Name: Anwendung der optischen Kohärenztomographie auf ein Mausmodell der Retinopathie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 22 s
Description: Erfahren Sie die Anwendung der optischen Kohärenztomographie zur Diagnose von Retinopathie in Mausmodellen. Diese nicht-invasive Methode ermöglicht hochauflösende Echtzeitbildgebung der Netzhaut und quantitative Messungen.

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Projektquelle: Natural Science Foundation of Guangdong Province (2018A0303130306). Die Autoren danken dem Ophthalmic Research Laboratory, dem Joint Shantou International Eye Center der Shantou University und der Chinese University of Hong Kong für die Finanzierung und Materialien.

Die Operationen wurden nach der Erklärung über die Verwendung von Tieren in der Augen- und Sehforschung der Association for Research in Vision and Ophthalmology durchgeführt. Das Versuchsdesign wurde von der institutionellen Tierethikkommission (Medical Ethics Commission of JSIEC, EC 20171213(4)-P01) genehmigt. In dieser Studie wurden zwei Monate alte C57BL/6J-Mäuse und Vldlr-Knockout-Mäuse verwendet. Es gab 7 Mäuse in jeder Gruppe, die alle weiblich waren und 20 g bis 24 g wogen.
1. Versuchsbedingungen
<ol><li>Ordnen Sie die Mäuse zwei Gruppen zu: einer experimentellen Gruppe, die aus Vldlr-Knockout-Mäusen besteht, und einer Kontrollgruppe, die aus C57BL/6J-Mäusen besteht.</li>
	<li>Füttern Sie die Mäuse konventionell mit Futter und Wasser.</li>
	<li>Aufziehen der Mäuse im Tierlabor unter stabilen Bedingungen von Raumtemperatur (22 °C), Luftfeuchtigkeit (50-60%), Hell-Dunkel-Zyklus (12 h-12 h) und Raumlichtintensität (350-400 Lux).</li>
	<li>Vorbereitung der experimentellen Ausrüstung: optische Kohärenztomographie mit konfokalem Scanning-Laserophthalmoskop (cSLO) für Kleintiere (Abbildung 1A).</li>
	<li>Bereiten Sie alle für das Experiment erforderlichen Materialien vor (Abbildung 1B) und wiegen Sie die Mäuse (Abbildung 1C).</li>
</ol>2. Informationsunterlagen
<ol><li>Notieren Sie die Informationen: Gruppe, Code, Geburtsdatum, Alter, Geschlecht, Gewicht und Anästhesiedosierung.</li>
</ol>3. Inbetriebnahme und Testen des Instruments
<ol><li>Schalten Sie den Computer ein und starten Sie die Software.</li>
	<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Testprogramm, um das Testprogramm abzuschließen.</li>
	<li>Schalten Sie den Thermostat ein und heizen Sie ihn auf die Temperatur von 37 °C vor.</li>
	<li>Starten Sie das OAT-Modul nach dem Programmtest.</li>
	<li>Erstellen Sie einen neuen Betreff und füllen Sie die Mausinformationen aus.</li>
	<li>Heizen Sie die Heizdecke vor und decken Sie sie mit OP-Handtüchern ab.</li>
</ol>4. Anästhesie
<ol><li>Verwenden Sie lyophilisiertes Anästhesiepulver, das Tiletamin und Zolazepam enthält, um die Anästhesiemischung herzustellen. HINWEIS: Befolgen Sie die Empfehlungen der örtlichen Tierethikkommission für die Auswahl, Dosierung und den Weg der Anästhesieverabreichung. Betäuben Sie das Tier mit einem Anästhetikum, das für mindestens 1 Stunde für Immobilität und Verlust der Schmerzwahrnehmung sorgt, wonach sich das Tier schnell erholt. Die Dosierung sollte auf der Länge der Experimentzeit, dem Tiergewicht und anderen Faktoren basieren.</li>
	<li>Betäuben Sie das Tier mit der vorbereiteten Anästhesiemischung. Stellen Sie sicher, dass das Tier während des gesamten Verfahrens bis zur Genesung warm bleibt.</li>
</ol>5. Anwendung von mydriatischen Tropfen
<ol><li>Erreichen Sie eine manuelle Zurückhaltung der Maus durch den Scruff, lassen Sie den Augapfel leicht hervorstehen und drehen Sie den Mauskopf mit einem Auge nach oben.</li>
	<li>Tragen Sie die mydriatischen Tropfen auf, um die Pupillen zu erweitern (Abbildung 2A).</li>
	<li>Überprüfen Sie die Pupillenerweiterung nach 10 min.</li>
</ol>6. Platzierung der Maus
<ol><li>Legen Sie eine Maus auf eine Heizdecke.</li>
	<li>Beschichten Sie beide Augen mit medizinischem Natriumhyaluronat-Gel (Abbildung 2B).</li>
	<li>Schrauben Sie eine doppelte sphärische 60-D-Linse (voreingestellte Linse) auf das cSLO-Gerät (Abbildung 1A-5, 6).</li>
	<li>Legen Sie eine 100 D Kontaktlinse auf die Maushornhaut, wobei die konkave Seite das Natriumhyaluronat-Gel auf der Hornhautoberfläche berührt (Abbildung 2C, D und Abbildung 3A-II).</li>
	<li>Platzieren Sie die Maus auf der kleinen Tierplattform mit konstanter Temperatur, und halten Sie das Auge 1 bis 2 mm vom Objektiv des cSLO-Geräts entfernt (Abbildung 3A).</li>
	<li>Stellen Sie den Winkel der Kontaktlinse mit einer Pinzette ein, um die Pupille in der Mitte der Linse zu halten.</li>
	<li>Passen Sie die Einstellungen am Kopf an, damit das Auge geradeaus zeigt.</li>
</ol>7. Konfokales Scanning-Laser-Ophthalmoskop (cSLO)
<ol><li>Klicken Sie auf die Schaltfläche OAT , wählen Sie das Mausmodul aus, und starten Sie das cSLO-Programm (Abbildung 4B).</li>
	<li>Wählen Sie den IR-Modus (Lichtquelle: rotes Licht) und passen Sie den Parameter an (Bereich: 2047, Abbildung 4D).</li>
	<li>Wählen Sie das zu untersuchende Auge aus (rechtes Auge: Abbildung 4C-1; linkes Auge: Abbildung 4C-2). </li>
	<li>Steuern Sie den Hebel und bewegen Sie die voreingestellte Linse langsam in Richtung Kontaktlinse.</li>
	<li>Stellen Sie den Dioptrienwert ein, bis die hintere Polbildgebung klar ist (Abbildung 4E).</li>
	<li>Nehmen Sie weitere Anpassungen vor, um das Bild des retinalen hinteren Pols auszurichten und ihn am Sehnervenkopf zu zentrieren.</li>
</ol>8. Optische Kohärenztomographie (OCT)
<ol><li>Starten Sie das OAT-Programm (Abbildung 4G).</li>
	<li>Klicken Sie auf den Statusbalken nach oben und unten, bis das OAT-Bild angezeigt wird (Abbildung 4H).</li>
	<li>Passen Sie die Parameter an: Bereich Min (Abbildung 4I) = 0-20, Bereich Max (Abbildung 4J) = 40-60.</li>
	<li>Passen Sie den voreingestellten Objektivabstand und die Positionsrichtung an, bis ein ideales OAT-Bild erhalten wird.</li>
	<li>Wählen Sie die Scanposition aus, indem Sie die Standardzeile im cSLO verschieben (Abbildung 4M).</li>
	<li>Beginnen Sie mit dem Scannen vom Sehnervenkopf.</li>
	<li>Sammeln Sie Bilder in der gleichen Reihenfolge für jedes Auge: horizontale Linie: Sehnervenkopf → überlegen → minderwertig; vertikale Linie: Sehnervenkopf → nasal → temporal.</li>
	<li>Sammeln Sie Bilder aus vier Richtungen.</li>
	<li>Klicken Sie auf Mittelwert, um die cSLO- und OAT-Bildsignale zu überlagern (Abbildung 4F und Abbildung 4O).</li>
	<li>Klicken Sie auf die Aufnahmeschaltfläche , um das SLO-OCT-Bild aufzunehmen (Abbildung 4P).</li>
	<li>Speichern und exportieren Sie alle Bilder (Abbildung 4Q, R).</li>
</ol>9. Das Ende des Experiments (nach der OCT-Untersuchung)
<ol><li>Legen Sie die Maus auf die Heizdecke, um sie warm zu halten, bis sie aufwacht. HINWEIS: Die Maus sollte überwacht werden, bis sie wieder ein ausreichendes Bewusstsein erlangt, um die sternale Liege aufrechtzuerhalten. Die postoperative Exposition gegenüber hellem Licht sollte minimiert werden.</li>
	<li>Entfernen Sie die Kontaktlinse 100 D.</li>
	<li>Tragen Sie das Levofloxacin-Augengel auf, um die Hornhaut zu schützen.</li>
	<li>Setzen Sie die Maus nach dem Aufwachen wieder in den Käfig. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die untersuchte Maus nicht in die Gesellschaft anderer Mäuse zurückgebracht wird, bis sie vollständig genesen ist.</li>
	<li>Schalten Sie die Software aus und schalten Sie den Computer aus.</li>
	<li>Reinigen Sie die Kontaktlinse 100 D mit Wasser; Trocknen Sie die Linse.</li>
	<li>Reinigen und desinfizieren Sie die Umgebung.</li>
</ol>10. Bildanalyse
<ol><li>Vergleichen Sie die OCT-Bilder von Vldlr-Knockout-Mäusen mit denen von C57BL/6J-Mäusen.</li>
	<li>Beobachten Sie mehrere Positionen: vertikale und horizontale Scans, die durch die optische Papille verlaufen; überlegene, minderwertige, nasale und zeitliche Scans; und abnormale Reflexionsstellenscans.</li>
	<li>Beobachten Sie die Dicke, Form, Schichtung und abnormale Reflexionsläsionen der Netzhaut in jedem Bild sowie die Glaskörperschnittstelle der Netzhaut und des Glaskörpers.</li>
	<li>Notieren Sie die Orte, Merkmale und Anzahl der Läsionen.</li>
</ol>11. Korrektur der Netzhautschichtung
<ol><li>Klicken Sie auf der OAT-Benutzeroberfläche auf Load Examination (Prüfung laden) (Abbildung 5A).</li>
	<li>Rufen Sie die OAT-Bilder einer Maus aus einem Popupfenster auf.</li>
	<li>Bilder auswählen: Scannen von OAT-Bildern durch die optische Papille, horizontal oder vertikal.</li>
	<li>Doppelklicken Sie auf das Bild im Mediencontainer , um es auf dem Bildschirm anzuzeigen (Abbildung 5C).</li>
	<li>Klicken Sie auf Layer Detection (Ebenenerkennung ), um die automatische Schichtung auf der Netzhaut abzuschließen (Abbildung 5D).</li>
	<li>Wählen Sie die Trennlinien auf beiden Seiten der für die Analyse vorbereiteten Schicht aus (Abbildung 6D-10).</li>
	<li>Wählen Sie eine separate Trennlinie aus (Abbildung 6B-6), und klicken Sie auf Edit Layer (Layer bearbeiten) (Abbildung 6A-1), um die Linie zu aktivieren, wenn ein roter Kreis angezeigt wird (Abbildung 6B-7).</li>
	<li>Passen Sie den Abstand (Abbildung 6A-4, z. B. 50) und den Grenzbereich (Abbildung 6A-5, z. B. 50) an.</li>
	<li>Ändern Sie die Trennlinie, indem Sie den roten Kreis verschieben (vergleichen Sie die grüne Trennlinie in Abbildung 6B und Abbildung 6C; Abbildung 6C zeigt das modifizierte Ergebnis).</li>
</ol>12. Netzhautlaminierungsdicke
<ol><li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Measure Marker (Marker messen) (Abbildung 6D-9).</li>
	<li>Wählen Sie die Trennlinie der zu analysierenden Schicht aus (z. B. wählen Sie in der äußeren Kernschicht die 4. und 5. Trennlinie in der Liste aus), um die Begrenzung der Schicht auf dem OCT-Bild anzuzeigen (Abbildung 6D-10).</li>
	<li>Wählen Sie Connect with Layer (Mit Layer verbinden) (Abbildung 6D-11) und Stay Connected on Move (Bei Bewegung verbunden bleiben) (Abbildung 6D-12).</li>
	<li>Wählen Sie den Bereich aus, in dem die Ergebnisse angezeigt werden sollen (die ausgewählte Spalte ist farbig, Abbildung 6D-13).</li>
	<li>Klicken Sie auf die zu analysierende Position im OAT-Bild, damit die Messlinie angezeigt wird (senkrecht zur horizontalen Achse und konsistent mit der Farbe des resultierenden Bereichs) (Abbildung 6D-14).</li>
	<li>Klicken Sie auf die nächste Spalte für die nächste Messung und zeigen Sie die vorherigen Daten an (Abbildung 6E-15).</li>
	<li>Lesen Sie den Vert-Wert (Dicke der gemessenen Position) in der Zeile Länge in μm (Gewebe) ab (Abbildung 6E, rotes Rechteck).</li>
	<li>Klicken Sie auf Delete Marker (Delete Marker (Abbildung 6E-16) und New Marker (Abbildung 6E-17), um erneut zu testen, damit die Ergebnisse die Originaldaten abdecken (falls eine erneute Messung erforderlich ist).</li>
	<li>Drücken Sie Print Scr auf der Tastatur, um Screenshots zu speichern, oder klicken Sie auf Save Examination (Untersuchung speichern), um direkt zu speichern (Abbildung 5H).</li>
	<li>Geben Sie die Daten zur statistischen Analyse in eine Tabellenkalkulation oder Statistiksoftware ein.</li>
</ol>13. Messung der vollen Netzhautdicke
<ol><li>Wählen Sie Zeile 1 (ILM, innere Begrenzungsmembran, Abbildung 7B) und Zeile 7 (OS-RPE, OS: äußere Photorezeptorsegmente; RPE: retinale Pigmentepithelschicht, Abbildung 7C) in der Liste in der oberen rechten Ecke. HINWEIS: Die volle Netzhautdicke bedeutet die Dicke der retinalen Neurepithelschicht, die die Netzhaut zwischen ILM und OS-RPE auf OCT ist).</li>
	<li>Messen Sie die Netzhautdicke auf beiden Seiten der optischen Papille in einem bestimmten Intervall.<ol><li>Zum Beispiel: Messen Sie aus dem Aussehen der Netzhautstruktur am Rand der optischen Papille 4 Werte mit einem Abstand von 200 μm des horizontalen Lineals (Abbildung 7G, H).</li>
	</ol></li>
	<li>Notieren Sie alle Messwerte in einer Tabelle.</li>
	<li>Verwenden Sie mehrere t-Tests (einen pro Zeile), um die Messwerte jeder entsprechenden Position in beiden Gruppen zu vergleichen.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren erklären keinen potenziellen Interessenkonflikt.

In dieser Studie wurde die OCT-Bildgebung mit einem kleintierischen Netzhautbildgebungssystem angewendet, um Netzhautveränderungen bei Vldlr-Knockout-Mäusen zu bewerten, die eine unvollständige hintere Glaskörperablösung, subretinale Neovaskularisation und Netzhautdickenverdünnung zeigen. OCT ist ein nichtinvasives bildgebendes Verfahren, um den Zustand der Netzhaut in vivo zu untersuchen. Die meisten OCT-Geräte sind für die Untersuchung des menschlichen Auges konzipiert. Die Größe der Hardwareausstattu...

Die optische Kohärenztomographie (OCT) ist ein bildgebendes Verfahren, das in vivo hochauflösende und Querschnittsbildgebung für Gewebe 1,2,3,4,5,6,7,8 liefern kann, insbesondere für die nichtinvasive Untersuchung in der Netzhaut 9,10,11,12 . Es kann auch verwendet werden, um einige wichtige Biomarker wie die Netzhautdicke und die Dicke der retinalen Nervenfaserschicht zu quantifizieren. Das Prinzip der OCT ist die optische Kohärenzreflektometrie, die aus der Kohärenz des von einer Probe reflektierten Lichts Gewebequerschnittsinformationen erhält und diese über ein Computersystem in eine grafische oder digitale Form umwandelt7. OCT wird häufig in Augenkliniken als wesentliches Werkzeug für Diagnose, Nachsorge und Management von Patienten mit Netzhauterkrankungen eingesetzt. Es kann auch Einblicke in die Pathogenese von Netzhauterkrankungen geben.
Neben klinischen Anwendungen wurde OCT auch in Tierversuchen eingesetzt. Obwohl die Pathologie der Goldstandard der morphologischen Charakterisierung ist, hat die OCT den Vorteil der nichtinvasiven In-vivo-Bildgebung und der longitudinalen Nachsorge. Darüber hinaus wurde gezeigt, dass die OCT gut mit der Histopathologie in Retinopathie-Tiermodellenkorreliert ist 11,13,14,15,16,17,18,19,20. Die Maus ist das am häufigsten verwendete Tier in biomedizinischen Studien. Seine kleinen Augäpfel stellen jedoch eine technische Herausforderung für die Durchführung von OCT-Bildgebung bei Mäusen dar.
Im Vergleich zur OCT, die erstmals für die Netzhautbildgebung bei Mäusen verwendet wurde21,22, wurde die OCT bei Kleintieren nun hinsichtlich Hard- und Softwaresystemen optimiert. Zum Beispiel reduziert OCT in Kombination mit dem Tracker das Signal-Rausch-Verhältnis erheblich; System-Upgrades der OCT-Software ermöglichen die automatische Erkennung weiterer Netzhautschichten. und der integrierte DLP-Beamer hilft, die Bewegungsartefakte zu reduzieren.
Der Very-Low-Density-Lipoproteinrezeptor (Vldlr) ist ein Transmembranprotein in Endothelzellen. Es wird auf retinalen vaskulären Endothelzellen, retinalen Pigmentepithelzellen und um die äußere Grenzmembran23,24 exprimiert. Subretinale Neovaskularisation ist der Phänotyp von Vldlr-Knockout-Mäusen 23. Daher werden Vldlr-Knockout-Mäuse verwendet, um die Pathogenese und mögliche Therapie der subretinalen Neovaskularisation zu untersuchen. Dieser Artikel demonstriert die Anwendung der OCT-Bildgebung zur Erkennung von Netzhautläsionen bei Vldlr-Knockout-Mäusen, in der Hoffnung, eine technische Referenz für die Retinopathieforschung in Kleintiermodellen zu liefern.

<table><tbody><tr><td>100-dpt Kontaktlinse</td><td>Volk Optical,Inc, Mentor, OH</td><td></td><td>Zubehör der RETImap</td></tr><tr><td>Doppelasphärische 60-dpt Glaslinse</td><td>Volk Optical,Inc, Mentor, OH</td><td></td><td>Zubehör der RETImap</td></tr><tr><td>Elektrische Heizdecke</td><td>POPOCOLA</td><td>CW-DRT-01</td><td>50 x 35 cm</td></tr><tr><td>Injektionsspritze (1 mL)</td><td>Kaile</td><td></td><td>0,45 x 16RWLB</td></tr><tr><td>Levofloxacin Hydrochlorid Augengel</td><td>EBE PHARMACEUTICAL Co.LTD</td><td></td><td>5 g: 0,015 g</td></tr><tr><td>Medizinisches Natriumhyaluronat Gel</td><td>Alcon</td><td>16H01E</td><td></td></tr><tr><td>Mikroliter Spritzen</td><td>Shanghai High Taubenindustrie und Handel Co., LTD</td><td>Q31/0113000236C001-2017</td><td>50 & Mikro; L</td></tr><tr><td>Povidon-Jod-Lösung</td><td>Guangdong medihealth pharmaceutical Co., LTD</td><td></td><td>100 mL</td></tr><tr><td>RETImap</td><td>ROLAND CONSULT</td><td>19-99_50-2.1_1.2E</td><td>cSLO/ERG/VEP/FA/OCT/GFP</td></tr><tr><td>Ohrstecker für Kleintiere</td><td>OSMO POCKET OT110</td><td>INS1005-1S</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamid Phenylephrin Augentropfen</td><td>Santen Pharmaceutical Co., LTD</td><td></td><td>5 mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Sigma</td><td>X1251-5G</td><td>5 g</td></tr><tr><td>Zoletil 50</td><td>Virbac.S.A</td><td>7FRPA</td><td>Tiletamin 125 mg + Zolazepam 125 mg</td></tr></tbody></table>

anwendung der optischen kohärenztomographie auf ein mausmodell der retinopathie

Application of Optical Coherence Tomography to a Mouse Model of Retinopathy

Die optische Kohärenztomographie (OCT) bietet eine nichtinvasive Methode zur Diagnose der Retinopathie. Das OCT-Gerät kann Netzhautschnittbilder erfassen, aus denen die Netzhautdicke berechnet werden kann. Obwohl die OCT in der klinischen Praxis weit verbreitet ist, ist ihre Anwendung in der Grundlagenforschung nicht so verbreitet, insbesondere bei Kleintieren wie Mäusen. Aufgrund der geringen Größe ihrer Augäpfel ist es schwierig, Fundusbildgebungsuntersuchungen bei Mäusen durchzuführen. Daher ist ein spezielles Netzhautbildgebungssystem erforderlich, um die OCT-Bildgebung an kleinen Tieren zu ermöglichen. Dieser Artikel zeigt ein kleintierspezifisches System für OCT-Untersuchungsverfahren und eine detaillierte Methode zur Bildanalyse. Die Ergebnisse der retinalen OCT-Untersuchung von Vldlr-Knockout-Mäusen (Very-Low-Density Lipoprotein Receptor) und C57BL/6J-Mäusen werden vorgestellt. Die OCT-Bilder von C57BL/6J-Mäusen zeigten Netzhautschichten, während die von Vldlr-Knockout-Mäusen subretinale Neovaskularisation und Netzhautausdünnung zeigten. Zusammenfassend könnte die OCT-Untersuchung den nichtinvasiven Nachweis und die Messung von Retinopathie in Mausmodellen erleichtern.

Dank der hochauflösenden Scans von OCT können die Schichten der Netzhaut der Maus beobachtet und abnormale Reflexionen und deren genaue Positionen identifiziert werden. Die retinalen OCT-Bilder von Vldlr-Knockout-Mäusen und C57BL/6J-Mäusen wurden in dieser Studie verglichen. Die OCT-Bilder aller C57BL/6J-Mäuse zeigten verschiedene Netzhautschichten mit unterschiedlicher Reflektivität, und die Abgrenzung war klar (Abbildung 8D). Im Gegensatz dazu zeigten alle Vldlr-Knockout-Mäuse...

Hier beschreiben wir eine in vivo bildgebende Technik mittels optischer Kohärenztomographie, um die Diagnose und quantitative Messung der Retinopathie bei Mäusen zu erleichtern.

Anwendung der optischen Kohärenztomographie auf ein Mausmodell der Retinopathie

Optical coherence tomography (OCT) offers a noninvasive method for the diagnosis of retinopathy. The OCT machine can capture retinal crosssectional images ...

Die optische Kohärenztomographie ist in der klinischen Diagnose verschiedener Netzhauterkrankungen weit verbreitet, aber es ist immer noch schwierig, sie in Mausmodellen anzuwenden. Dieses Protokoll beschreibt, wie die OCT-Technik bei Tieren zu handhaben ist. Diese Technologie kann auf Tiere mit unterschiedlichen Augapfelgrößen angewendet werden.Es ermöglicht nicht-invasive, hochauflösende und Echtzeit-Netzhautschnittbildgebung sowie quantitative Messungen der Netzhautdicke. OCT hilft bei der Diagnose der Retinopathie, indem es die Läsionsmerkmale wie Lage, Bereich, Form und Größe der Läsionen sowie alle vermuteten Netzhautanomalien wie retinale Neovaskularisation identifiziert. Dieses Protokoll gilt für Tierversuche oder Funduserkrankungen, einschließlich Netzhauterkrankungen.Bevor Sie mit dem Vorgang beginnen, sollten Sie vorbereitet sein und das Protokoll Schritt für Schritt befolgen. Führen Sie das Experiment durch, wenn das Tier betäubt ist. Man sollte in der Lage sein, nach etwas Übung OCT-Bilder in guter Qualität zu erhalten.Schalten Sie zunächst den Computer ein und starten Sie die Software. Klicken Sie auf die Schaltfläche Testprogramm, um das Testprogramm abzuschließen. Schalten Sie dann den Thermostat ein und heizen Sie ihn auf 37 Grad Celsius vor.Starten Sie nach dem Programmtest das OAT-Modulverfahren. Erstellen Sie einen neuen Betreff und füllen Sie die Mausinformationen aus. Dann heizen Sie die Heizdecke vor und decken Sie sie mit chirurgischen Handtüchern ab.Legen Sie die betäubte Maus auf die Heizdeckenplattform und beschichten Sie sofort beide Augen mit medizinischem Natriumhyaluronat-Gel. Als nächstes platzieren Sie eine 100D-Kontaktlinse auf der Maushornhaut, wobei die konkave Seite das Natriumhyaluronat-Gel auf der Hornhautoberfläche berührt. Platzieren Sie dann die Maus auf der kleinen, temperaturbeständigen Tierplattform des cSLO-Geräts.Stellen Sie den Winkel der Kontaktlinse mit einer Pinzette ein, um die Pupille in der Mitte der Linse zu halten. Passen Sie die Einstellungen am Kopf an, damit das Auge geradeaus zeigt. Klicken Sie auf die Schaltfläche OAT, wählen Sie das Mausmodul aus, und starten Sie das cSLO-Programm.Verwenden Sie dann den Bedienhebel, um die voreingestellte Linse langsam in Richtung Kontaktlinse zu bewegen. Nehmen Sie weitere Anpassungen vor, um das Bild des vorderen und hinteren Pols auszurichten und am Sehnervenkopf zu zentrieren. Starten Sie anschließend das OAT-Programm, und klicken Sie auf die Statusleiste nach oben und unten, bis das OAT-Bild angezeigt wird.Stellen Sie den minimalen Bereich zwischen 0 und 20 und den maximalen Bereich zwischen 40 und 60 ein. Passen Sie dann den voreingestellten Objektivabstand und die Positionsrichtung an, bis ein ideales OCT-Bild erhalten wird. Wählen Sie die Scanposition aus, indem Sie die Standardzeile im cSLO verschieben.Klicken Sie dann auf Mittelwert, um das cSLO- und OAT-Bildsignal zu überlagern, und klicken Sie auf die Aufnahmeschaltfläche, um das SLO-OAT-Bild zu erfassen. Entfernen Sie nach dem Experiment die 100D-Kontaktlinse und tragen Sie das Levofloxacin-Augengel auf, um die Hornhaut zu schützen. Klicken Sie zur Korrektur der Netzhautschichtung auf der OAT-Benutzeroberfläche auf Belastungsprüfung, und rufen Sie die OAT-Bilder in einem Popupfenster auf.Doppelklicken Sie dann auf das Bild im Mediencontainer, um es auf dem Bildschirm anzuzeigen. Klicken Sie anschließend auf die Ebenenerkennung, um die automatische Schichtung auf der Netzhaut abzuschließen. Nachdem Sie die Trennlinie auf beiden Seiten des für die Analyse vorbereiteten Layers ausgewählt haben, klicken Sie auf Layer bearbeiten, um den Abstand und den Grenzbereich anzupassen.Ändern Sie dann die Linie, indem Sie den roten Kreis verschieben. Um die Dicke der Netzhautlaminierung zu messen, klicken Sie auf die Schaltfläche Messmarke, und wählen Sie die Trennlinie der zu analysierenden Ebene aus, um die Begrenzung der Ebene im OAT-Bild anzuzeigen. Wählen Sie dann Mit Layer verbinden und bleiben Sie bei Bewegung verbunden.Wählen Sie als Nächstes den Bereich aus, in dem die Ergebnisse angezeigt werden sollen, und klicken Sie auf die zu analysierende Position im OAT-Bild, damit die Messlinie angezeigt wird. Klicken Sie auf die nächste Spalte für nachfolgende Messungen und um die vorherigen Daten anzuzeigen. Um die volle Netzhautdicke zu messen, wählen Sie Zeile eins und Zeile sieben in der Liste in der oberen rechten Ecke aus.Messen Sie dann vom Auftreten der Netzhautstruktur am Rand der optischen Papille vier Werte in Abständen von 200 Mikrometern auf dem horizontalen Lineal. OCT-Bilder von C57BL/6-Mäusen zeigten verschiedene Netzhautschichten mit deutlicher Abgrenzung. Im Gegensatz dazu zeigten Vldlr-Knockout-Mäuse abnormale hyperreflektierende Läsionen.Die OCT-Bilder zeigten einige mittlere reflektierende Bänder auf den Netzhautoberflächen der Vldlr-Knockout-Mäuse. Diese Banden hafteten am Netzhautgefäß und stimmten mit den OCT-Merkmalen der unvollständigen Glaskörperablösung überein. Eine hyperreflektierende Läsion erschien auf dem subretinalen Raum und breitete sich auf die äußere Kernschicht aus, durchbrach aber nicht die äußere plexiforme Schicht.Das OCT-Erscheinungsbild dieser Läsion stimmte mit pathologischen Befunden überein. Der pathologische Abschnitt zeigte, dass die Neovaskularisation die retinale Pigmentepithelschicht, die inneren und äußeren Segmente des Photorezeptors und die äußere begrenzende Membran durchbrach und in die äußere Kernschicht eindrang, aber nicht in die äußere plexiforme Schicht. Ein weiteres Band hyperreflektierender Läsionen, das sich im subretinalen Raum befindet, betraf nicht die äußere Kernschicht.In Übereinstimmung mit pathologischen Befunden durchbrach diese subretinale Neovaskularisation nicht die äußere begrenzende Membran. Der Vergleich der Netzhautdicke des rechten Auges in der temporalen, nasalen, oberen und unteren Richtung der hinteren Polarlinie zwischen den beiden Gruppen zeigte, dass die Netzhautdicke der Vldlr-Knockout-Mäuse signifikant niedriger war als die der C57BL/6J-Mäuse. Wenn Sie das Protokoll durchführen, platzieren Sie eine 100D-Kontaktlinse ordnungsgemäß auf der Hornhaut und passen Sie dann die Bildposition an.Wählen Sie den Scanort und überlagern Sie das Bild vor der Aufnahme. Nach diesem Verfahren ist eine OCT im vorderen Segment möglich, was eine Änderung des Abstands zwischen der voreingestellten Linse und der Hornhaut erfordert. Es kann die Hornhaut, die Vorderkammer, die Iris, den Ziliarkörper und die Linse zeigen.Diese Technik stellt ein wichtiges Werkzeug für die Retinopathieforschung in Kleintiermodellen dar und fördert die nicht-invasive Erkennung und Messung von Retinopathie in der Grundlagenforschung.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video demonstriert eine in vivo Bildgebungstechnik zum Nachweis und zur Quantifizierung von Augenentzündungen in einem Mausmodell der postinfektiösen Uveitis. Die Technik, die als optische Kohärenztomographie (OCT) bekannt ist, erzeugt hochauflösende Schnittbilder des Auges zur Beurteilung des Krankheitsverlaufs.

Optische Kohärenztomographie zur Beurteilung von Uveitis im Mausmodell

Source: Jagodzinska, J., et. al., Optische Kohärenztomographie: Bildgebung von retinalen Ganglienzellen der Maus In Vivo. J. Vis.  (2017)  In diesem Video demonstrieren wir die Verwendung der optischen Kohärenztomographie (SD-OCT) im Spektralbereich zur Abbildung von Netzhautschichten und zur Beurteilung struktureller Veränderungen in einem genetisch veränderten Mausmodell mit Optikusneuropathie.

In-vivo-Bildgebung der Netzhaut der Maus mittels optischer Kohärenztomographie

Dieses Manuskript beschreibt ein Protokoll für die in-Vivo Bildgebung der Netzhaut Maus mit hochauflösenden spektralen Bereich optische Kohärenztomographie (SD-OCT). Es konzentriert sich auf die retinalen Ganglienzellen (RGC) in der peripapillären Region mit mehreren scannen und Quantifizierung der beschriebenen Ansätze.

Optische Kohärenztomographie: Maus retinalen Ganglienzellen Zellen In Vivo Imaging

Hier zeigen wir einen neuartigen Ansatz zur Verwendung von hochauflösenden spectral-Domain optische Kohärenztomographie (HR-SD-OCT) Lieferung der Gen-Therapie-Agenten in den subretinalen Raum zu unterstützen, beurteilen seine areal Abdeckung und Photorezeptor Vitalität zu charakterisieren.

Höchste Auflösung Maus optische Kohärenztomographie, intraokulare Injektion in die retinale Gentherapie Forschung unterstützen

Dieses Protokoll beschreibt wie hochauflösende bildgebende Verfahren wie spectral-Domain optische Kohärenztomographie und scanning Laser Ophthalmoskopie in kleine Nagetiere, mit einer ophthalmologischen Bildgebung Plattform-System, um Auskunft über genutzt werden Netzhautdicke und Microglial Zelle Verteilung, beziehungsweise.

In Vivo Darstellung der Cx3cr1GLP/Gfp Reporter Mäuse mit Spectral-Domain optische Kohärenztomographie und Scanning Laser Ophthalmoskopie

Ein detailliertes Protokoll für die Beurteilung der strukturellen und optischen Anzeigen bei Nagetieren durch optische Kohärenz Tomographie und optokinetischen Reaktion wird vorgestellt. Die Ergebnisse liefern wertvolle Erkenntnisse für die Augenheilkunde sowie neurologische Forschung.

Mit optischen Kohärenztomographie und optokinetischen Antwort als strukturelle und funktionelle visuelles System auslesen bei Mäusen und Ratten

Hier beschreiben wir die Verwendung der spektralen optischen Kohärenztomographie (SD-OCT) zur Visualisierung von Netzhaut- und Augenstrukturen in vivo in Modellen der Netzhautdegeneration, des Glaukoms, der diabetischen Retinopathie und der Myopie.

In-vivo-Strukturbewertungen von Augenerkrankungen in Nagetiermodellen mittels optischer Kohärenztomographie

Hier beschreiben wir ein Mausmodell der retinalen Ischämie durch vorübergehende bilaterale gemeinsame Karotisarterienverschluss mit einfachen Nähten und einer Klemme. Dieses Modell kann nützlich sein, um die pathologischen Mechanismen der retinalen Ischämie zu verstehen, die durch kardiovaskuläre Anomalien verursacht wird.

Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss

Hier beschreiben wir ein optimiertes Protokoll für den retinalen Venenverschluss unter Verwendung von Rose Bengal und einem lasergesteuerten retinalen Bildgebungsmikroskopsystem mit Empfehlungen zur Maximierung der Reproduzierbarkeit in gentechnisch veränderten Stämmen.

Optimierung des Mausmodells mit retinalen Venenverschlüssen zur Begrenzung der Variabilität

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Schritte zum Abgleich von in vivo Bildern der optischen Kohärenztomographie (Vis-OCTF) mit konfokalen ex vivo Bildern derselben Mausnetzhaut, um die beobachtete Morphologie der retinalen Ganglienzell-Axonbündel in den in vivo Bildern zu verifizieren.

Abgleich von optischen Kohärenztomographie-Fasergrammen im sichtbaren Licht mit konfokalen Bildern derselben Maus-Netzhaut

Erfahren Sie die Anwendung der optischen Kohärenztomographie zur Diagnose von Retinopathie in Mausmodellen. Diese nicht-invasive Methode ermöglicht hochauflösende Echtzeitbildgebung der Netzhaut und quantitative Messungen.

Anwendung der optischen Kohärenztomographie auf ein Mausmodell der Retinopathie

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