzufügen. Herstellung von Phytophthora capsici-Kulturen.Wählen Sie krankheitsfreie Kartoffeln. Die Kartoffeln aufräumen und in kleine Quadrate schneiden. Geben Sie 200 Gramm Kartoffeln in 800 Milliliter doppelt destilliertes Wasser und kochen Sie für 20 Minuten.Filtern Sie dann die Mischung. Fügen Sie 20 Gramm Dextrose hinzu. Füllen Sie die Mischung auf einen Liter mit doppelt destilliertem Wasser.Fügen Sie 15 Gramm Agarpulver in das Filtrat hinzu. Dosieren Sie das Medium in Flaschen und verschließen Sie es mit Parafilm. Autoklavieren Sie das Medium bei 121 Grad Celsius für 20 Minuten.Das berechnete Medium Kartoffelagar wurde in die Petrischalenteller gegeben und zur Erstarrung auf der sterilen Bank gekühlt. Die Impfnadel wurde durch Erhitzen mit alkoholverbrennender Lampe und Abkühlen für mehrere Sekunden desinfiziert. Nehmen Sie kleine Stücke Pilzproben mit steriler Impfung und legen Sie sie auf PDA.Das Myzel bedeckt etwa drei Viertel der Platte. Kulturen sind bereit für weitere Experimente. Infektion von schwarzen Paprikaschoten.Die Position, die fünf Zentimeter von der Oberfläche des Substrats entfernt ist, wurde als Inkubationspunkt betrachtet. Der Inkubationsort sollte nicht weit von der Wurzel entfernt sein, um eine Verlängerung der infektiösen Zeit zu vermeiden. Detaillierte Schritte des Nadelstichs sind wie folgt.Ein Myzelpellet von Phytophthora capsici wurde mit einem Stopperbohrer gesammelt. Insbesondere neu entwickelte Myzelpellets am Rand der Platte wurden aufgrund ihrer höheren infektiösen Aktivitäten bevorzugt ausgewählt. Sterilisieren Sie einen Stiel mit 75% Ethanol und nehmen Sie drei dreieckige Poren an der sterilisierten Position mit der Impfnadel.Drei dreieckige Poren an der Impfstelle wurden mit der Impfnadel geklebt, und Myzelpellets wurden auf den drei Poren bedeckt. Nach acht Stunden wurden die Poren im Allgemeinen schwarz. Die Dilatation wurde mit der Verlängerung der Inkubation erweitert.Nach sieben bis zehn Tagen färbten sich die Blätter gelb und fielen ab, bis schwarzer Pfeffer abstarb. Die darstellbaren Ergebnisse lauten wie folgt. Nach der Infektion treten die Symptome bei den schwarzen Pfefferpflanzen auf, einschließlich Blattvergilbung und Welken, Xylembräunung und Gefäßschwärzung.Die meisten Gene exprimierten nach der Impfung mit Phytophthora capsici anders als in der Kontrollgruppe. Die histopathologische Analyse infizierter Gewebe hat gezeigt, dass Phytophthora capsici im Xylem besiedelt ist. Schlussfolgerung. In dieser Studie wurde das Nadelstechen des Basalkopfes verwendet, um ihn zu schädigen, um eine wirksame Impfung zu gewährleisten, und das Verdopplungssystem in schwarzem Pfeffer.In der Zwischenzeit stellt dieses Protokoll auch eine effizientere Möglichkeit dar, eine Referenz für die Inkubation mit bereitzustellen - Unsere Methode kann mehr Zeit geben und kürzer arbeiten. Dieses Protokoll liefert ein besseres Ergebnis, das eine starke Interaktion zwischen einer Pflanze und dem bodenbürtigen Erreger ermöglicht. Das ist sichtbar und ein bequemer, um den dynamischen Prozess zwischen Pflanzen und ihren Krankheitserregern zu erkennen.Bei unserer Methode fangen wir an, den Basalkopf der schwarzen Pfefferpflanze zu stechen, damit er sie schädigt. Dann wird der beschädigte Bereich direkt mit dem Phytophthora capsici bedeckt und die Feuchtigkeit gehalten. Damit der Erreger die Pflanze infizieren könnte.Wir bieten auch einen vielversprechenden Weg für die Untersuchung der Wirkungsweise zwischen Pflanzen und anderen bodenbürtigen Pflanzenpathogenen in der landwirtschaftlichen Präzisionszüchtung.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Genetics

Genetik

Quelle: Rufián, J. S., et.al. Einzelzellanalyse der Expression von Pseudomonas syringae-Genen im Pflanzengewebe. J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video demonstriert eine Vakuuminfiltrationsmethode, um einen bakteriellen Erreger in die Blätter von Arabidopsis-Pflanzen einzuführen. Der Ansatz verwendet eine präparierte bakterielle Suspension und Vakuumimpulse, um einen gleichmäßigen Eintritt durch die Spaltöffnungen zu ermöglichen, was zu einer kontrollierten Blattinfektion führt.

Inokulation eines bakteriellen Erregers in Arabidopsis-Blätter mittels Vakuuminfiltration

Dieses Video zeigt den Assay zur Hemmung des Sämlingswachstums in der Pflanze Arabidopsis thaliana. Der Einfluss einer erhöhten Konzentration des Immunpeptid-Elicitors auf das Wachstum der Sämlinge wird bestimmt.

Messung der immuninduzierten Hemmung des Sämlingswachstums

Dieses Protokoll zeigt zwei Impfung Methoden, um den Pilz Entomoerreger...

Gründung Fungal Entomopathogens als Endophyten: Gegen Endophytic Biological Control

Die Verwendung einer Nadelinjektionsmethode zur Inokulation von Mais- und Teosintenpflanzen mit dem biotrophen Erreger Ustilago maydis wird beschrieben.  Die Nadelinjektionsimpfung erleichtert die kontrollierte Abgabe des Pilzerregers zwischen den Pflanzenblättern, wo der Erreger durch die Bildung von Appresorie in die Pflanze gelangt. Diese Methode ist hocheffizient und ermöglicht reproduzierbare Impfungen mit U. maydis.

Eine schnelle und effiziente Methode zur Beurteilung der Pathogenität von Ustilago-Maydis auf Mais- und Teosintenlinien

Agroinfiltration und PVX-Agroinfektion sind routinemäßige funktionelle Assays für die transiente ektopische Expression von Genen in Pflanzen. Diese Methoden sind effiziente Assays in Effektoromik-Strategien (schnelle Resistenz und Avirulenz-Gen-Entdeckung) und entscheidend für die moderne Forschung in der molekularen Pflanzenpathologie. Sie erfüllen die Nachfrage nach robuster Hochdurchsatz-Funktionsanalyse in Anlagen.

Agroinfiltration und PVX Agroinfektion in Kartoffel und Nicotiana benthamiana

Die Quantifizierung des Erregerwachstums ist ein leistungsfähiges Werkzeug zur Charakterisierung verschiedener Immunantworten von Arabidopsis thaliana (im Folgenden: Arabidopsis). Das hier beschriebene Verfahren stellt einen optimierten Spritzeninfiltrationsassay zur Quantifizierung der Pseudomonas syringae pv dar. Maculicola ES4326-Wachstum in adulten Arabidopsis-Blättern.

Bakterielle Blatt Infiltration Assay für Bildende Charakterisierung pflanzlicher Abwehrreaktionen mit Hilfe der<em&gt; Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae</em&gt; Pathosystem

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Pflanze Virulenz mit dem Werk Erreger testen Magnaporthe Grisea. Dieser Bericht wird dazu beitragen, das große Screening von Pathotypen von Pilzen Isolaten und dienen als ein ausgezeichneter Ausgangspunkt für das Verständnis der resistenten Mechanismen der Pflanzen während der molekularen Züchtung.

Die Pflanze-Infektion-Test: Spray und Wunde-vermittelten Inokulation mit Pflanzen Pathogen Magnaporthe Grisea

Wir präsentieren ein Protokoll zum Aufbau eines einfachen Sporenverteilungssystems, bestehend aus einer Impfbox mit einem ~50 μm Netz und einer transparenten Kunststoffkammer. Damit lassen sich Pflanzen gleichmäßig mit Mehltausporen impfen und so eine genaue und reproduzierbare Beurteilung der Krankheitsphänotypen der untersuchten Pflanzen ermöglichen.

Eine einfache und flexible Impfmethode zur genauen Beurteilung von Phänotypen von Arabidopsis und anderen Pflanzen bei Mehltauinfektionen

Dieses Protokoll enthält eine detaillierte Zusammenfassung der Strategien zur Beimpfung von Pflanzenwurzeln mit bodenbürtigen Mikroben. Am Beispiel der Pilze Verticillium longisporum und Verticillium dahliae werden drei verschiedene Wurzelinfektionssysteme beschrieben. Mögliche Anwendungen und mögliche nachgelagerte Analysen werden aufgezeigt und Vor- oder Nachteile für jedes System diskutiert.

Impfungsstrategien zur Infektion von Pflanzenwurzeln mit bodenbürtigen Mikroorganismen

Dieses Protokoll stellt ein optimiertes Bioassay-System für abgetrennte Blätter vor, um die Wirksamkeit von entomopathogenen Pilzen (EPF) gegen die Senfblattlaus (Lipaphis erysimi (Kalt.)), ein parthenogetisches Insekt, zu bewerten. Die Methode beschreibt den Prozess der Datenerhebung während Petrischalenexperimenten und ermöglicht es den Forschern, die Virulenz von EPF gegen Senfblattläuse und andere parthenogenetische Insekten konsistent zu messen.

Bewertung der aphidiziden Wirkung entomopathogener Pilze gegen parthenogenetisches Insekt, Senfblattlaus, Lipaphis erysimi (Kalt.)

Für die Massenaufzucht von Chilithripsen mit einer modifizierten Methode mit abgelösten Blättern in agarhaltigen Glasbehältern wurde ein Bioassay-Protokoll für abgelöste Blätter etabliert, das ein hohes Überleben und eine synchronisierte Entwicklung gewährleistet. Dieses System ermöglicht ein effizientes Screening der Virulenz entomopathogener Pilze gegen Larven des 2. Stadiums und bietet eine zuverlässige Thripsversorgung für Labor-, Gewächshaus- und Feldbewertungen.

Etablierung eines Aufzuchtsystems für Chilithripse (Scirtothrips dorsalis Hood) zum Virulenzscreening von entomopathogenen Pilzen

Lernen Sie eine effektive Inokulationsmethode für Phytophthora capsici an schwarzen Pfefferpflanzen. Diese Technik verbessert die Stabilität gegenüber traditionellen Methoden und ermöglicht präzisere Studien zur Pflanzen-Pathogen-Interaktion.

Eine wirksame Impfmethode für Phytophthora capsici auf schwarzen Pfefferpflanzen

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