Name: Ein Nagetiermodell der Ross-Operation: Syngene Lungenarterientransplantatimplantation in einer systemischen Position (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-04-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 20 s
Description: Erfahren Sie die Implantation eines syngenen Lungenarterientransplantats in die abdominale Aorta bei Ratten. Dieses Nagetiermodell simuliert die Ross-Operation und ermöglicht die Bewertung der Gefäßadaptation.

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Die Studie wurde aus dem integrierten Budget für ressortübergreifende Forschung (BIRD) 2019 finanziert.

Alle Verfahren wurden vom Tierpflegeausschuss der Universität Padua (OPBA, Protokollnummer Nr. 55/2017) genehmigt und vom italienischen Gesundheitsministerium (Genehmigung Nr. 700/2018-PR) in Übereinstimmung mit der Richtlinie 2010/63/EU der Europäischen Union und dem italienischen Gesetz 26/2014 über die Pflege und Verwendung von Versuchstieren genehmigt.
1. Tierpflege und Versuchsmodell
<ol><li>Stellen Sie sicher, dass alle Lewis-Ratten von einem einzigen Unternehmen bezogen werden (Materialtabelle). Halten Sie die Ratten in konventionellen Einrichtungen mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass das Gewicht der Ratten zwischen 320 und 400 g für die Empfängergruppe und 200-250 g für die Spendergruppe liegt.</li>
</ol>2. Präoperatives Protokoll
HINWEIS: Alle Operationen müssen unter sauberen Bedingungen durchgeführt werden. Verwenden Sie männliche und weibliche erwachsene Lewis-Ratten als Empfänger und Spender, um eine syngene Transplantation durchzuführen.
<ol><li>Führen Sie 15 Minuten vor der Operation eine intraperitoneale Injektion von Tramadol (5 mg/kg) durch.</li>
	<li>Verabreichen Sie unmittelbar vor der Operation eine Einzeldosis intramuskuläres Gentamicin (5 mg/kg).</li>
	<li>Zur Anästhesieinduktion 4% Sevofluran in 1 l/min Sauerstoff in eine Poly(methylmethacrylat)-Kammer geben, in der das Tier platziert wird. Verwenden Sie zur Aufrechterhaltung der Anästhesie während des gesamten Verfahrens 2,0-2,5% Sevofluran in 1 l / min Sauerstoff.</li>
	<li>Rasieren Sie das Tier entlang der Mittellinie für 2 cm Breite vom Brustbein bis 1 cm über dem Genitalbereich mit einem Rasiermesser. Dann sterilisieren Sie die Haut mit Jodlösung.</li>
	<li>Um zu verhindern, dass das Tier nass wird und um eine Wärmeausbreitung während der Operation zu verhindern, bedecken Sie das Tier mit einer transparenten Kunststofffolie.</li>
	<li>Bewerten Sie das Niveau der Anästhesie vor der Durchführung des Verfahrens, indem Sie das Fehlen einer Reaktion auf einen schädlichen Reiz beurteilen.</li>
</ol>3. Geberbetrieb
<ol><li>Tier- und Herzpräparation:<ol>
<li>Legen Sie das betäubte Tier auf ein Korktablett mit der Schwanzseite zum Chirurgen. Führen Sie einen xipho-schamartigen Schnitt von ca. 5-6 cm durch und ziehen Sie die beiden muskulokutanen Klappen seitlich zurück.</li>
		<li>Verabreichen Sie ein Volumen von 1 ml Kochsalzlösung bei 4 °C mit 500 IE Heparin durch die abdominale Hohlvene.</li>
		<li>Schneiden Sie nach 1 Minute das Zwerchfell von links nach rechts und führen Sie eine vordere Thorakotomie durch, um das Herz freizulegen.</li>
		<li>Kühlen Sie das schlagende Herz ab, indem Sie Kochsalzlösung bei 4 °C tropfen lassen.</li>
		<li>Führen Sie eine Perikardektomie und eine Thymektomie durch, um einen vollständigen Überblick über den Aortenbogen zu erhalten. Entfernen Sie das verbleibende Fettgewebe, das die Aorta umgibt.</li>
		<li>Schnitt am Bogen, knapp über dem Ursprung der innominaten Arterie; Trennen Sie auch die letztere.</li>
		<li>Schneiden Sie die thorakale Vena cava inferior (IVC) ab und führen Sie eine 22 G Kanüle ein, um das Herz mit 20-25 ml Kochsalzlösung bei 4 ° C unter leichtem Druck zu infundieren. Beenden Sie die Durchblutung, wenn das Herz aufhört zu schlagen und der Fluss aus der Aorta klar wurde.</li>
	</ol>
</li>
	<li>PAG explant: HINWEIS: Eine genaue Ernte und schonende Handhabung des PAG ist zwingend erforderlich, um eine optimale Implantation beim Empfänger zu erreichen. Berühren Sie es nicht direkt mit Instrumenten, sondern verwenden Sie Stattdessen Wattestäbchen.<ol>
<li>Führen Sie eine Ultraschalluntersuchung durch, um den PA-Durchmesser in seiner nativen Position zu beurteilen.</li>
		<li>Führen Sie eine Mikrozange unter die hintere Wand des Gefäßes ein und schneiden Sie diese mit einer Mikroschere so nah wie möglich an ihrer Verzweigung, um die Länge des PAG zu maximieren.</li>
		<li>Halten Sie die PA vorsichtig mit der ringförmigen Mikrozange fest und trennen Sie sie mit der Mikrofederschere von der rechten Herzkammer. Ernte den PAG, einschließlich einiger rechtsventrikulärer Muskeln.</li>
	</ol>
</li>
	<li>PAG-Vorbereitung:<ol>
<li>Legen Sie den PAG auf eine mit kalter Kochsalzlösung angefeuchtete Gaze auf den Operationstisch und untersuchen Sie das Gefäß unter dem Operationsmikroskop.</li>
		<li>Schneiden Sie reichlich vorhandenes umgebendes Gewebe ab und lassen Sie nur 1 mm Ventrikelmuskel zurück. Stellen Sie die Länge des Behälters auf 5 mm ein.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Implantation der Lungenarterientransplantation (PAG)
<ol><li>Vorbereitung des Empfängertieres:<ol>
<li>Legen Sie das betäubte Tier auf ein Korktablett mit der Schwanzseite zum Chirurgen.</li>
		<li>Führen Sie einen medianen Längsschnitt durch und verwenden Sie zwei Mini-Retraktoren, um den Bauch offen zu halten.</li>
		<li>Extrahieren Sie den Darm mit zwei Wattestäbchen und bedecken Sie ihn mit einer mit 39 ° C Kochsalzlösung getränkten Gaze, die die Visualisierung des retroperitonealen Bereichs unter Exposition der infrarenalen Bauchaorta (AA) ermöglicht. HINWEIS: Während der Operation ist es wichtig, den Darm gelegentlich mit einer Spritze mit 39 ° C Kochsalzlösung zu befeuchten, um Hypothermie zu verhindern, ein kritischer Zustand, der bei Nagetieren häufig auftritt.</li>
		<li>Streifen Sie das hintere parietale Peritoneum zwischen den beiden Nierenarterien und der Beckenverzweigung mit zwei Wattestäbchen ab und entfernen Sie das Fettgewebe um die infrarenale AA. Lassen Sie nur einen kleinen Teil Fett über dem AA, um die Handhabung auf dem Gefäß zu erleichtern.</li>
		<li>Trennen Sie den AA vom IVC. Um dieses Verfahren durchzuführen, passieren Sie zunächst eine gekrümmte Pinzette hinter der hinteren Aortenwand und öffnen Sie damit einen Durchgang zwischen AA und IVC. Verwenden Sie dann eine 2-0-Seidennaht, um eine Schlaufe um die AA zu erstellen, um das Gefäß anzuheben und das AA von IVC zu trennen. Ligatieren Sie jede Lendenarterie, die aus der infrarenalen AA entsteht, mit 6/0 Seidennaht und teilen Sie sie.</li>
		<li>Drehen Sie das Tier um 90 ° gegen den Uhrzeigersinn und legen Sie den Kopf auf die linke Seite des Bedieners. Die AA lagen nun horizontal im mikroskopischen Feld.</li>
		<li>Verwenden Sie zwei Yasargil-Clips, um das infrarenale AA zu klemmen und platzieren Sie sie in einem Abstand von 1,5 cm voneinander. Transektieren Sie die AA in der Mitte zwischen den beiden Clips.</li>
		<li>Bewässern Sie die beiden Enden der Gefäße mit Heparin (1 UI / ml) in Kochsalzlösung, um Gerinnsel zu entfernen. Entfernen Sie alle abenteuerlichen Trümmer aus den Gefäßen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>PAG-Implantation:<ol>
<li>Platzieren Sie den PAG zwischen den beiden Enden, wobei das ventrikuläre Ende in Richtung des kranialen Teils des Tieres verläuft.</li>
		<li>Verwenden Sie eine 10-0-Polypropylennaht, um zwei markante Einzelstiche durchzuführen, die das PG mit dem AA verbinden. Führen Sie den Vorgang an beiden Enden des PAG durch, indem Sie die Naht auf gegenüberliegenden Seiten des Gefäßumfangs platzieren.</li>
		<li>Führen Sie eine End-to-End-Anastomose zwischen PAG und AA durch, beginnend mit dem distalen Ende. Verwenden Sie eines der beiden Enden der distalen Landmarknaht für die hintere Anastomose mit einer Empfänger-zu-Transplantat-Out-in/In-Out-Sequenz, um eine laufende Naht von etwa sechs Stichen durchzuführen.</li>
		<li>Sobald die Naht die proximale Landmarke erreicht hat, führen Sie eine doppelte halbe Kupplung durch, die durch einen quadratischen Knoten mit der Naht und einem der beiden Enden der proximalen Landmarknaht vervollständigt wird. Tragen Sie eine gummibeschlagene Mückenzange auf die Nähte auf, um Traktion zu gewährleisten.</li>
		<li>Führen Sie die gleiche Anastomose an der Vorderwand durch. Setzen Sie den gesamten Vorgang am proximalen Ende des PAG fort. Achten Sie besonders darauf, wenn Sie die proximale Anastomose durchführen, um zu vermeiden, dass eine Packungsbeilage in die Nahtlinie aufgenommen wird.</li>
		<li>Lassen Sie zuerst den distalen Clip los, um den PAG mit retrogradem Blut (Niederdruckfluss) füllen zu lassen, um die Anastomose zu überprüfen. Reparieren Sie alle Blutleckagen mit einer einzigen Naht. Sobald die distale Anastomose ausgewertet ist, führen Sie das gleiche Verfahren am proximalen Ende durch.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Letzte Schritte der Operation am Empfänger:<ol>
<li>Beurteilen Sie die Durchgängigkeit des PAG und tragen Sie zwei Streifen Gelatineschwamm über die Nahtlinien auf beiden Seiten des PAG auf (falls erforderlich). Üben Sie sanften Druck für ein paar Sekunden mit zwei Wattestäbchen aus, um die Hämostase zu unterstützen.</li>
		<li>Versetzen Sie den Darm in die Bauchhöhle und schließen Sie die Wände mit einer 4/0 Polypropylen-Laufnaht.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Scheinoperatives Verfahren
<ol><li>Führen Sie eine identische Vorbereitung des Tieres durch, wie zuvor für Empfängerratten dargestellt.</li>
	<li>Schneiden Sie die infranale AA, auf halbem Weg zwischen dem Ursprung der Nieren- und der Beckenarterien.</li>
	<li>Nähern Sie sich den beiden Enden der AA mit einer End-to-End-Anastomose, wie zuvor beschrieben. Entfernen Sie die beiden Clips und führen Sie ein genaues Hämostaseverfahren durch.</li>
	<li>Positionieren Sie den Darm neu und schließen Sie die Bauchdecke in Schichten, wie bei den Empfängertieren.</li>
</ol>6. Postoperative Versorgung und Nachsorge
<ol><li>Verabreichen Sie warme Kochsalzlösung (5 ml) in das Unterhautgewebe des Rückens des Tieres zur Hydratation. Legen Sie die Ratte unter eine Heizlampe und überwachen Sie sie visuell bis zum Erwachen, was normalerweise bis zu 5 Minuten dauert, nachdem die Narkose gestoppt wurde. Stellen Sie das Tier in einen Käfig mit einer Raumtemperatur von 22-24 °C mit sofortigem und uneingeschränktem Zugang zu Futter und Wasser.</li>
	<li>Intramuskuläres Tramadol (5 mg/kg) zur postoperativen Analgesie in den ersten 48 h nach der Operation zweimal täglich verabreichen. Danach überwachen Sie regelmäßig den Gesundheitszustand und das Körpergewicht des Empfängers täglich.</li>
	<li>Follow-up: Führen Sie während des Follow-ups Seriat-Ultraschalluntersuchungen nach einer Woche, einem Monat und zwei Monaten durch, um die PAG-Funktion zu bewerten. Messen Sie während dieser Studien den Gefäßdurchmesser, die maximale systolische Geschwindigkeit (PSV) und die enddiastolische Geschwindigkeit. Messen Sie diese Parameter innerhalb des PAG und auf der Ebene der proximalen und distalen AA.</li>
	<li>Euthanasieren Sie die Tiere nach zwei Monaten Follow-up durch Anwendung von CO2 für einige Minuten und explantieren Sie dann das PAG, das einer histopathologischen Analyse unterzogen wird.</li>
</ol>

<ol><li>Botto, L. D., Correa, A., Erickson, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Racial+and+temporal+variations+in+the+prevalence+of+heart+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Racial and temporal variations in the prevalence of heart defects.</a> Pediatrics. 107 (3), 32(2001).</li>
<li>Vergnat, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aortic+stenosis+of+the+neonate%3A+A+single-center+experience%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aortic stenosis of the neonate: A single-center experience.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (1), 318-326 (2019).</li>
<li>Hraška, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+long-term+outcome+of+open+valvotomy+for+critical+aortic+stenosis+in+neonates%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The long-term outcome of open valvotomy for critical aortic stenosis in neonates.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 94 (5), 1519-1526 (2012).</li>
<li>Kaza, A. K., Pigula, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Are+bioprosthetic+valves+appropriate+for+aortic+valve+replacement+in+young+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%3A+Pediatric+Cardiac+Surgery+Annual%22%5BJournal%5D)">Are bioprosthetic valves appropriate for aortic valve replacement in young patients.</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 19 (1), 63-67 (2016).</li>
<li>Myers, P. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcomes+after+mechanical+aortic+valve+replacement+in+children+and+young+adults+with+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Outcomes after mechanical aortic valve replacement in children and young adults with congenital heart disease.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (1), 329-340 (2019).</li>
<li>Donald, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ross+operation+in+children%3A+23-year+experience+from+a+single+institution%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Ross operation in children: 23-year experience from a single institution.</a> The Annals of thoracic surgery. 109 (4), 1251-1259 (2020).</li>
<li>Khwaja, S., Nigro, J. J., Starnes, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Ross+procedure+is+an+ideal+aortic+valve+replacement+operation+for+the+teen+patient%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%3A+Pediatric+Cardiac+Surgery+Annual%22%5BJournal%5D)">The Ross procedure is an ideal aortic valve replacement operation for the teen patient.</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. , 173-175 (2005).</li>
<li>Elkins, R. C., Lane, M. M., McCue, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ross+operation+in+children%3A+late+results%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Ross operation in children: late results.</a> The Journal of Heart Valve Disease. 10 (6), 736-741 (2001).</li>
<li>Chambers, J. C., Somerville, J., Stone, S., Ross, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+autograft+procedure+for+aortic+valve+disease%3A+long-term+results+of+the+pioneer+series%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Pulmonary autograft procedure for aortic valve disease: long-term results of the pioneer series.</a> Circulation. 96 (7), 2206-2214 (1997).</li>
<li>Mazine, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ross+procedure+in+adults+for+cardiologists+and+cardiac+surgeons%3A+JACC+state-of-the-art+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Ross procedure in adults for cardiologists and cardiac surgeons: JACC state-of-the-art review.</a> Journal of the American College of Cardiology. 72 (22), 2761-2777 (2018).</li>
<li>Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+laboratory+rat%3A+Relating+its+age+with+humans%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Preventive+Medicine%22%5BJournal%5D)">The laboratory rat: Relating its age with humans.</a> International Journal of Preventive Medicine. 4 (6), 624-630 (2013).</li>
<li>Ashfaq, A., Leeds, H., Shen, I., Muralidaran, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforced+ross+operation+and+intermediate+to+long+term+follow+up%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+Disease%22%5BJournal%5D)">Reinforced ross operation and intermediate to long term follow up.</a> Journal of Thoracic Disease. 12 (3), 1219-1223 (2020).</li>
<li>Vida, V. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age+is+a+risk+factor+for+maladaptive+changes+of+the+pulmonary+root+in+rats+exposed+to+increased+pressure+loading%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%3A+The+Official+Journal+of+the+Society+for+Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Age is a risk factor for maladaptive changes of the pulmonary root in rats exposed to increased pressure loading.</a> Cardiovascular Pathology: The Official Journal of the Society for Cardiovascular Pathology. 21 (3), 199-205 (2012).</li>
<li>Nappi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+experimental+model+of+the+Ross+operation%3A+Development+of+resorbable+reinforcements+for+pulmonary+autografts%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">An experimental model of the Ross operation: Development of resorbable reinforcements for pulmonary autografts.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (4), 1134-1142 (2015).</li>
<li>Vanderveken, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechano-biological+adaptation+of+the+pulmonary+artery+exposed+to+systemic+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Mechano-biological adaptation of the pulmonary artery exposed to systemic conditions.</a> Scientific Reports. 10 (1), 2724(2020).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Der Aortenklappenersatz mit der autologen Lungenwurzel (Ross-Operation) stellt aufgrund des günstigen Profils und des potenziellen Wachstums des Autotransplantats10 eine attraktive Option für die Reparatur der angeborenen Aortenklappenstenose dar. Die Haupteinschränkung dieses Verfahrens ist die mögliche Dilatation der Aorten-Neoklappe, die für die Entwicklung einer langfristigen Regurgitation prädisponiert. Die Möglichkeit, die Veränderungen an der Lungenarterie nach Exposition gegenüber systemis...

Die angeborene Aortenklappenstenose ist eine Untergruppe der angeborenen Herzkrankheit, die durch eine Obstruktion des linksventrikulären Traktes gekennzeichnet ist, bei der sich die Läsion auf der Valvularebene befindet. Die Fehlbildung betrifft etwa 0,04-0,38 pro 1000 Lebendgeburten1.
Die verfügbaren Optionen für die Korrektur sind vielfältig, jede mit ihren eigenen Vor- und Nachteilen. Bei Patienten, die für eine biventrikuläre Korrektur2 geeignet sind, kann der Ansatz auf eine Klappenreparatur (perkutane oder chirurgische Valvulotomie) oder deren Ersatz abzielen3. Letzteres ist bevorzugt, wenn die Aortenklappe als unrettbar gilt; Die verfügbaren Optionen sind jedoch für pädiatrische Patienten begrenzt. Tatsächlich sind bioprothetische Klappen aufgrund ihrer frühen Verkalkung nicht für den Aortenersatz in der jungen Bevölkerung indiziert4. Auf der anderen Seite ist die Degeneration in mechanischen Klappen wesentlich langsamer, aber diese erfordern eine lebenslange Antikoagulanzientherapie5. Darüber hinaus wird die Haupteinschränkung dieser Prothesen durch das fehlende Wachstumspotenzial dargestellt, das die Patienten für zusätzliche Reinterventionen prädisponiert.
Eine interessante Therapieoption in der pädiatrischen Population ist die Übertragung des pulmonalen Autotransplantats auf die Aortenposition namens "Ross-Operation". In diesem Fall wird die Pulmonalklappe dann durch ein Homotransplantat ersetzt (Abbildung 1)6. Dieses Verfahren kann möglicherweise die beste chirurgische Wahl für Kinder darstellen, da das Lungenautotransplantat sein Wachstumspotenzial bewahrt und nicht die Risiken einer lebenslangen Gerinnungshemmungstherapie birgt. Darüber hinaus kann das Ross-Verfahren auch bei jungen Erwachsenen von großem Wert sein, um eine mechanische oder biologische Klappe zu vermeiden, die das Potenzial hat, die beste chirurgische Lösung zu werden.
Die Ergebnisse nach Aortenklappenersatz mit pulmonalem Autotransplantat sind ausgezeichnet, mit einem Überleben von mehr als 98% und guten Langzeitergebnissen7. Literaturstudien berichten von 93% bzw. 90% Freiheit vom Ersatz des Lungenhomotransplantats nach 4 bzw. 12 Jahren8.
Die Haupteinschränkung dieses Verfahrens ist die Tendenz des Autotransplantats, sich langfristig zu erweitern, insbesondere wenn es als freistehender Wurzelersatz eingesetzt wird. Dies kann zu einer klappenförmigen Inkompetenz führen, die eine erneute Intervention erfordern kann. Tatsächlich berichtet die bisher am längsten durchgeführte Follow-up-Studie von einer Reoperationsfreiheit für den Autotransplantatersatz von 88% nach 10 Jahren und 75% nach 20 Jahren9.
Die Möglichkeit, eine Ross-Operation in einem experimentellen Setting nachzubilden, stellt eine Grundvoraussetzung dar, um den zugrunde liegenden Mechanismus der Anpassung des pulmonalen Autotransplantats an systemische Belastungen zu untersuchen. In der Vergangenheit wurden mehrere Modelle vorgeschlagen. Diese beschränken sich jedoch meist auf Ex-vivo-Experimente oder In-vivo-Tiermodelle mit relativ teuren Großtieren. In dieser Studie versuchten wir, ein Nagetiermodell der Implantation von Lungenarterientransplantaten (PAG) in einer systemischen Position als freistehende Wurzel zu etablieren.

<table><tbody><tr><td>0,9% Natriumchlorid</td><td>Monico SpA</td><td>AIC 030805105</td><td>Zwei Flaschen à 100 ml. Der Kalte (4°; C) zum Spülen des Entnahmeorgans; der Warme (39°; C) zur Befeuchtung und Rehydrierung des Empfängers</td></tr><tr><td>7,5% Povidon-Jod</td><td>B Braun</td><td>AIC 032151211</td><td></td></tr><tr><td>Barraquer</td><td>Aesculap</td><td>FD 232R</td><td>Gerader Mikronadelhalter für die Gefäßanastomosen</td></tr><tr><td>Castroviejo Nadelhalter</td><td>Nicht verfügbar</td><td>J 4065</td><td>Zum Verschließen des Tieres</td></tr><tr><td>Clip-Anlegezange</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 3994-05</td><td>Zum Anlegen von Clips</td></tr><tr><td>Wattestäbchen</td><td>Johnson & Johnson Medical SpA</td><td>N/A</td><td>Supermarktprodukt. Sterilisiert</td></tr><tr><td>Gebogene Mikro-Juwelierzange</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 4240-06</td><td>Wird verwendet, um Nähte unter den Vasen zu führen.</td></tr><tr><td>Enthaarungscreme</td><td>RB healthcare</td><td>N/A</td><td>Supermarktprodukt</td></tr><tr><td>Elektrokautermaschine</td><td>LED SpA</td><td>Surton 200</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 2422-11</td><td>Zum Öffnen des Bauches (Empfänger)</td></tr><tr><td>Feinspitze gebogene Vannas Mikroschere</td><td>Aesculap</td><td>OC 497R</td><td>Nur zur Vorbereitung der Lungenwurzel, schneiden Sie die Lendenvasen und die 10/0 Prolene</td></tr><tr><td>Fluovac Isofluran/Halotane Scavenger-Einheit</td><td>Harvard Apparatus Ltd</td><td>K 017041</td><td>Komplett aus Anästhesiegerät, Anästhesieschlauch, Induktionskammer und Scavenger-Einheit mit resorbierbarem Filter</td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>MSD Italia Srl</td><td>AIC 020891014</td><td>Antibiotikum. Einzeldosis, 5 mg/kg intramuskulär, verabreicht während der Operation</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Pharmatex Italia Srl</td><td>AIC 034692044</td><td>500 I.E. in die Bauchvene des Empfängers</td></tr><tr><td>I.V. Katheter</td><td>Smiths Medical Ltd</td><td>4036</td><td>20G</td></tr><tr><td>Insulinspritze, 1 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-841-33</td><td>Zur Injektion von Heparin in das Entnahmetier und zum Spülen der durchtrennten Aorta beim Empfänger</td></tr><tr><td>Bipolare Pinzette</td><td>GIMA SpA</td><td>30665</td><td>0,25 mm Spitze. Für die Elektrokauterisation von sehr kleinen Vasen</td></tr><tr><td>Lewis Ratten (LEW/HanHsd)</td><td>Envigo RMS SRL, San Pietro al Natisone, Udine, Italien</td><td>86104M</td><td>Männlich oder weiblich, mit einem Gewicht von 200-250 g (Lungenwurzel erntende Tiere) und 320-400 g (Empfänger)</td></tr><tr><td>Micro-Mosquito</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 3121-10</td><td>An vier Stück, mit Spitzen mit Silikonschlauch bedeckt. Um die Prolene-Naht während der Anastomose in Traktion zu halten</td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td>Leica Microsystems</td><td>M 400-E</td><td>Wird mit 6x, 10x und 16x austauschbaren Vergrößerungen während des Eingriffs verwendet</td></tr><tr><td>Perma-Hand silk 2-0</td><td>Johnson & Johnson Medical SpA</td><td>C026D</td><td>Zur Anhebung der Aorta</td></tr><tr><td>Petrolatum Augensalbe</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Prolene 10-0</td><td>Johnson & Johnson Medical SpA</td><td>W2790</td><td>Sehr feines, nicht resorbierbares Nahtmaterial mit einer BV75-3 Rundkörpernadel für die Gefäßanastomosen</td></tr><tr><td>Retraktoren</td><td>Nicht welche</td><td>N/A</td><td>Zwei hausgemachte Retraktoren</td></tr><tr><td>Mikropinzette mit Ringspitze</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 4079-14</td><td>Für empfindliche</td></tr><tr><td>Manipulationen Sevofluran</td><td>AbbVie Srl</td><td>AIC 031841036</td><td>Mit Sauerstoff gemischt, für die Inhalationsanästhesie</td></tr><tr><td>Mikroschere mit Feder</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 2380-14</td><td>Gerade; 14 cm lang</td></tr><tr><td>Standard-Aneurysma-Klammern</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 3980-12</td><td>Zwei Klammern (7,5 mm; 180 g; 1,77 N) zum Verschließen der Aorta</td></tr><tr><td>Sterile Gaze aus Vliesstoff</td><td>Luigi Salvadori SpA</td><td>26161V</td><td>7,5x7,5 cm, vier Lagen</td></tr><tr><td>Gerade Doyen-Schere</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU/1428-16</td><td>Zur Anwendung an den Spender</td></tr><tr><td>Gerade Mikro-Juwelierzange</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU 4240-04</td><td>10,5 cm lang. Wird in allen</td></tr><tr><td>Anastomosenspritzen</td><td>Artsana SpA</td><td>N/A</td> verwendet<td>: 20 mL (für das Entnahmetier) und 5 mL (für den Empfänger). Zum Spülen und Eintauchen von Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>TiCron 4-0</td><td>Covidien</td><td>CV-331</td><td>Zum Schließen von Muskeln und Haut</td></tr><tr><td>Gewebezange V. Müller</td><td>McKesson</td><td>CH 6950-009</td><td>Wird für Haut und Muskeln</td></tr><tr><td>verwendet Tramadol</td><td>SALF SpA</td><td>AIC 044718029</td><td>Analgetikum. Einzeldosis, 5 mg/kg intramuskuläre</td></tr><tr><td>Virgin Silk 8-0</td><td>Johnson & Johnson Medical SpA</td><td>W818</td><td>Für die Ligatur des arteriellen Astes</td></tr></tbody></table>

ein nagetiermodell der ross-operation: syngene lungenarterientransplantatimplantation in einer systemischen position

A Rodent Model of The Ross Operation: Syngeneic Pulmonary Artery Graft Implantation in A Systemic Position

Die Ross-Operation für Aortenklappenerkrankungen hat aufgrund ihrer hervorragenden Langzeitergebnisse wieder neues Interesse geweckt. Dennoch wird beim Einsatz als freistehender Wurzelersatz die mögliche Erweiterung des Lungenautotransplantats und die anschließende Aorteninsuffizienz beschrieben. Mehrere Tiermodelle wurden vorgeschlagen. Diese beschränken sich jedoch in der Regel auf Ex-vivo-Modelle oder In-vivo-Experimente mit relativ teuren Großtiermodellen. In dieser Studie versuchten wir, ein Nagetiermodell der Implantation von Lungenarterientransplantaten (PAG) in einer systemischen Position zu etablieren. Insgesamt wurden 39 erwachsene Lewis-Ratten eingeschlossen. Unmittelbar nach der Euthanasie wurde die Lungenwurzel von einem Spendertier geerntet (n=17). Syngene Empfänger- (n=17) und scheinoperierte (n=5) Ratten wurden sediert und beatmet. In der Empfängergruppe wurde dem PAG eine End-to-End-Anastomose in infrarenaler Bauchaortenposition implantiert. Scheinoperierte Ratten wurden nur einer Transektion und Reanastomose der Aorta unterzogen. Die Tiere wurden mit seriellen Ultraschalluntersuchungen für zwei Monate und postmortalen histologischen Analysen verfolgt. Der mittlere PAG-Durchmesser in der nativen Position betrug 3,20 mm (IQR = 3,18-3,23). Bei der Nachbeobachtung betrug der mediane Durchmesser des PAG 4,03 mm (IQR = 3,74-4,13) nach 1 Woche, 4,07 mm (IQR = 3,80-4,28) nach 1 Monat und 4,27 mm (IQR = 3,90-4,35) nach 2 Monaten (p<0,01). Die maximale systolische Geschwindigkeit betrug 220,07 mm/s (IQR=210,43-246,41) nach 1 Woche, 430,88 mm/s (IQR=375,28-495,56) nach 1 Monat und 373,68 mm/s (IQR=305,78-429,81) nach 2 Monaten (p=0,02) und unterschied sich nicht von der scheinoperierten Gruppe am Ende des Experiments (p=0,5). Die histologische Analyse zeigte keine Anzeichen einer Endothelthrombose. Diese Studie zeigte, dass Nagetiermodelle die Bewertung der langfristigen Anpassung der Lungenwurzel an ein Hochdrucksystem ermöglichen können. Eine systemisch platzierte syngene PAG-Implantation stellt eine einfache und praktikable Plattform für die Entwicklung und Bewertung neuartiger Operationstechniken und medikamentöser Therapien dar, um die Ergebnisse der Ross-Operation weiter zu verbessern.

Insgesamt wurden 39 erwachsene Lewis-Ratten in diese Studie eingeschlossen: 17 Tiere wurden als PAG-Spender, 17 Tiere als Empfänger und 5 als scheinoperierte (Kontrollgruppe) verwendet (Tabelle 1). Männliche Ratten waren 22 (56%) und weibliche 17 (44%); Letztere wurden nur in der Spendergruppe verwendet.
Während der Operation trat kein tödliches Ereignis mit 100% igem Überleben auf. Während der Nachuntersuchung hatten zwei Tiere der Transplantationsgruppe nach 12 bzw. 51 Tagen...

Wir zeigen, wie man ein murines Modell der Lungenwurzelimplantation in die absteigende Aorta etabliert, um das Ross-Verfahren zu simulieren. Dieses Modell ermöglicht die mittel- / langfristige Bewertung des pulmonalen Autotransplantat-Remodelings in einer systemischen Position und stellt die Grundlage für die Entwicklung therapeutischer Strategien zur Förderung seiner Anpassung dar.

Ein Nagetiermodell der Ross-Operation: Syngene Lungenarterientransplantatimplantation in einer systemischen Position

The Ross operation for aortic valve disease has regained new interest due to its outstanding long-term results. Nonetheless, when employed as freestanding ...

Die angeborene Aortenstenose ist eine Untergruppe der angeborenen Herzkrankheit, die durch eine Obstruktion des linksventrikulären Traktes gekennzeichnet ist, bei der sich die Läsion auf der Valvularebene befindet. Die Möglichkeiten zur Korrektur einer angeborenen Aortenstenose sind vielfältig. Jeder mit seinen eigenen und Nachteilen.Eine interessante Therapieoption in der pädiatrischen Population ist die Übertragung des Lungenautogramms auf die Aortenposition namens Ross-Operation. In diesem Fall wird die Pulmonalklappe dann durch das Homotransplantat ersetzt. Das Lungenautogramm ist durch Wachstumspotenzial gekennzeichnet und birgt nicht die Risiken einer lebenslangen Gerinnungshemmung.Trotzdem bleibt seine Verwendung aufgrund der möglichen Dilatation des Lungenautogramms und der anschließenden Aorteninsuffizienz äußerst begrenzt. In dieser Studie versuchten wir, ein Nagetiermodell der Pulmonalklappentransplantation in einer systemischen Position zu etablieren, um die Anpassung des Lungentransplantats zu bewerten. Vor jedem Vorgang wurde eine Checkliste aller benötigten Materialien durchgeführt.Nach der Induktionsanästhesie mit 4% Sevofluran in einem Liter pro Minute Sauerstoff w

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Hier beschreiben wir eine herzchirurgische Verfahren gezüchteten Gewebe in der atrioventrikulären (AV)-Nut eines Erwachsenen Lewis Ratte Implantat.

Die Implantation von Engineered Tissue in der Ratte Herz

Dieses Video zeigt die orthotopen Aorten-Transplantat-Modell als ein einfaches Modell für die Entwicklung der Transplantatvaskulopathie (TVP) in Ratten zu untersuchen.

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Bronchiolitis obliterans ist der Schlüssel Hindernis für die langfristige Überleben der Lunge Transplantatempfänger und das Fehlen einer robusten präklinischen Modell schließt die Prüfung Bronchiolitis obliterans Immunpathogenese. Im Gegensatz zu anderen Organtransplantationen hat vaskularisierten Maus Lungentransplantation erst vor kurzem entwickelt worden. Hier zeigen wir unser eigenständig entwickeltes Modell Bronchiolitis obliterans nach murinen orthotopen Single-Lungen-Transplantation.

Entwicklung einer Bronchiolitis obliterans in einem Mausmodell der orthotopen Lungentransplantation

Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Wir beschreiben Protokolle für unseren Maus Transplantat arteriosclerois (GA)-Modelle, die unter Zwischenschaltung einer Maus Gefäßsegmentes beinhalten in einen Empfänger des gleichen Inzuchtstammes. Durch Rückkreuzen zusätzliche genetische Veränderungen in den Behälter Spender kann das Modell beurteilen die Wirkung bestimmter Gene auf GA.

Mausmodelle für Graft Arteriosklerose

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Wir beschreiben ein Modell der heterotopischen Bauchherztransplantation bei Ratten, was Veränderungen der aktuellen Strategien impliziert, die zu einem vereinfachten chirurgischen Ansatz führen. Zusätzlich beschreiben wir ein neuartiges Abstoßungsmodell durch In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen, das weitere transplantierte immunologische Analysen bei Ratten ermöglicht.

Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Hier stellen wir Optimierungen an einem Rattenlungentransplantationsmodell vor, die dazu dienen, die Ergebnisse zu verbessern. Wir bieten eine Größentabelle für Manschetten basierend auf dem Körpergewicht, eine Messstrategie zur Bestimmung des 4. Interkostalraums sowie Methoden des Wundverschlusses und der BAL-Flüssigkeit (bronchoalveoläre Lavage) und Gewebeentnahme.

Ein Ratten-Lungentransplantationsmodell für warme Ischämie/Reperfusionsschäden: Optimierungen zur Verbesserung der Ergebnisse

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Transplantation von Aortenklappenblättchen unter die Nierenkapsel, um die Alloreaktivität von Herzklappen untersuchen zu können.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

Dieses Protokoll beschreibt eine verbesserte Technik für die orthotope linke Lungentransplantation bei Ratten, wobei der Schwerpunkt auf der Reduzierung von Operationsschwierigkeiten und der Verbesserung der Überlebensraten liegt.

Orthotope Transplantation der linken Lunge bei Ratten

Erfahren Sie die Implantation eines syngenen Lungenarterientransplantats in die abdominale Aorta bei Ratten. Dieses Nagetiermodell simuliert die Ross-Operation und ermöglicht die Bewertung der Gefäßadaptation.

Ein Nagetiermodell der Ross-Operation: Syngene Lungenarterientransplantatimplantation in einer systemischen Position

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