Name: Ein retrograder Implantationsansatz für die Peritonealdialysekatheter-Platzierung bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 27 s
Description: Erfahren Sie eine verbesserte retrograde Implantationstechnik für Peritonealdialysekatheter bei Mäusen. Diese Methode verhindert mechanische Fehlfunktionen und ermöglicht Langzeitstudien zur Peritonealfibrose.

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Diese Arbeit wurde von NIH 1R01HL132325 und R21 DK119740-01 (VCC) und AHA Cardio-Oncology SFRN CAT-HD Center Grant 857078 (VCC und SL) unterstützt.

Für diese Studie wurden acht weibliche C57BL/6J-Mäuse im Alter von 8-12 Wochen und einem Durchschnittsgewicht von 20 g verwendet. Die Mäuse wurden unter Standardbedingungen untergebracht und ad libitum mit Futter und Wasser gefüttert. Diese Studie wurde mit Genehmigung des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Boston University Medical Center (AN-1549) durchgeführt. Die hier beschriebenen Verfahren wurden unter sterilen Bedingungen durchgeführt.
1. Betäuben Sie die Maus in einer Isofluran-Kammer und injizieren Sie das Analgetikum subkutan
<ol><li>Halten Sie das Tier von der Schwanzbasis aus. Halten Sie das Tier auf der Rückenoberfläche der nicht dominanten Hand.</li>
	<li>Überführen Sie das Tier in die kontinuierliche Anästhesie-Inästhesie-Kammer, die mit 3%-4% Isofluran gefüllt ist. Bestätigen Sie eine ausreichende Vollnarkose durch das Fehlen eines Zehenklemmreflexes in den rechten und linken Hinterbeinmaßen. Halten Sie die Aufrechterhaltung der Vollnarkose mit Isofluran 1% -3%.</li>
	<li>Tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf.</li>
	<li>Verabreichen Sie eine subkutane Injektion von Buprenorphin.<ol><li>Lösen Sie den Vorrat an Buprenorphin in einer Konzentration von 0,3 mg/ml in Natriumchlorid (NaCl) 0,9% auf, um die Endkonzentration von 0,03 mg/ml zu erreichen.</li>
		<li>Injizieren Sie eine Dosis von 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml Buprenorphin zusammen mit 500 μl sterilem NaCl 0,9%, 20 min vor der Operation in eine 20 g schwere Maus (2 μg oder 66 μl 0,03 mg/ml Buprenorphin pro Maus).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Hautvorbereitung
<ol><li>Legen Sie die vollständig betäubte Maus in eine linke Seitenposition und legen Sie ihre rechte Flanke der Heizdecke frei. Rasieren Sie die rechte Seite des Bauches, genau in der Nähe der Mittellinie zum paraspinalen Bereich und bis zum Schwanz des Tieres.</li>
	<li>Desinfizieren Sie den rasierten Bereich dreimal mit einem Wattestäbchen mit der abwechselnden Anwendung der antiseptischen Lösung oder des Peelings und entweder 70% Alkohol oder steriler Kochsalzlösung in kreisförmigen Bewegungen, beginnend an der chirurgischen Inzisionsstelle und nach außen. Entsorgen Sie das Wattestäbchen nach jedem Gebrauch. Achten Sie darauf, nicht-chirurgische Bereiche des Tieres nicht übermäßig mit Alkohol oder Antiseptikum zu benetzen, da dies die Unterkühlung verschlimmern kann. HINWEIS: Es ist wichtig, antiseptische Lösungen richtig zu verdünnen und während der Operation keine chirurgischen Peelings auf der Haut zu hinterlassen, da sie irritierend sein können und abgespült werden müssen. Überprüfen Sie während des Eingriffs häufig die Temperatur der Heizdecke, um sicherzustellen, dass die Temperatur nicht abfällt.</li>
</ol>3. Messen Sie die Katheterlänge und markieren Sie die Einstichstelle im Bauchraum und den Schlauchtrakt über der vorbereiteten Haut
<ol><li>Weisen Sie die Zugangstasche 1 cm über dem Schwanz des Tieres zu. Halten Sie das Installationssegment mit dem nicht dominanten Zeige- und Daumenfinger über den zugewiesenen Bereich in der Nähe des Endes.</li>
	<li>Platzieren Sie den Katheter über der Haut und schätzen Sie den Ort für das Einführen des Katheters in die Bauchhöhle. Markieren Sie die zugewiesene Stelle für das Einführen des Tubus unter Berücksichtigung der minimalen Biegung des Tubus in der Nähe der vorderen Mittellinie. HINWEIS: Alle Eingriffe müssen mit sterilen Handschuhen durchgeführt werden und der Katheter sollte während der Messung steril gehalten werden. Chirurgische Instrumente müssen vor Gebrauch bei 121 °C autoklaviert werden. Die für das Verfahren erforderlichen Instrumente sind der ergänzenden Abbildung S1 zu entnehmen.</li>
</ol>4. Passen Sie den Peritonealkatheterbehälter an
<ol><li>Stanzen Sie mit der Maus-Ohrmarke ein seitliches Loch über den Rahmen des Behälterabschnitts (Abbildung 1 und Abbildung 2). Es sollte beachtet werden, dass der Ohrschlag ein chirurgisches Instrument ist und steril sein muss.</li>
</ol>5. Platzieren Sie den Instillationsanschluss
<ol><li>Machen Sie einen horizontalen 1 cm breiten Hautschnitt 1 cm über dem Schwanz. Trennen Sie die subkutane Ebene stumpf von der darunter liegenden Muskelschicht, um einen Beutel für die Katheterplatzierung herzustellen, um sicherzustellen, dass sich der Instillationsport frei in der idealen Porttasche befindet.</li>
	<li>Halten Sie die Spitze der Irisschere in Richtung der Mittellinie, um einen schrägen Tunnel für die Platzierung der Röhre zu erstellen (Abbildung 3A).</li>
	<li>Führen Sie die 3.0-Naht aus dem angepassten Seitenloch aus. Befestigen Sie den Zugangsanschluss zum Muskelbett, indem Sie die durchgelassene Naht festziehen und den Schlauchverlauf Kopfschmerz halten.</li>
</ol>6. Machen Sie den Einschnitt an der Katheterspitze an der Einführungsstelle
<ol><li>Machen Sie einen 1 cm langen Schnitt über den zuvor markierten Bereich in der Nähe der Mittellinie. Bestätigen Sie den gut entwickelten Trakt, indem Sie eine Schere durch den Trakt führen.</li>
	<li>Picken Sie die Katheterspitze vorsichtig mit einer Pinzette auf, um den Katheter in einen retrograden Verlauf zu bringen. HINWEIS: Vermeiden Sie es, die seitlichen Löcher des Rohrs einzuklemmen.</li>
	<li>Führen Sie den Katheterschlauch durch den vorbereiteten Trakt (Abbildung 3B). Machen Sie einen 1 cm langen Schnitt über die Muskelschicht in der Nähe der rechten Mittellinie.</li>
</ol>7. Bestätigen Sie die Funktion des Katheters
<ol><li>Bevor Sie alle Einschnitte schließen, stellen Sie sicher, dass der platzierte Katheter funktionsfähig ist. Überprüfen Sie die Funktion mit einer 1-ml-Spritze, die an der spezifischen Huber-Nadel für den Port befestigt ist.</li>
	<li>Injizieren Sie 200 μL normale Kochsalzlösung in die Instillationsöffnung. Achten Sie auf einen reibungslosen Fluss mit einer Null-Toleranz für Widerstand.</li>
	<li>Spülen Sie den Port und den Katheter mit 10% Heparin, um die Durchgängigkeit zu erhalten.</li>
</ol>8. Schließen Sie die Hautschnitte
<ol><li>Schließen Sie die Hautschnitte um das Portreservoir (Abbildung 3C) mit 3-0 resorbierbaren Nähten.</li>
</ol>9. Fixieren Sie die Katheterspitze in der Bauchhöhle
<ol><li>Legen Sie eine lockere Portemonnaie-Naht mit 4-0 runder, resorbierbarer Naht um den eingeschnittenen Bauchwandmuskel. Führen Sie den proximalen Filz des Katheters in den Schnitt ein.</li>
	<li>Ziehen Sie die vorbereitete Naht um die Röhre an, während Sie den zweiten Filz außerhalb der Handtaschenschnur über der Muskelschicht halten (Abbildung 3D), und schließen Sie die Haut mit 3-0 resorbierbaren Nähten (Abbildung 2).</li>
</ol>10. Überwachen Sie die Tiere postoperativ und täglich, verabreichen Sie postoperative Analgesie und Flüssigkeiten und führen Sie tägliche postoperative Aufzeichnungen für mindestens 7 Tage und bis zur vollständigen Genesung
<ol><li>Halten Sie den Katheter funktionstüchtig mit einer täglichen Injektion von 200 μL normaler Kochsalzlösung durch den Katheter.</li>
</ol>11. Flüssigkeitsinjektionen
<ol><li>Bestätigen Sie den ereignislosen postoperativen Prozess, indem Sie den Hautschnitt sorgfältig inspizieren.</li>
	<li>Bereiten Sie LPS 2 mg/kg Körpergewicht für intraperitoneale Injektionen (IP) vor, indem Sie 40 μg des LPS mit steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) auf die Arbeitskonzentration von 0,2 μg/μl (im Wesentlichen 10 μl für 2 μg/g Körpergewicht und 200 μl LPS für 20 g Mäuse) verdünnen.</li>
	<li>Beginnen Sie mit den Injektionen in der zweiten Woche nach der Katheterimplantation.<ol><li>Halten Sie das Tier vorsichtig mit der nicht dominanten Hand und halten Sie die Instillationsöffnung zurück, während Sie den Zeige- und Daumenfinger in Richtung Kopfhaut bewegen.</li>
		<li>Desinfizieren Sie die Haut über dem Reservoir mit 70% Isopropylalkohol. Verwenden Sie die Spritze, die an der Huber-Nadel befestigt ist, um das LPS zu injizieren.<ol><li>Nachdem Sie mit der Huber-Nadel in den Port eingedrungen sind, injizieren Sie 100 μL normale Kochsalzlösung in den Port, um den Patentverlauf zu bestätigen.</li>
			<li>Injizieren Sie die vorbereiteten 200 μL LPS, gefolgt von den 100 μL normaler Kochsalzlösung für die Spülung von Röhrchen, und stellen Sie sicher, dass kein Widerstand besteht.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>12. Betäuben Sie die Mäuse vor der Ernte des Peritoneums und sammeln Sie die Peritonealflüssigkeit
<ol><li>Nach 7 Tagen LPS-Injektionen und 2 Wochen Katheterimplantation planen Sie die Peritonealbiopsie.</li>
	<li>Planen Sie eine Vollnarkose.<ol><li>Betäuben Sie die Maus in einer Isoflurankammer und injizieren Sie das Analgetikum subkutan.</li>
		<li>Halten Sie das Tier von der Basis des Schwanzes und halten Sie das Tier auf der Rückenoberfläche der Hand.</li>
		<li>Überführen Sie das Tier in die kontinuierliche Anästhesie-Inästhesie-Kammer, die mit 3%-4% Isofluran gefüllt ist. Bestätigen Sie eine ausreichende Vollnarkose durch das Fehlen eines Zehenklemmreflexes in den rechten und linken Hinterbeinmaßen. Halten Sie die Aufrechterhaltung der Vollnarkose mit Isofluran 1% -3%.</li>
	</ol></li>
</ol>13. Peritonealbiopsie
<ol><li>Legen Sie das Tier in Rückenlage auf die beheizte Decke. Machen Sie einen Hautschnitt in der Mittellinie vom Subxiphoid zur Blase.</li>
	<li>Perfundiert Sie die subfasziale Ebene mit kaltem PBS (Abbildung 3E).</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass das Flugzeug vollständig präpariert ist, ohne die Integrität des Peritoneums zu stören. Beginnen Sie mit der Sezierung des Peritoneums von der lateralen peritonealen Reflexion im linken unteren Quadranten, beginnend mit dem Hilum bis zur linken Flanke, und der Blase im unteren Aspekt, um die Proben zwischen den Tieren konsistent zu halten (Abbildung 3F).</li>
	<li>Nach der Peritonealernte wird das Tier durch Gebärmutterhalsluxation eingeschläfert.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Drei murine Modelle von PD werden beschrieben. Dazu gehören eine blinde Punktion der Peritonealoberfläche, ein offen-permanentes System und ein geschlossenes System10. Die blinde Punktion der Peritonealoberfläche beinhaltet einen direkten peritonealen Zugang ähnlich wie bei intraperitonealen Injektionen, erlaubt jedoch keine Drainage von Dialysat. Da es sich um ein verblindetes Verfahren handelt, kann diese Methode die viszeralen Bauchorgane verletzen. Das Open-Permanent-Systemmodell hält den Dial...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/63689">A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice</a>. The Authors section was updated from:
Saran Lotfollahzadeh1 
Mengwei Zhang1 
Marc Arthur Napoleon1 
Wenqing Yin1 
Josephine Orrick1 
Nagla Elzind1 
Austin Morrissey1 
Isaac E. Sellinger1 
Lauren D. Stern1 
Mostafa Belghasem2 
Jean M. Francis1 
Vipul C. Chitalia1,3,4 
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine 
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine 
3Veterans Affairs Boston Healthcare System 
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology
to:
Saran Lotfollahzadeh1 
Mengwei Zhang1 
Marc Arthur Napoleon1 
Wenqing Yin1 
Josephine Orrick1 
Nagla Elzind1 
Austin Morrissey1 
Isaac E. Sellinger1 
Lauren D. Stern1 
Mostafa Belghasem2 
Jean M. Francis1 
Vipul C. Chitalia1,3,4 
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian &#38; Edward Avedisian School of Medicine 
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine 
3Veterans Affairs Boston Healthcare System 
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/63689">A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice</a>. The Authors section was updated.

Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice

Belastung durch Niereninsuffizienz im Endstadium Die chronische Nierenerkrankung (CKD) ist ein weltweites Gesundheitsproblem1. Aktuelle Schätzungen gehen davon aus, dass weltweit mehr als 850 Millionen Menschen an einer Nierenerkrankung leiden. Die Prävalenz von Nierenerkrankungen verdoppelt fast die Zahl der Menschen mit Diabetes (422 Millionen) und ist mehr als 20 Mal so hoch wie die Prävalenz von Krebspatienten (42 Millionen) oder HIV/AIDS (36,7 Millionen) weltweit2. Etwa jeder siebte Amerikaner hat CKD, und zwei von 1.000 Amerikanern haben ESKD, die eine Nierentransplantation oder Dialyseunterstützung benötigen3. Angesichts der weltweit zunehmenden Belastung durch ESKD ist die Optimierung der Dialysetechnologie von entscheidender Bedeutung3.
Peritonealdialyse PD ist eine deutlich zu wenig genutzte Modalität für die Behandlung von ESKD in den Vereinigten Staaten. Nach Angaben des United States Renal Data System (USRDS) betrug der Anteil der prävalenten Parkinson-Patienten im Jahr 2020 nur 11% 4,5. Parkinson bietet mehrere Vorteile gegenüber der In-Center-Hämodialyse (HD), darunter eine bessere Lebensqualität, weniger Klinikbesuche und eine Verringerung der Medicare-Ausgaben 6,7. Darüber hinaus ist Parkinson eine häusliche Therapie und ist mit einem viel geringeren Risiko für schwere Infektionen wie Bakteriämie und Endokarditis verbunden, die häufig mit Hämodialysekathetern in Verbindung stehen. Darüber hinaus kann die Parkinson-Krankheit mit einem Notfallstartprotokoll schnell eingeleitet werden, wodurch die Notwendigkeit einer Dialyseeinleitung mit verweilten Gefäßkathetern verringertwird 8. PD gilt als die bevorzugte Dialysemethode in der pädiatrischen ESKD-Population9.
Peritoneale Beeinträchtigung durch Peritonealdialyse Parkinson beinhaltet die Einführung von PD-Flüssigkeit (Dialysat) in das Peritoneum, was im Laufe der Zeit zu einer Entzündung und einem Umbau der Peritonealmembran führt. Eine peritoneale Entzündung löst eine Fibrose aus, die im Laufe der Zeit zu einem möglichen Verlust der Ultrafiltrationsfähigkeiten der Membran führt. Die Erhaltung der Peritonealmembran ist eine große Herausforderung bei Parkinson, und weitere Forschung ist von entscheidender Bedeutung, um sicherzustellen, dass den Ärzten die besten klinischen Praktiken zur Verfügung stehen. Es gibt gut etablierte Mausmodelle, die das Verständnis der pathophysiologischen Mechanismen von peritonealen Infektionen und Entzündungen, gelösten Stoffen, Wassertransportkinetik und Membranversagen fördern. Dennoch schränken technische Probleme mit dem Katheter diese Modelle oftein 10.
Analyse der Veränderungen der Peritonealmembran Bei ESKD-Patienten wird Dialysat traditionell durch einen Tenkhoff-Katheter mit einer tiefen und oberflächlichen Manschette in die Bauchhöhle eingeführt. Bei den Patienten können möglicherweise katheterbedingte Komplikationen auftreten, einschließlich Kathetermigration, Infusionsschmerzen und schlechter Drainage des Dialysats11,12,13. Zwei Haupttypen von Peritonealkathetern wurden für den Menschen eingeführt, gewickelt oder gerade, um diese Komplikationen zu minimieren12. Mehrere Modifikationen, einschließlich einer zusätzlichen Manschette zu den herkömmlichen Kathetern mit zwei Manschetten, wurden zu den ursprünglichen Kathetern hinzugefügt, um das Überleben des PD-Katheters zu verlängern11. Die Insertionstechnik hängt von mehreren Faktoren ab, indem sie verhindert, dass nach dem Überleben eine Kathetermigration hinzugefügt wird, einschließlich der Verfügbarkeit der Ressourcen und des Fachwissens14.
Im Gegensatz dazu unterscheiden sich die murinen Modelle der Peritonealdialyse grundlegend in Technik und Zweck im Vergleich zu menschlichen Peritonealkathetern. Zum Beispiel werden Peritonealkatheter in murinen Modellen in erster Linie zur Untersuchung von Membranveränderungen verwendet und sind weniger für bidirektionale Drainagefunktionen gedacht. Die derzeitige Technik leidet unter einer möglichen Verschiebung des Hafens und einer Kathetermigration aufgrund der Handhabung der Tiere. Bei den herkömmlichen Mausmodellen waren die Zugangsöffnungen nicht an der Haut befestigt. Dieser Aspekt führte zu einem instabilen Zugangsport, der sich bei wachen Tieren lösen konnte, was zu einer Kathetermigration führte. Angesichts der Bedeutung von Mausmodellen in der Peritonealmembranforschung ist es unerlässlich, effektive Operationstechniken zu entwickeln, um zuverlässige Modelle zu generieren. Daher haben wir uns vorgenommen, das konventionelle Modell der PD-Katheterplatzierung zu optimieren. Es ist wichtig zu beachten, dass der Katheter selbst histopathologische Veränderungen in der Peritonealmembran verursacht, so dass alle Schlussfolgerungen über die Wirkung von PD-Lösungen in Tierversuchen im Zusammenhang mit dem PD-Katheter als Fremdkörper interpretiert werden müssen15,16,17.
Histopathologie der Peritonealmembran Das PD-Versagen steht hauptsächlich im Zusammenhang mit Fibrose und übermäßiger Angiogenese, die zum Verlust eines osmolaren Konzentrationsgradienten führt. Darüber hinaus kann die Filtrationskapazität der Peritonealmembran durch eine Peritonitis beeinträchtigt werden. Darüber hinaus ist die infektiöse Peritonitis eine gut etablierte Ursache für den Wechsel der Dialysemodalität von der Peritonealdialyse zur Hämodialyse. 18. Auflage.

<table><tbody><tr><td>10% Heparin&nbsp;</td><td>Canada Inc., Boucherville, QC, Kanada)</td><td>Pharmazeutisches Produkt</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Buprenorphin 0,3 mg/ml</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; PAR Pharmazie</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; NDC 42023-179-05</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J Mäuse</td><td>Das Jackson Lab</td><td>IMSR_JAX:000664</td><td></td></tr><tr><td>CD31</td><td>Abcam</td><td>Ab9498</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Klemme</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 13002-10</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Pinzette</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 11002-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5SF Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Kanülenzange</td><td>Fine Science Tools</td><td>11282-11</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere - Große Schlaufen</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand&nbsp; Animal Ear-Punch</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-812-201</td><td></td></tr><tr><td>Hill Hämostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13111-12</td><td></td></tr><tr><td>Huber Spitzennadel</td><td>&nbsp; Zugang&nbsp; Technologien&nbsp;</td><td>PG25-500</td><td>Nadel für Injektionen</td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Isofluran, Alleinstellungsmerkmal</td><td>; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Covetrus</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; NDC 11695-6777-2</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Lipopolysaccharid aus E.coli</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; SIGMA</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; L4391</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Nikon Eclipse Inverses Mikroskop</td><td>TE2000</td><td></td></tr><tr><td>Minute Maus Port 4Französisch mit Retentionsperlen und Kreuzlöchern</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Zugang&nbsp; Technologien&nbsp;</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; MMP-4S-061108A</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Posi-Grip Huber Spitzennadeln 25 G x 1/2&akut; &akut;</td><td>&nbsp; &nbsp; Zugang&nbsp; Technologien</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; PG25-500</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Schere</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl Naht</td><td>AD-Chirurgisch</td><td>#L-G330R24</td><td></td></tr></tbody></table>

ein retrograder implantationsansatz für die peritonealdialysekatheter-platzierung bei mäusen

A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice

Mausmodelle werden verwendet, um verschiedene Aspekte der Peritonealdialyse (PD) zu untersuchen, wie z. B. Peritonealentzündung und Fibrose. Diese Ereignisse führen zum Versagen der Peritonealmembran beim Menschen, das aufgrund seiner tiefgreifenden klinischen Auswirkungen auf die Behandlung von Patienten mit Niereninsuffizienz im Endstadium (ESKD) nach wie vor intensiv untersucht wird. Trotz der klinischen Bedeutung der Parkinson-Krankheit und der damit verbundenen Komplikationen leiden aktuelle experimentelle Mausmodelle unter wichtigen technischen Herausforderungen, die die Leistung der Modelle beeinträchtigen. Dazu gehören die Migration und das Knicken von PD-Kathetern und erfordern in der Regel eine frühere Katheterentfernung. Diese Einschränkungen führen auch dazu, dass eine größere Anzahl von Tieren eine Studie abschließen muss. Um diese Nachteile zu beheben, führt diese Studie technische Verbesserungen und chirurgische Nuancen ein, um häufig beobachtete PD-Katheterkomplikationen in einem Mausmodell zu verhindern. Darüber hinaus wird dieses modifizierte Modell durch die Induktion von Peritonealentzündung und Fibrose unter Verwendung von Lipopolysaccharid-Injektionen validiert. Im Wesentlichen beschreibt dieser Artikel eine verbesserte Methode, um ein experimentelles Modell der Parkinson-Krankheit zu erstellen.

Alle implantierten Katheter waren bis zum Ende der Studie funktionsfähig, und das Lösen oder Knicken des Katheters erschwerte keinen der implantierten Katheter. Die aktuelle, modifizierte Technik wurde mit einem Peritonitis-induzierten Modell unter Verwendung von LPS weiter validiert. Die Kontrollmäuse erhielten täglich 200 μl normale Kochsalzlösungsinjektionen, während den Versuchsmäusen insgesamt 7 Tage nach der Katheterimplantation 200 μl LPS injiziert wurden, wie im Protokollschritt 11 beschrieben.
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Dieser Artikel beschreibt Modifikationen eines Verfahrens zur Implantation eines Peritonealdialysekatheters in ein Mausmodell, um größere technische Probleme zu vermeiden, die bei den herkömmlichen Techniken beobachtet werden.

Ein retrograder Implantationsansatz für die Peritonealdialysekatheter-Platzierung bei Mäusen

Murine models are employed to probe various aspects of peritoneal dialysis (PD), such as peritoneal inflammation and fibrosis. These events drive ...

Die bisherigen Protokolle für Mausmodelle der Peritonealdialyse weisen Einschränkungen auf, die eine langfristige Anwendung ausschließen. Diese Einschränkungen, wie z. B. Katheterspiralen und -dislokationen, werden in dieser Studie behandelt. Diese Technik verhindert eine Fehlfunktion des PD-Katheters aus mechanischen Gründen und ermöglicht ihre Verwendung für eine längere Zeit, um Pathologien wie Peritonealfibrose zu untersuchen.Diese Technik wird ein besseres Mausmodell zur Untersuchung der molekularen Pathogenese und neuartiger Therapeutika der Peritonealfibrose liefern. Eine wichtige Einschränkung der Parkinson-Krankheit beim Menschen. Parkinson ist die Hauptstütze der Nierenersatztherapie bei pädiatrischen Patienten mit ESKD.Dieses optimierte Modell wird eine bessere Testumgebung bieten, um alle Probleme mit Parkinson beim Menschen zu untersuchen. Die Generierung eines Tiermodells hat eine Lernkurve. Dieses Schritt-für-Schritt-Video hilft einer Person bei der Implementierung dieser Technik, um ein dauerhaftes Modell für die Peritonealdialyse erfolgreich zu erstellen.Legen Sie zunächst die acht bis 12 Wochen alte voll narkotisierte C57 black/6J Maus in eine linke Seitenposition. Nachdem Sie die Maus wie im Manuskript angegeben rasiert haben, desinfizieren Sie den Operationsbereich, indem Sie die rechte Flanke der Maus der Heizdecke aussetzen. Legen Sie dann den sterilen OP-Vorhang über die Maus.Weisen Sie die Tasche für den Zugriffsanschluss einen Zentimeter über dem Mausende zu. Halten Sie das Installationssegment mit dem nicht dominanten Zeige- und Daumenfinger über den zugewiesenen Bereich in der Nähe des Endes. Platzieren Sie den Katheter über der Haut und schätzen Sie den Ort für das Einführen des Katheters in die Bauchhöhle.Markieren Sie dann die zugewiesene Stelle für das Einführen des Tubus unter Berücksichtigung der minimalen Biegung des Tubus in der Nähe der vorderen Mittellinie. Stanzen Sie mit der Maus-Ohrmarke ein seitliches Loch über den Rahmen des Behälterabschnitts. Machen Sie einen horizontalen einen Zentimeter breiten Hautschnitt einen Zentimeter über dem Schwanz.Dann sezieren Sie die subkutane Ebene stumpf von der darunter liegenden Muskelschicht, um einen Beutel für die Katheterplatzierung herzustellen, um sicherzustellen, dass sich die Installationsöffnung frei in der idealen Porttasche befindet. Vorbei an der 3:0-Naht aus dem maßgeschneiderten Seitenloch. Befestigen Sie den Zugangsanschluss zum Muskelbett, indem Sie die durchgelassene Naht festziehen und den Schlauchverlauf Kopfschmerz halten.Machen Sie einen Schnitt von einem Zentimeter über den formal markierten Bereich in der Nähe der Mittellinie. Legen Sie eine lockere Geldbeutelnaht mit 4-0 runder, resorbierbarer Naht um den eingeschnittenen Bauchwandmuskel. Machen Sie einen Schnitt von einem Zentimeter über die Muskelschicht in der Nähe der rechten Mittellinie und führen Sie den proximalen Filz des Katheters in den Schnitt.Führen Sie den Katheterschlauch durch den vorbereiteten Trakt. Ziehen Sie die vorbereitete Naht der Geldbeutelschnur um den Schlauch an, während Sie den zweiten Filz außerhalb der Geldbeutelschnur über der Muskelschicht halten, und schließen Sie die Haut mit 3-0 resorbierbaren Nähten. Stellen Sie sicher, dass der platzierte Katheter funktionsfähig ist.Überprüfen Sie die Funktion mit einer Ein-Milliliter-Spritze, die an der spezifischen Huber-Nadel für den Port befestigt ist. Injizieren Sie normale Kochsalzlösung in den Installationsanschluss. Nachdem Sie einen reibungslosen Fluss mit einer Null-Toleranz für Widerstand bestätigt haben, schließen Sie die Hautschnitte um das Portreservoir mit 3-0 resorbierbaren Nähten.Betreten Sie den Port mit der Huber-Nadel und injizieren Sie 100 Mikroliter normale Kochsalzlösung in den Port, um den Patentverlauf zu bestätigen. Dann injizieren Sie 200 Mikroliter Lipopolysaccharid, gefolgt von 100 Mikrolitern Kochsalzlösung für die Röhrchenspülung und stellen Sie sicher, dass keine Resistenz besteht. Nach sieben Tagen LPS-Injektionen und zwei Wochen Katheterimplantation planen Sie die Peritonealbiopsie.Nachdem Sie die erfolgreiche Anästhesie bestätigt haben, machen Sie einen Hautschnitt in der Mittellinie von der Blase bis zum Subxiphoid. Dann perfundiert die subfasziale Ebene mit kaltem PBS. Stellen Sie sicher, dass das Flugzeug vollständig präpariert ist, ohne die Integrität des Peritoneums zu stören.Die Analyse der Hämatoxylin- und Eosin-gefärbten Schnitte zeigte einen erheblichen Anstieg der extrazellulären Matrix (EZM) im subperitonealen Raum. Die durchschnittliche ECM im subperitonealen Raum der Kontrollmäuse war halb so hoch wie bei den LPS-exponierten Mäusen. Die Masson-Trichrom-Färbung erkennt Fibrose, gemessen als Intensitätsdichte, die auf die Oberfläche normiert ist.Veränderte Vaskularität und Erweiterung des subperitonealen Raumes wurden unter Verwendung des Endothelzellmarkers CD31 analysiert und als integrierte Dichte in zufällig ausgewählten Hochleistungsfeldbildern gemessen. Im Vergleich zur Kontrolle zeigten LPS-induzierte Mäuse eine dreifache Zunahme der subperitonealen Fibrose, eine etwa acht- bis neunfache Zunahme der Vaskularität und eine zweifache Zunahme des subperitonealen Raums, der als SP gekennzeichnet ist. Legen Sie den Katheter über die Haut und markieren Sie den Punkt für die Kathetereinführung, während Sie das Verbiegen des Schlauchs vermeiden.Der Einsatz sollte sich in der Nähe der inneren Mittellinie befinden. Die Bereitstellung der haltbareren murinen PD-Katheter-Platzierungsmethode wird es den Forschern ermöglichen, längerfristige Experimente zu entwerfen und durchzuführen, um das Versagen der Peritonealmembran zu untersuchen und zu bekämpfen.

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Medizin

In diesem Video entwickeln wir ein orthotopes Mausmodell des Nierenzellkarzinoms. Dieses Modell führt zu reproduzierbaren Primärtumoren in der injizierten Niere und metastasierten Tumoren in der Lunge, was die Beurteilung des Krankheitsverlaufs und der Behandlung ermöglicht.

Generierung eines Nierenzellkarzinommodells: Ein Protokoll zur Entwicklung eines orthotopen RCC-Mausmodells durch intrarenale Implantation von Krebszellen

Wir beschreiben ein Verfahren, um Medikamente mit dem zentralen Nervensystem Ziel entweder durch Einsetzen eines Katheters oder Durchführen einer Bolus-Injektion in die rechte laterale Ventrikel in Mäusen. Wir konzentrieren uns speziell auf den Transport von Antisense-Oligonukleotiden. Diese Technik ist leicht an andere Medikamente und Ratten.

Direkt Intraventrikuläre Abgabe von Arzneimitteln an die Nager Central Nervous System

Modelle der spontanen metastasiertem Nierenzellkarzinom (RCC) den Krankheitsverlauf kann für die Bewertung Behandlungen in einer klinisch relevanten Einstellung verwendet werden. Dieses Protokoll zeigt verschiedene Verfahren für orthotope Nierentumorzellimplantation, richtige Nephrektomie und schließlich skizziert eine Obduktion Führer für visuelle und Biolumineszenz-Scoring von metastasierendem Belastung und Lokalisierung.

Modellierung Spontane metastasiertem Nierenzellkarzinom (mRCC) in Mäusen nach Nephrektomie

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Narkotisierten Mäuse zeigen unphysiologischen systemischen Blutdruck, die aussagekräftige Beurteilung der autonomen Ton gegeben die intime Beziehung zwischen Blutdruck und das vegetative Nervensystem ausschließt. Somit ist eine neuartige Methode zur gleichzeitig aufzeichnen renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in bewusste Mäuse skizziert.

Neuer Ansatz zur gleichzeitigen Erfassung von renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in dem Bewusstsein, hemmungslose Mäuse.

Dieser Artikel beschreibt die Methode für die chirurgische Platzierung bei Mäusen eine intraperitoneale Katheter befestigt an einem Zugang-Anschluss, der an der Rückseite des Tieres positioniert ist. Darüber hinaus erklärt, das Verfahren für eine 5/6 Nephrektomie urämischen Bundesstaat PD-Patienten ähneln.

Chirurgische Techniken zur Platzierung des Katheters und 5/6 Nephrektomie in murinen Modellen der Peritonealdialyse

Der Baroreflex ist ein Mechanismus zur Regulierung der Herzfrequenz durch das autonome Nervensystem als Reaktion auf Blutdruckänderungen. Wir beschreiben eine Operationstechnik zur Implantation von Telemetriesendern zur kontinuierlichen und simultanen Messung von Elektrokardiogramm und Blutdruck bei Mäusen. Dadurch kann die spontane Baroreflexsensitivität bestimmt werden, ein wichtiger prognostischer Marker für Herz-Kreislauf-Erkrankungen.

Implantation von kombinierten telemetrischen EKG- und Blutdrucktransmittern zur Bestimmung der spontanen Baroreflexsensitivität bei bewussten Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen Schritte der Bildung einer musinen gemeinen iliakalen arteriovenösen Fistel. Wir haben dieses Modell entwickelt, um die Pathophysiologie der Gliedmaßen zu untersuchen, die mit dem Zugang zur Hämodialyse zusammenhängt.

Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Im Folgenden stellen wir ein Protokoll für die Durchführung der laparoskopisch-assistierten Seldinger-Technik (LAST) für die Peritonealdialyse (PD)-Kathetereinführung vor, wobei die Kombination der minimalinvasiven Natur der Seldinger-Methode mit der verbesserten Visualisierung der Laparoskopie hervorgehoben wird.

Laparoskopisch-assistierte Seldinger-Technik zum Einführen eines Peritonealdialysekatheters

Die einengende Manschette in diesem Artikel vorgestellt wurde entwickelt, um Atherosklerose in der murinen Arteria carotis communis zu induzieren. Durch die konische Form des inneren Lumen der implantierten Manschette erzeugt genau definierte Regionen der niedrigen, hohen und oszillatorische Scherbeanspruchung Auslösen der Entwicklung von atherosklerotischen Läsionen verschiedener entzündlicher Phänotypen.

Implantation einer Karotis Cuff für Triggering Shear-Stress-Induced Arteriosklerose bei Mäusen

Erfahren Sie eine verbesserte retrograde Implantationstechnik für Peritonealdialysekatheter bei Mäusen. Diese Methode verhindert mechanische Fehlfunktionen und ermöglicht Langzeitstudien zur Peritonealfibrose.

Ein retrograder Implantationsansatz für die Peritonealdialysekatheter-Platzierung bei Mäusen

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