Name: Ein orthotopes Nierentransplantationsmodell für die renale Allotransplantatabstoßung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 59 s
Description: Erfahren Sie das orthotope Nierentransplantationsmodell bei der Ratte zur Untersuchung von Abstoßungsmechanismen. Diese Methode ermöglicht präklinische Studien zur Verbesserung der Langzeitüberlebensrate von Nierentransplantaten.

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Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (81870304) an Jun Li und von der Else Kröner-Fresenius-Stiftung (Nr. 2017_A28) an Marcus Groettrup unterstützt.

Inzucht von 8-10 Wochen alten männlichen F344- und Lewis-Ratten (200 g bis 250 g) wurden kommerziell gewonnen. Die allogene linke Nierentransplantation wurde zwischen männlichen F344- und Lewis-Ratten durchgeführt. F344-Ratten wurden als Spender und syngene Empfänger verwendet, und Lewis-Ratten dienten als allogene Empfänger. Alle Tierhandhabungsverfahren wurden in Übereinstimmung mit den vom NIH veröffentlichten Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt, und alle Tierversuchsprotokolle wurden vom Animal Care and Use Committee des Chongqing University Cancer Hospital genehmigt. Alle Verbrauchsmaterialien, die während der Operation verwendet werden, einschließlich chirurgischer Instrumente und Lösungen, sind steril. Ein Schema des Protokolls ist in Abbildung 1 dargestellt.
1. Ablauf des Spenders
<ol><li>Induzieren Sie eine Vollnarkose bei der Ratte durch 5% Isofluran-Inhalation unter Verwendung einer Induktionskammer. Dann injizieren Sie subkutan Buprenorphin bei 0,1 mg / kg, um gleichzeitig eine präventive Analgesie durchzuführen.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte auf den Rücken und halten Sie die Anästhesie mit 2% Isofluran-Inhalation unter Verwendung einer Gesichtsmaske über Nase und Mund aufrecht. Tragen Sie Augengleitmittel auf die Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu vermeiden. Langsame Atemfrequenz und Rhythmus, das Verschwinden des Hornhautreflexes und die mangelnde Reaktion auf die Zehenklemme weisen auf die Wirksamkeit der Anästhesie hin.</li>
	<li>Rasieren Sie die Bauchhaare mit einem elektrischen Rasierer und sterilisieren Sie die Haut mit 0,5% Jod und 70% Alkohol.</li>
	<li>Subkutan injizieren Sie 0,5% Lidocain entlang der Mittellinie von der Symphyse pubis zu subxiphoid für lokale Analgetika, schneiden Sie dann den Bauch ein und ziehen Sie den Schnitt mit einem Retraktor auf.</li>
	<li>Nehmen Sie den Darm von der rechten Seite des Einschnitts und wickeln Sie ihn mit angefeuchteter Gaze ein, um zu verhindern, dass er austrocknet. Legen Sie dann die linke Niere frei.</li>
	<li>Trennen Sie Fettgewebe von der linken Niere und dem Harnleiter mit Wattestäbchen und dissoziieren Sie dann die linke Nierenarterie und Vena mit der Mikrozange unter einem Operationsmikroskop mit 20-facher Vergrößerung. Koagulieren Sie bei Bedarf Blutungen durch Elektrokoagulation.</li>
	<li>Führen Sie eine Ligatur der Aorta etwa 5 mm über der linken Nierenarterie mit einer 4-0 Polyamid-Monofilamentnaht durch. Transezieren Sie dann die linke Nierenvene distal zur Konjunktion der linken Genitalvene und der Nebennierenvene.</li>
	<li>Spülen Sie die Niere mit eiskalter UW-Lösung, ergänzt mit Heparin (100 U / ml), mit einer 24 G Kopfhautnadel von der Aorta unterhalb der linken Nierenarterie, bis das Blut in der Farbe verblasst. Die warme Ischämiezeit beträgt durchschnittlich 5 Minuten.</li>
	<li>Nach der Transekt der linken Nierenarterie ca. 2 mm neben der Aorta dissoziieren Sie die Niere und den Harnleiter mit Hilfe einer Mikrozange (bewahren Sie das periphere Bindegewebe, um die Blutversorgung des Harnleiters sicherzustellen). Transektieren Sie dann den Harnleiter neben der Blase und bewahren Sie die linke Spenderniere in eiskalter UW-Lösung.</li>
	<li>Opfere die Spenderratte mit Blutverlust, indem du die Aorta durchquerst und anschließend in eine CO2-Box legst, um den Tod sicherzustellen.</li>
</ol>2. Empfängerverfahren
<ol><li>Wiederholen Sie das in den Schritten 1.1-1.5 beschriebene Verfahren für die Empfängerratte.</li>
	<li>Dissoziieren Sie die linke Niere und den Harnleiter sowie die linke Nierenarterie und Nierenvene der Empfängerratte mit Wattestäbchen und Mikropinzetten unter einem Operationsmikroskop mit 20-facher Vergrößerung.</li>
	<li>Schneiden Sie die linke Nierenarterie und die Nierenvene an der Wurzel mit nichtinvasiven mikrovaskulären Klemmen ab. Ligatieren Sie den linken Harnleiter ca. 2-3 cm unterhalb der Niere mit einem 8-0 Polyamid monofil nähen und transektieren es bei der Ligatur.</li>
	<li>Resektieren Sie die native linke Niere des Empfängers, indem Sie die linke Nierenarterie 2 mm von der Mikrovaskulärklemme entfernt transzieren und die Nierenvene proximal zur Verbindung der linken Genitalvene und der Nebennierenvene transzieren. Koagulieren Sie die Nebennierenvene bei Bedarf mittels Elektrokoagulation.</li>
	<li>Implantieren Sie die Spenderniere in die linke Nierengrube der Empfängerratte und legen Sie Eis um die implantierte Spenderniere. Anastomose der Nierenarterie und Nierenvene des Spenders zur Nierenarterie und Nierenvene des Empfängers in einem End-to-End-Muster unter Verwendung von 10-0 Polyamid-Monofilamentnähten unter einem Operationsmikroskop mit 45-facher Vergrößerung, wie folgt.</li>
	<li>Anastomose der Nierenarterie mit unterbrochenen Nähten.<ol>
<li>Platzieren Sie die Aufenthaltsnähte an der 12- bzw. 6-Uhr-Position der Anastomose. Nähen Sie eine Seite der Anastomose zwischen den beiden Bleibähten mit 2-3 Stichen mit einer 10-0 Polyamid-Monofilament-Naht.</li>
		<li>Drehen Sie die Bleibähte um und nähen Sie die andere Seite der Anastomose zwischen den beiden Bleibähten mit 2-3 Stichen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anastomose die Nierenvene mit kontinuierlichen Nähten.<ol>
<li>Platzieren Sie die Aufenthaltsnähte in den Positionen 6 bzw. 12 Uhr der Anastomose. Nähen Sie eine Seite der Anastomose aus der 12-Uhr-Position mit 4-5 Stichen unter Verwendung der laufenden Nähte und binden Sie dann die laufende Naht mit einer 10-0-Polyamid-Monofilamentnaht an der Stehnaht in der 6-Uhr-Position.</li>
		<li>Drehen Sie die Strebenähte um und nähen Sie die andere Seite der Anastomose aus der 6-Uhr-Position und binden Sie schließlich die laufende Naht an der Strebenaht in der 12-Uhr-Position.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Perfusionieren Sie die Spenderniere erneut, indem Sie zuerst die nichtinvasive mikrovaskuläre Klemme der Nierenvene freigeben; Identifizieren Sie dann die Blutungsstellen und machen Sie zusätzliche Stiche.</li>
	<li>Lösen Sie die nichtinvasive mikrovaskuläre Klemme der Nierenarterie, identifizieren Sie die Blutungsstellen und machen Sie zusätzliche Stiche. Die Zeit für kalte Ischämie beträgt durchschnittlich 45 Minuten.</li>
	<li>Nähen Sie das Ende des Spenderharnleiters mit einer 4-0 Polyamid-Monofilamentnaht als Schlepptau, um das Ende durch den "Tunnel" der Empfängerblase unter einem Operationsmikroskop mit 20-facher Vergrößerung zu ziehen. Danach transektieren Sie das Ende des Spenderharnleiters mit der Naht außerhalb der Blase des Empfängers. Lassen Sie den Spenderharnleiter wieder in die Blase des Empfängers schrumpfen.</li>
	<li>Befestigen Sie den Spenderharnleiter mit der Blase des Empfängers, indem Sie die Adventitia des Spenderharnleiters mit der Muskelschicht der Blase des Empfängers außen an vier gleich weit entfernten Positionen mit einem 8-0 nähen Polyamid-Monofilament-Naht unter einem Operationsmikroskop mit 45-facher Vergrößerung.</li>
	<li>Legen Sie den Darm zurück in die Bauchhöhle und schließen Sie den Bauchschnitt zuerst mit kontinuierlichen Nähten in der Muskelschicht und dann die Hautschicht mit einer 4-0 Polyamid-Monofilamentnaht.</li>
	<li>Legen Sie die Empfängerratte auf ein 37 ° C-Heizkissen in einen trockenen und sauberen Käfig. Warten Sie, bis sich die Ratte von der Anästhesie erholt hat.</li>
	<li>Subkutan wird Buprenorphin (0,05 mg/kg) zur postoperativen Analgesie alle 6 h für 48 h in die Empfängerratte injiziert. Injizieren Sie Penicillin (50.000 U / kg) intramuskulär in die Empfängerratte einmal täglich für 3 Tage zur Vorbeugung einer Infektion. Die Empfängerratte wird geopfert, indem sie in eine CO2 -Box gelegt wird, um die chronische Abstoßung des renalen Allotransplantats nach 10 Wochen Transplantation zu beobachten.</li>
</ol>

<ol><li>Cooper, J. E., Wiseman, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+immunosuppressive+agents+in+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation.</a> Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).</li>
<li>Colaneri, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+transplant+immunosuppression--history%2C+principles%2C+and+current+practices+in+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Nursing+Journal%22%5BJournal%5D)">An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation.</a> Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).</li>
<li>Colvin, R. B., Smith, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibody-mediated+organ-allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Immunology%22%5BJournal%5D)">Antibody-mediated organ-allograft rejection.</a> Nature Reviews Immunology. 5 (10), 807-817 (2005).</li>
<li>Joosten, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibody+response+against+perlecan+and+collagen+types+IV+and+VI+in+chronic+renal+allograft+rejection+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat.</a> American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).</li>
<li>Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibodies+against+mesangial+cells+in+a+rat+model+of+chronic+renal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Dialysis+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection.</a> Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).</li>
<li>Yamanaka, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depression+of+complement+regulatory+factors+in+rat+and+human+renal+grafts+is+associated+with+the+progress+of+acute+T-cell+mediated+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection.</a> PLoS One. 11 (2), 0148881(2016).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunoproteasome+inhibition+prevents+chronic+antibody-mediated+allograft+rejection+in+renal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation.</a> Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunoproteasome+inhibition+induces+plasma+cell+apoptosis+and+preserves+kidney+allografts+by+activating+the+unfolded+protein+response+and+suppressing+plasma+cell+survival+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors.</a> Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).</li>
<li>Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Kidney transplantation in the rat.</a> Nature. 194, 309-310 (1962).</li>
<li>Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+in+renal+research%3A+kidney+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology%22%5BJournal%5D)">Methods in renal research: kidney transplantation in the rat.</a> Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).</li>
<li>Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+transplantation+in+rats+with+the+use+of+microsurgical+techniques%3A+a+new+method%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method.</a> Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).</li>
<li>Ahmadi, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+rat+kidney+transplantation%3A+A+novel+and+simplified+surgical+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403(2019).</li>
<li>Günther, E., Walter, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+major+histocompatibility+complex+of+the+rat+%28Rattus+norvegicus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Immunogenetics%22%5BJournal%5D)">The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus).</a> Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).</li>
<li>Loupy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Banff+2015+Kidney+Meeting+Report%3A+Current+challenges+in+rejection+classification+and+prospects+for+adopting+molecular+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology.</a> American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).</li>
<li>Fisher, B., Sun, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+surgical+techniques+in+research%2C+with+special+reference+to+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat.</a> Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).</li>
<li>Kamada, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+description+of+cuff+techniques+for+renal+transplantation+in+the+rat.+Use+in+studies+of+tolerance+induction+during+combined+liver+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting.</a> Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).</li>
<li>Grabner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+imaging+of+acute+allograft+rejection+after+rat+renal+transplantation+using+18F-FDG+PET%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240(2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Die Nierentransplantation bei der Ratte ist eine anspruchsvolle Arbeit, die ein hohes Maß an mikrochirurgischen Techniken erfordert, und die Operationstechniken wurden mehrmals optimiert. Von Anfang an implantierten Gonzalez et al. die Spenderniere in den Hals des Empfängers und anastomosierten den Spenderharnleiter auf die Haut9. Aufgrund der hohen Inzidenz von Harnwegsinfektionen und Stenosen des Spenderharnleiters wurde die Operation jedoch in kurzer Zeit abgebrochen. Anschließend wurde die Imp...

Die Nierentransplantation hat sich zum effektivsten therapeutischen Ansatz für Patienten mit Nierenfunktionsstörungen im Endstadium entwickelt. T-Zell-vermittelte akute Abstoßung und alloantikörpervermittelte humorale Immunabstoßung führen jedoch zur pathologischen Schädigung von Nierenallotransplantaten und begrenzen das Kurz- und Langzeitüberleben von Patienten nach Nierentransplantation 1,2,3. Leider fehlen immer noch die wirksamen Arzneimittel, die die Abstoßung von Nierenallotransplantaten verhindern, da die genauen Mechanismen der immunen und pathologischen Abstoßung von Nierenallotransplantaten nicht klar sind. Folglich tragen die präklinischen Studien, die die Mechanismen der immunen und pathologischen Abstoßung von Nierenallotransplantaten aufklären, dazu bei, neue Ziele zu finden und relevante wirksame Arzneimittel zu entwickeln, um die Abstoßung von Nierenallotransplantaten zu verhindern und schließlich das Überleben der Patienten zu verlängern.
Viele potenzielle immunologische und pathophysiologische Mechanismen der renalen Allotransplantatabstoßung wurden kürzlich in Rattenmodellstudien zur orthotopen Nierentransplantation 4,5,6,7,8 vorgeschlagen. Diese Ergebnisse schlagen mehrere neuartige Ziele und relevante Störansätze als vielversprechende Therapeutika zur Unterdrückung der renalen Allotransplantatabstoßung vor, wie z.B. komplementäre regulatorische Faktoren und Anti-CD59-Antikörper6, Immunproteasom und Epoxyketon-Inhibitoren 7,8. Daher ist die orthotope Nierentransplantation bei Ratten ein ideales präklinisches Modell, um die Mechanismen der Immunabstoßung und der pathologischen Schädigung von Nierenallotransplantaten nach Nierentransplantationen zu untersuchen.
Die Nierentransplantation von Ratten hat sich allmählich von der heterotopen Implantation der Nieren des Spenders9 zur orthotopen renalen Implantation mit End-to-Side-Anastomose der Gefäße oder mit End-to-End-Anastomose des Harnleiters unter Verwendung einer Manschettenmethode10,11,12 verlagert. Die vorliegende Studie beschreibt detaillierte Protokolle der orthotopen Nierentransplantation zwischen Ratten unter Verwendung der End-to-End-Anastomose der Nierenarterie und der Nierenvene der Empfänger sowie eine End-to-Side-"Tunnel" -Methode der Harnleiter-Blasen-Anastomose, die die Ischämie des Unterkörpers und die Thrombose der unteren Hohlvene vermeidet und den postoperativen Urinverlust und die Verdrehung des Harnleiters reduziert.

<table><tbody><tr><td>&nbsp; 10-0 Polyamid Monofilament Nahtmaterial</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td>G0090781</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; 4-0 Polyamid-Monofilament-Nahtmaterial</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td>C1048451</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; 8-0 Polyamid-Monofilament-Nahtmaterial</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td></td><td></td>C2090880</tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>US Biological Life Sciences</td><td>352004</td><td></td></tr><tr><td>Elektrokoagulator</td><td>Elektrokoagulator</td><td>ZJ1099</td><td></td></tr><tr><td>F344 und Lewis Ratten</td><td>Zentrum für Versuchstiere (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, China)</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Henan piaoan Gruppe Co., LTD</td><td>10210402</td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD</td><td>DK0032</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>North China Pharmaceutical Co., LTD</td><td>2101131-2</td><td></td></tr><tr><td>Injektionsspritze (1 ml und 10 ml)</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., LTD</td><td>20211001</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>RWD Life Science Co., LTD</td><td>21070201</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin G Natrium</td><td>Wuhan HongDe Yuexin Pharmatech Co., Ltd</td><td>69-57-8</td><td></td></tr><tr><td>Kopfhautnadel (24 G)</td><td>Hongyu Medical Group</td><td>20183150210</td><td></td></tr><tr><td>Rasierer</td><td>Beyotime</td><td>FS600</td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiegerät für Kleintiere</td><td>RWD Life Science</td><td>R500</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgie-Kit für Kleintiere</td><td>Beyotime</td><td>FS500</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid-Injektion</td><td>Southwest pharmaceutical Co., Ltd</td><td></td><td></td>H50021610</tr><tr><td>Chirurgisches Operationsmikroskop</td><td>Tiannuoxiang Scientific Instrument Co., Ltd, Peking, China</td><td>SZX-6745</td><td></td></tr><tr><td>Tupfer</td><td>Yubei Medical Materials Co., LTD</td><td>21080274</td><td></td></tr><tr><td>Band</td><td>Minnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD</td><td>1911N68</td><td></td></tr><tr><td>UW-Lösung</td><td>Bristol-Myers Squibb Company</td><td>17HB0002</td><td></td></tr></tbody></table>

ein orthotopes nierentransplantationsmodell für die renale allotransplantatabstoßung

A Rat Orthotopic Renal Transplantation Model for Renal Allograft Rejection

Die Abstoßung des renalen Allotransplantats begrenzt das Langzeitüberleben der Patienten nach einer Nierentransplantation. Die orthotope Nierentransplantation von Ratten ist ein wesentliches Modell zur Untersuchung des Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung in präklinischen Studien und könnte bei der Entwicklung neuartiger Ansätze zur Verbesserung des Langzeitüberlebens von renalen Allotransplantaten helfen. Die Implantation der Spenderniere bei der orthotopen Nierentransplantation von Ratten wird üblicherweise durch End-to-Side-Anastomose an der Aorta der Empfänger und der unteren Hohlvene durchgeführt. In diesem Modell wurde die Niere des Spenders mittels End-to-End-Anastomose in die Nierenarterie und Nierenvene des Empfängers implantiert. Der Harnleiter des Spenders wurde in einer End-to-Side-Tunnelmethode an der Blase des Empfängers anastomosiert. Dieses Modell trägt zu einer besseren Heilung der Harnleiter-Blasen-Anastomose bei und erhöht das Überleben der Empfänger, indem es Störungen der Blutversorgung und venösen Reflux des Unterkörpers vermeidet. Mit diesem Modell können die Mechanismen der akuten und chronischen Immun- und pathologischen Abstoßung von Nierenallotransplantaten untersucht werden. Hier beschreibt die Studie die detaillierten Protokolle dieser orthotopen Nierentransplantation zwischen Ratten.

In diesem orthotopen Nierentransplantationsmodell der Ratte bewegen sich die Empfängerratten nach der Operation normal. Um die chronische Abstoßung des renalen Allotransplantats zu beobachten, werden Empfängerratten für 10 Wochen nach der Transplantation aufgezogen, und die Gesamtüberlebensrate der Empfängerratten beträgt zu diesem Zeitpunkt etwa 90%. Die Haupttodesursachen sind Blutungen und Austreten von Urin nach der Operation. Zu den anderen Hauptkomplikationen gehören Blutungen während der Operation, Thrombosen in d...

Das orthotope Nierentransplantationsmodell der Ratte trägt dazu bei, den Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Das aktuelle Modell erhöht das Überleben der Empfänger ohne Beeinträchtigung der Blutversorgung und venösen Reflux des Unterkörpers unter Verwendung einer End-to-End-Anastomose der Nierenimplantation und einer End-to-Side-"Tunnel" -Methode der Harnleiter-Blasen-Anastomose.

Ein orthotopes Nierentransplantationsmodell für die renale Allotransplantatabstoßung

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential ...

Die orthotope Nierentransplantation von Ratten ist ein wichtiges Modell zur Untersuchung des Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung in präklinischen Studien und könnte bei der Entwicklung eines neuartigen Ansatzes zur Verbesserung des Langzeitüberlebens von renalen Allotransplantaten helfen. Die End-to-End-Anastomose der Nierengefäße bei dieser Operation vermeidet eine Ischämie des Unterkörpers und die Thrombose der Vena cava inferior, während die Anastomose des Harnleiters in einer End-to-Side-Tunnelmethode das postoperative Urinleck und die Verdrehung des Harnleiters reduziert. Diese Methode gibt Aufschluss über die Untersuchung der Mechanismen der Immunabstoßung und -verletzung von Nierenallotransplantaten nach Nierentransplantationen.Beginnen Sie mit dem Einschneiden des Abdomens mit einer chirurgischen Schere entlang der Mittellinie von der Symphyse pubis zum Subxiphoid. Öffnen Sie dann den Schnitt mit einem Retraktor. Nehmen Sie den Darm von der rechten Seite des Einschnitts und wickeln Sie ihn mit angefeuchteter Gaze ein, um ein Austrocknen zu verhindern.Legen Sie dann die linke Niere frei. Dissoziieren Sie die linke Nierenarterie und Vene mit Mikrozangen und Wattestäbchen unter 20-facher Vergrößerung. Ligatieren und transektieren Sie bei Bedarf die Nebennierenvene und die Genitalvene.Dissoziieren Sie den Harnleiter mit Hilfe von Mikropinzetten und erhalten Sie das periphere Bindegewebe, um die Blutversorgung des Harnleiters sicherzustellen. Dissoziation und Clip oder Ligate der Aorta etwa fünf Millimeter über der linken Nierenarterie mit einer Gefäßklemme oder 4-0 Polyamid-Monofilamentnaht. Dann transezieren Sie die linke Nierenvene distal zur Verbindung der linken Genitalvene und der Nebennierenvene.Mit einer 24-Gauge-Skalpellnadel spülen Sie die Niere von der Aorta unterhalb der linken Nierenarterie mit eiskalter UW-Lösung, ergänzt mit 100 Einheiten pro Milliliter Heparin, bis die Farbe des Blutes verblasst. Transsektieren Sie die linke Nierenarterie neben der Aorta, dann den Harnleiter neben der Blase und dissoziieren Sie die Niere mit Hilfe von Mikrozangen und Scheren. Bewahren Sie die linke Niere des Spenders in eiskalter UW-Lösung auf.Dissoziation der linken Nierenarterie und der Nierenvene der Empfängerratte unter 20-facher Vergrößerung mit Wattestäbchen und Mikropinzetten. Ligatieren Sie bei Bedarf die Nebennierenvene und die Vena genitalis. Schneiden Sie die linke Nierenarterie und die Nierenvene an der Wurzel mit mikrovaskulären Klemmen ab und durchbluten Sie dann die Nierenarterie und die Nierenvene drei Millimeter von der mikrovaskulären Klemme entfernt.Dissoziieren und lizieren Sie den linken Harnleiter etwa zwei bis drei Zentimeter unterhalb der Niere mit einem 8-0 Polyamid monofil nähen und transektieren es an der Ligatur. Sezieren Sie die native linke Niere des Empfängers, indem Sie die Niere mit Hilfe von Mikrozangen und Schere dissoziieren. Implantieren Sie die Spenderniere in die linke Nierengrube der Empfängerratte und legen Sie Eis um die implantierte Spenderniere.Wechseln Sie zur 45-fachen Vergrößerung und anastomosieren Sie dann die Nierenarterie und die Nierenvene des Spenders in einem End-to-End-Muster mit 10-0 Polyamid-Monofilamentnähten an die Nierenarterie und die Nierenvene des Empfängers. Um die Nierenarterie mit unterbrochenen Nähten zu anastomosieren, platzieren Sie die Haltenähte in 12- und sechs-Uhr-Positionen der Anastomose. Nähen Sie eine Seite der Anastomose zwischen den beiden Bleibähten mit zwei bis drei Stichen.Drehen Sie die Strebenähte um und nähen Sie die andere Seite der Anastomose zwischen den beiden Bleibähten mit zwei bis drei Stichen. Um die Nierenvene mit kontinuierlichen Nähten zu anastomosieren, platzieren Sie die Haltenähte an den Positionen sechs und 12 Uhr der Anastomose. Nähen Sie eine Seite der Anastomose aus der 12-Uhr-Position mit vier bis fünf Stichen mit den laufenden Nähten.Drehen Sie die Strebenähte um und nähen Sie die andere Seite der Anastomose aus der Sechs-Uhr-Position. Reperfusionieren Sie die Spendernieren, indem Sie die nicht-invasive mikrovaskuläre Klemme der Nierenvene lösen, identifizieren Sie die Blutungsstellen und machen Sie bei Bedarf zusätzliche Stiche. Als nächstes lösen Sie die nicht-invasive mikrovaskuläre Klemme der Nierenarterie, identifizieren Sie die Blutungsstellen und machen Sie bei Bedarf zusätzliche Stiche.Bei einer 20-fachen Vergrößerung ligaten oder nähen Sie das Ende des Spenderharnleiters mit einer 4-0-Polyamid-Monofilamentnaht als Schlepptau, um das Ende durch den Tunnel der Empfängerblase zu ziehen. Befestigen Sie den Spenderharnleiter mit der Blase des Empfängers, indem Sie die Adventitia des Spenderharnleiters mit der Muskelschicht der Empfängerblase außen an vier gleich weit entfernten Positionen mit einem 8-0 nähen Polyamid-Monofilament-Naht. Transektieren Sie anschließend das Ende des Spenderharnleiters mit der Naht außerhalb der Empfängerblase und lassen Sie den Spenderharnleiter wieder in die Blase des Empfängers schrumpfen.Legen Sie den Darm zurück in die Bauchhöhle und schließen Sie den Bauchschnitt mit kontinuierlichen Nähten in der Muskelschicht und dann die Hautschicht mit einer 4-0 Polyamid-Monofilamentnaht. Nach zehn Wochen nach der Transplantation zeigten Hämatoxylin- und Eosinfärbung und periodische Säureverschiebungsfärbung Glomerulärsklerose, interstitielle Fibrose, tubuläre Atrophie und interstitielle arterielle Sklerose im renalen Allotransplantat im Gegensatz zur Isotransplantatniere. Die Silberfärbung zeigte die Verdickung der glomerulären Basalmembran in der Allotransplantatniere im Vergleich zur Isotransplantatniere, was auf den Erfolg des orthotopen Nierentransplantationsmodells der Ratte hinweist.Da das Gefäßloch der Nieren sehr dünn ist, um die falsche Naht zu vermeiden, denken Sie daran, die Anastomose auf dem Feld mit hoher Vergrößerung durchzuführen.

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Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

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Der Zweck dieses Manuskripts und Protokolls ist es, den chirurgischen Eingriff der orthotopischen Nierentransplantation bei Ratten im Detail zu erklären und zu demonstrieren. Diese Methode wird vereinfacht, um die korrekte Durchblutung der Spenderniere zu erreichen und die Reperfusionszeit durch die venöse und urterische Manschette Anastomose-Technik zu verkürzen.

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