Name: Mycobacterium tuberculosis Extrazelluläre Vesikelanreicherung durch Größenausschlusschromatographie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-05-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Erfahren Sie die Anreicherung extrazellulärer Vesikel von Mycobacterium tuberculosis durch Größenausschlusschromatographie. Diese schonende Methode liefert hohe Ausbeuten mit minimaler Protein-Kontamination.

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Wir möchten uns für die Unterstützung des College of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences Experiential Award und des College Research Council Shared Research Program für NKG und die Finanzierung durch ATCC (Award # 2016-0550-0002) für KMD bedanken. Wir möchten auch Anne Simpson für die technische Unterstützung und BEI Resources, NIAID, NIH für die folgenden Reagenzien danken: Monoklonale Anti-Mycobacterium tuberculosis LpqH (Gen Rv3763), IT-54 (produziert in vitro), NR-13792, Monoklonale Anti-Mycobacterium tuberculosis GroES (Gen Rv3418c), Clone IT-3 (SA-12) (produziert in vitro), NR-49223 und Monoclonal Anti-Mycobacterium tuberculosis LAM, Clone CS-35 (produziert in vitro), NR-13811.

Das Institutional Biosafety Committee der Colorado State University genehmigte die vorliegende Studie (19-046B). Die Kultivierung von Mycobacterium tuberculosis und die Ernte von EV-reichen Kulturüberständen wurden von geschultem Personal in einem High-Containment-Labor durchgeführt. Die Materialien wurden aus dem High-Containment-Bereich entfernt, nachdem eine gültige Inaktivierungsmethode durchgeführt, bestätigt und durch institutionelle Biosicherheitsrichtlinien genehmigt wurde. Während der Replikation des Protokolls, wenn eine validierte Inaktivierungs- oder Sterilfiltrationsmethode nicht möglich ist, müssen die folgenden Verfahren in einem High-Containment-Labor durchgeführt werden.
1. Herstellung von rohem Mtb EV-Konzentrat
HINWEIS: Für detaillierte Verfahren zum Anbau von Mtb und zur Herstellung von Kulturfiltratprotein (CFP) siehe Referenzen11,12. Es wird empfohlen, dass bakterielle Kulturmedien frei von Wachstumspräparaten mit EV-haltigen oder proteinhaltigen Komponenten wie Öl-Albumin-Dextrose-Katase (OADC) und Reinigungsmitteln wie Tween sind. Es wird auch empfohlen, die Qualität der Bakterienkultur und die geerntete CFP zu untersuchen, um einen begrenzten Zelltod und eine begrenzte Lyse zu gewährleisten13,14.
<ol><li>Bereiten Sie einen 100 kDa Molekulargewichts-Cut-off-Zentrifugalfilter (MWCO) vor (siehe Materialtabelle), indem Sie die volle Volumenkapazität von phosphatgepufferter Kochsalzlösung (1x PBS) hinzufügen. Zentrifuge für 5 min bei 2.800 x g bei 4 °C. HINWEIS: Wenn Sie einen Filter ohne Totstoppvolumen verwenden, muss darauf geachtet werden, dass das Probenvolumen nicht unter den Filterpegel sinkt, was zu einer vollständigen Filtertrocknung während der Zentrifugation führt.</li>
	<li>Verwerfen Sie den Durchfluss und alle verbleibenden PBS, bevor Sie die Probenkammer mit Mtb CFP bis zu ihrer maximalen Kapazität füllen. Zentrifen Sie bei 2.800 x g bei 4 °C, bis sich das Volumen auf das Mindestvolumen der Ultrafiltrationsvorrichtung reduziert hat. Wiederholen Sie den Vorgang nach Bedarf, und fügen Sie der Einheit mehr CFP hinzu, bis die gesamte Probe ausreichend reduziert wurde. HINWEIS: Behalten Sie bei Bedarf einen Teil des 100-kDa-Durchflussmaterials (100 F) für die nachgelagerte Qualifizierung bei. Bei 4 °C lagern.</li>
	<li>Geben Sie 1x PBS zu der Filtereinheit, die das Konzentrat enthält, bis zur Gesamtkapazität des Geräts. Verringern Sie die Lautstärke wie in 1.2 beschrieben. Wiederholen Sie diesen Schritt fünfmal, um eine vollständige Wäsche und einen vollständigen Pufferaustausch sicherzustellen.</li>
	<li>Rückgewinnung des 100 kDa konzentrierten CFP-Retentats (100R) gemäß den Spezifikationen der Ultrafiltrationsgeräte (siehe Materialtabelle). Sobald der 100R wiederhergestellt ist, waschen Sie den Filter mit einem minimalen Volumen von 1x PBS mindestens dreimal und legen Sie die Wäsche mit dem 100R zusammen, um die Ausbeute zu maximieren.</li>
	<li>Quantifizieren Sie das 100R-Material mit einem bicinchoninischen Assay (BCA) gemäß den Anweisungen des Herstellers (siehe Materialtabelle). Um den Assay durchzuführen, verwenden Sie mehrere Verdünnungen der Proben 1:2, 1:5 und 1:10 in PBS. Testen Sie die Probe in dreifacher Ausfertigung. HINWEIS: Bewahren Sie bei Bedarf einen Teil des 100R-Materials für die nachgelagerte Qualifizierung auf. Bei 4 °C lagern.</li>
</ol>2. Größenausschlusschromatographie zur Anreicherung von Mtb EVs aus CFP
HINWEIS: Das folgende Verfahren ist spezifisch für die Verwendung von 3 mg 100R Mtb CFP mit SEC-Säule und automatischem Fraktionssammler (AFC, siehe Materialtabelle). Es kann für andere Startkonzentrationen und Säulentypen angepasst werden, indem es den Herstellerangaben folgt. Darüber hinaus wird den Benutzern empfohlen, das Benutzerhandbuch für den automatischen Fraktionssammler zu lesen und zu verstehen.
<ol><li>Lassen Sie die SEC-Spalte auf Raumtemperatur ausgleichen.</li>
	<li>Schalten Sie den AFC über den Netzschalter auf der Rückseite der Tower-Einheit ein und passen Sie die Einstellungen für die Wägezelle bei Bedarf an, indem Sie SETUP auf dem Touchscreen des Hauptmenüs drücken. Die Wägezelle muss nur bei der ersten Verwendung, nach jedem Software-Update und wenn Inkonsistenzen in den Bruchstückzahlen festgestellt werden, kalibriert werden.</li>
	<li>Richten Sie das Karussell im Bildschirm SETUP aus, indem Sie KARUSSELL > CALIBRATE auswählen. Setzen Sie das Karussell mit den 13 kleinen Löchern nach oben in den AFC-Turm ein und stellen Sie das Karussell so ein, dass sich die Flüssigkeitsdüse direkt über der bündigen Position befindet, indem Sie die Tasten - und/oder + drücken.</li>
	<li>Entfernen Sie die Kappen aus der gleichgewichteten SEC-Spalte. Schieben Sie die SEC-Säule in die entsprechende Säulenhalterung und installieren Sie sie vorsichtig auf dem AFC-Tower. Stellen Sie sicher, dass das RFID-Tag (Radio Frequency Identification) auf der Säule dem AFC zugewandt ist, und überprüfen Sie, ob die Verbindung zwischen der Säule und dem Ventil sicher ist. Legen Sie den Abfallauslassschlauch in einen Sammelbehälter.</li>
	<li>Wählen Sie auf dem Bildschirm SETUP die Option Abholzeitplan aus, und legen Sie die Anzahl auf 13 und die Größe auf 0,5 ml fest, indem Sie die Tasten - und/oder + drücken. Lassen Sie die Einstellung "Puffervolumen" als Standard von 2,7 ml und schließen Sie dann das Fenster "Sammlungszeitplan" durch Drücken von X.</li>
	<li>Wählen Sie auf dem Startbildschirm SAMMLUNG starten und bestätigen Sie die Sammlungsparameter durch Auswahl von JA. Laden Sie 13 beschriftete 1,7-ml-Mikrozentrifugenröhrchen mit geöffneten Deckeln und zeigen Sie auf die Karussellmitte.</li>
	<li>Bewegen Sie den AFC vor, indem Sie OK auswählen, montieren Sie dann das Säulenreservoir und fahren Sie erneut vor, indem Sie OK drücken. Wählen Sie die Option zum Leeren der Spalte durch Drücken von JA und fügen Sie ein Spaltenvolumen von 0,2 μm gefiltertem PBS hinzu, um Speicherpuffer zu entfernen. Sobald die Spülung abgeschlossen ist, bewegen Sie den AFC voran, indem Sie OK drücken.</li>
	<li>Legen Sie die Karussellabdeckung über den AFC und drücken Sie OK. Bereiten Sie ein Spaltenvolumen von 0,2 μm gefiltertem PBS vor. Verwenden Sie eine Pipette, um überschüssigen Puffer aus der Spalte zu entfernen.</li>
	<li>Bringen Sie 3 mg 100R-Probe, wie in Schritt 1,5 bis 500 μL mit 1x PBS quantifiziert. Fügen Sie die 3-mg-Probe oben in der Spalte hinzu. Bewegen Sie den AFC vor, und lassen Sie die Probe in die Fritte laufen. Sobald die Probe vollständig in die Spalte eingedrungen ist, fügen Sie den in Schritt 2.6 vorbereiteten PBS dem Reservoir hinzu.</li>
	<li>Überwachen Sie den Lauf des AFC, während er zuerst das Void-Volume und dann die angegebenen Brüche sammelt. Nachdem der Lauf beendet ist und das Karussell in die Abfallposition zurückkehrt, entfernen Sie die Abdeckung und entfernen Sie die Fraktionsrohre vom Karussell. Lagern Sie die Fraktionen vor der Quantifizierung (Schritt 3) und Qualifizierung (Schritt 4) bei 4 °C.</li>
	<li>Wenn die Spalte wiederverwendet werden soll, wählen Sie die Option zum Bereinigen der Spalte aus, indem Sie JA drücken. Andernfalls drücken Sie NO. Folgen Sie den Anweisungen auf der AFC. HINWEIS: Sobald die Säule gewaschen ist und der Speicherpuffer durchgelaufen ist, kann sie entfernt, gekappt und bei 4 °C gelagert werden.</li>
</ol>3. Quantifizierung der MTB EVs
<ol><li>Messen Sie die Proteinkonzentration für jede Fraktion mit BCA und Mikro-BCA12.<ol>
<li>Für 0,5 ml Fraktionen, die aus 3 mg 100R Mtb CFP gewonnen wurden, verwenden Sie den Mikro-BCA mit einer 1:3-Verdünnung für Fraktionen, die 1-7 jeder Probe dreifach nummeriert sind.</li>
		<li>Verwenden Sie für 0,5 ml-Fraktionen mit den Nummern 5-13 den BCA ohne Verdünnung für jede Probe in dreifacher Ausfertigung. HINWEIS: Die Überlappung der Assays für die Fraktionen 5-7 trägt dazu bei, dass alle Fraktionen eine lesbare Ausgabe haben.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Quantifizieren Sie die Partikelkonzentration für jede Fraktion mithilfe der Nanopartikel-Tracking-Analyse (NTA).<ol>
<li>Verdünnen Sie die Proben in 1 ml von 1x PBS unter Verwendung der folgenden vorgeschlagenen Startverhältnisse; Verwenden Sie für die Brüche 1-3 1:100 und dann für die restlichen Brüche eine 1:10-Verdünnung.</li>
		<li>Wirbeln Sie die verdünnten Lösungen vor und ziehen Sie dann die Probe in eine 1-ml-Einwegspritze. Stellen Sie die Spritze in einer automatischen Spritzenpumpe ein, falls verfügbar.</li>
		<li>Stellen Sie die Spritzenpumpe auf 30 μL/min ein und verwenden Sie die Videoaufnahmeeinstellungen mit einer Bildschirmverstärkung von 10-12 und einem Kamerapegel von 10-12. Passen Sie den Fokus für jede Probe an.</li>
		<li>Sammeln Sie mindestens drei Videos zu je 30 s mit einem konstanten Fluss.</li>
		<li>Führen Sie die Analyse durch, wenn der Softwareerkennungsschwellenwert auf fünf festgelegt ist. HINWEIS: Es ist möglicherweise nicht möglich, NTA-Daten für die neuesten Fraktionen (>7) zu erhalten, ohne ein signifikantes Probenvolumen zu opfern.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Qualifizierung von Mtb EVs
<ol><li>Visualisieren Sie das allgemeine Proteinprofil jeder Fraktion mit einem silbergefärbten Proteingel. HINWEIS: Detaillierte Verfahren für SDS-PAGE und Silberflecken finden Sie in Referenz15.<ol>
<li>Fügen Sie SDS-Probenpuffer zu 10 μL jeder Fraktion und 5 μg CFP, 100R und 100F hinzu. 5 min bei 100 °C kochen, dann auf ein 4%-12% Bis-Tris Gel mit einer Molekulargewichtsleiter für die Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE) (siehe Materialtabelle) laden.</li>
		<li>Lassen Sie das Gel mit 1x 2-[N-Morpholino]ethansulfonsäure (MES) laufendem Puffer (siehe Materialtabelle) und einem 200 V Strom für 35 min laufen.</li>
		<li>Entfernen Sie das Gel von der Kassette und fahren Sie mit der Silberfärbung15 fort.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bewerten Sie das Vorhandensein oder Fehlen von EV-Markern in jedem Bruchteil durch Western Blot. HINWEIS: Detaillierte Verfahren für Western Blotting finden Sie in Referenz15.<ol>
<li>Führen Sie ein SDS-PAGE-Gel wie in den Schritten 4.1.1-4.1.2 beschrieben aus.</li>
		<li>Entfernen Sie das Gel von der Kassette und übertragen Sie die aufgelösten Proteine auf eine 0,2 μm Nitrocellulosemembran (siehe Materialtabelle), indem Sie einen 50-V-Strom für mindestens 1 h anlegen.</li>
		<li>Führen Sie eine Western-Blot-Analyse durch, um Proteine von Interesse zu bewerten. Primäre Antikörper gegen LpqH, Lipoarabinomannan (LAM) und GroES (siehe Materialtabelle) werden empfohlen.</li>
		<li>Pool-Fraktionen basierend auf dem Vorhandensein oder Fehlen von Markern, die für die nachgeschaltete Anwendung anwendbar sind.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bestätigen Sie das Vorhandensein intakter Vesikel durch Transmissionselektronenmikroskopie (TEM).<ol>
<li>Fixieren Sie 15 μL der Vesikelprobe durch Zugabe von 15 μL Paraformaldehyd in EM-Qualität und lagern Sie sie über Nacht bei 4 °C.</li>
		<li>Bereiten Sie ein 200-Mesh-Formvar-Carbon-beschichtetes Kupfer-TEM-Gitter vor, indem Sie die Oberfläche reinigen und ein hydrophiles Substrat herstellen. HINWEIS: Eine Plasmareinigung mit 95% Argon, 5% Sauerstoff und 30% Plasmaleistung für 1 min wird empfohlen.</li>
		<li>Lassen Sie 10 μL der festen Probe auf das Gitter fallen und lassen Sie die Probe 10 Minuten anhaften, dann tupfen Sie die überschüssige Flüssigkeit mit Filterpapier ab.</li>
		<li>Schwimmen Sie das Gitter 30 s lang auf einem Tropfen Reinstwasser und tupfen Sie dann überschüssige Flüssigkeit ab.</li>
		<li>Lassen Sie das Gitter auf einem d% EM-Uranylacetat-Tropfen für 2 Minuten schweben und tupfen Sie dann die überschüssige Flüssigkeit ab.</li>
		<li>Lassen Sie das Gitter vollständig an der Luft trocknen.</li>
		<li>Bild mit einem TEM (siehe Materialverzeichnis) bei 100 kV oder ähnlichem. HINWEIS: Andere EV-Quantifizierungs- und Charakterisierungsmethoden sollten basierend auf nachgelagerten Anwendungen verwendet werden. Die Minimalinformationen für Studien an extrazellulären Vesikeln18 sollten als Leitlinien konsultiert werden, um die Strenge und Reproduzierbarkeit aller EV-Studien zu gewährleisten.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Gill, S., Catchpole, R., Forterre, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+membrane+vesicles+in+the+three+domains+of+life+and+beyond%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiology+Reviews%22%5BJournal%5D)">Extracellular membrane vesicles in the three domains of life and beyond.</a> FEMS Microbiology Reviews. 43 (3), 273-303 (2019).</li>
<li>World Health Organization. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GLOBAL+TUBERCULOSIS+REPORT+2021%5BTitle%5D)+AND+%22World+Health+Organization%22%5BJournal%5D)">GLOBAL TUBERCULOSIS REPORT 2021.</a> World Health Organization. , (2021).</li>
<li>Prados-Rosales, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycobacteria+release+active+membrane+vesicles+that+modulate+immune+responses+in+a+TLR2-dependent+manner+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Mycobacteria release active membrane vesicles that modulate immune responses in a TLR2-dependent manner in mice.</a> Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1471-1483 (2011).</li>
<li>Prados-Rosales, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycobacterial+membrane+vesicles+administered+systemically+in+mice+induce+a+protective+immune+response+to+surface+compartments+of+mycobacterium+tuberculosis%5BTitle%5D)+AND+%22mBio%22%5BJournal%5D)">Mycobacterial membrane vesicles administered systemically in mice induce a protective immune response to surface compartments of mycobacterium tuberculosis.</a> mBio. 5 (5), 01921(2014).</li>
<li>Prados-Rosales, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+for+mycobacterium+tuberculosis+membrane+vesicles+in+iron+acquisition%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Role for mycobacterium tuberculosis membrane vesicles in iron acquisition.</a> Journal of Bacteriology. 196 (6), 1250-1256 (2014).</li>
<li>Lee, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proteomic+analysis+of+extracellular+vesicles+derived+from+Mycobacterium+tuberculosis%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Proteomic analysis of extracellular vesicles derived from Mycobacterium tuberculosis.</a> Proteomics. 15 (19), 3331-3337 (2015).</li>
<li>Athman, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycobacterium+tuberculosis+Membrane+Vesicles+Inhibit+T+Cell+Activation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Mycobacterium tuberculosis Membrane Vesicles Inhibit T Cell Activation.</a> The Journal of Immunology. 198 (5), 2028-2037 (2017).</li>
<li>Prados-Rosales, R., Brown, L., Casadevall, A., Montalvo-Quirós, S., Luque-Garcia, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+identification+of+membrane+vesicle-associated+proteins+in+Gram-positive+bacteria+and+mycobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22MethodsX%22%5BJournal%5D)">Isolation and identification of membrane vesicle-associated proteins in Gram-positive bacteria and mycobacteria.</a> MethodsX. 1, 124-129 (2014).</li>
<li>Cvjetkovic, A., Lötvall, J., Lässer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+rotor+type+and+centrifugation+time+on+the+yield+and+purity+of+extracellular+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extracellular+Vesicles%22%5BJournal%5D)">The influence of rotor type and centrifugation time on the yield and purity of extracellular vesicles.</a> Journal of Extracellular Vesicles. 3 (1), 23111(2014).</li>
<li>Dauros Singorenko, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+membrane+vesicles+from+prokaryotes%3A+a+technical+and+biological+comparison+reveals+heterogeneity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extracellular+Vesicles%22%5BJournal%5D)">Isolation of membrane vesicles from prokaryotes: a technical and biological comparison reveals heterogeneity.</a> Journal of Extracellular Vesicles. 6 (1), 1324731(2017).</li>
<li>Wallace, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culturing+mycobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Culturing mycobacteria.</a> Methods in Molecular Biology. 2314, 1-58 (2021).</li>
<li>Lucas, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraction+and+separation+of+mycobacterial+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Extraction and separation of mycobacterial proteins.</a> Methods in Molecular Biology. 2314, 77-107 (2021).</li>
<li>Walker, S. A., Kennedy, M. T., Zasadzinski, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Encapsulation+of+bilayer+vesicles+by+self-assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Encapsulation of bilayer vesicles by self-assembly.</a> Nature. 387 (6628), 61-64 (1997).</li>
<li>Edwards, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+vesicle+formation+at+lipid+bilayer+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Spontaneous vesicle formation at lipid bilayer membranes.</a> Biophysical Journal. 71 (3), 1208(1996).</li>
<li>Dobos, K. Production Manuals & SOPs. SP007: Running of polyacrylamide gels, SP011: Western blot, and SP0012: Silver staining protocols. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://labs.vetmebiosci.colostate.edu/dobos/bei-resources/">https://labs.vetmebiosci.colostate.edu/dobos/bei-resources/</a> (2022).</li>
<li>Engers, H. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Results+of+a+World+Health+Organization-sponsored+workshop+to+characterize+antigens+recognized+by+mycobacterium-specific+monoclonal+antibodies%5BTitle%5D)+AND+%22Infection+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Results of a World Health Organization-sponsored workshop to characterize antigens recognized by mycobacterium-specific monoclonal antibodies.</a> Infection and Immunity. 51 (2), 718-720 (1986).</li>
<li>Chatterjee, D., Lowell, K., Rivoire, B., McNeil, M. R., Brennan, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipoarabinomannan+of+Mycobacterium+tuberculosis.+Capping+with+mannosyl+residues+in+some+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Lipoarabinomannan of Mycobacterium tuberculosis. Capping with mannosyl residues in some strains.</a> Journal of Biological Chemistry. 267 (9), 6234-6239 (1992).</li>
<li>Théry, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimal+information+for+studies+of+extracellular+vesicles+2018+%28MISEV2018%29%3A+a+position+statement+of+the+International+Society+for+Extracellular+Vesicles+and+update+of+the+MISEV2014+guidelines%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extracellular+Vesicles%22%5BJournal%5D)">Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018 (MISEV2018): a position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines.</a> Journal of Extracellular Vesicles. 7 (1), 1535750(2018).</li>
<li>Palacios, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycobacterium+tuberculosis+extracellular+vesicle-associated+lipoprotein+LpqH+as+a+potential+biomarker+to+distinguish+paratuberculosis+infection+or+vaccination+from+tuberculosis+infection%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Mycobacterium tuberculosis extracellular vesicle-associated lipoprotein LpqH as a potential biomarker to distinguish paratuberculosis infection or vaccination from tuberculosis infection.</a> BMC Veterinary Research. 15 (1), 1-9 (2019).</li>
<li>Ziegenbalg, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunogenicity+of+mycobacterial+vesicles+in+humans%3A+Identification+of+a+new+tuberculosis+antibody+biomarker%5BTitle%5D)+AND+%22Tuberculosis%22%5BJournal%5D)">Immunogenicity of mycobacterial vesicles in humans: Identification of a new tuberculosis antibody biomarker.</a> Tuberculosis. 93 (4), 448-455 (2013).</li>
<li>Chiplunkar, S. S., Silva, C. A., Bermudez, L. E., Danelishvili, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+membrane+vesicles+released+by+Mycobacterium+avium+in+response+to+environment+mimicking+the+macrophage+phagosome%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Characterization of membrane vesicles released by Mycobacterium avium in response to environment mimicking the macrophage phagosome.</a> Future Microbiology. 14 (4), 293-313 (2019).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Mycobacterium tuberculosis extrazelluläre Vesikel sind stark antigene Reservoirs, die sie als attraktiven Weg für die Entwicklung von Diagnosewerkzeugen und zukünftigen Impfstoffendarstellen 4,19,20. In der Vergangenheit wurde die Dichtegradienten-Ultrazentrifugation verwendet, um Mtb-EVs von anderem löslichen, sezernierten Materialzu trennen 8. Während dieser Prozess effektiv ist, ist er auch ze...

Die Freisetzung extrazellulärer Vesikel (EV) durch Krankheitserreger kann der Schlüssel zur Erschließung neuer Technologien zur Bekämpfung von Infektionskrankheitensein 1. Mycobacterium tuberculosis (Mtb) ist ein Erreger von hoher Tragweite, der etwa ein Drittel der Weltbevölkerung infiziert und jedes Jahr Millionen von Menschen das Leben fordert2. Die EV-Produktion durch Mtb ist gut dokumentiert, aber schwer fassbar in der Biogenese und den verschiedenen Rollen (d.h. immunstimulierend, immunsuppressiv, Eisen- und Nährstoffakquisition) dieser EVs im Zusammenhang mit der Infektion 3,4,5. Bemühungen, die Zusammensetzung von Mtb-EVs zu verstehen, zeigten 50-150 nm Lipidmembran-umschlossene Kugeln, die aus der Plasmamembran stammen, die Lipide und Proteine von immunologischer Bedeutung enthält 3,6. Die Untersuchung der Rolle von Mtb-EVs in der bakteriellen Physiologie hat die Bedeutung der bakteriellen EV-Modulation als Reaktion auf Umweltstress für das Überlebengezeigt 5. Wirt-Pathogen-Interaktionsstudien waren komplizierter zu interpretieren, aber es gibt Hinweise darauf, dass Mtb-EVs die Immunantwort des Wirts beeinflussen können und möglicherweise als wirksame Impfkomponentedienen können 3,4,7.
Die meisten Studien an Mtb-EVs haben sich bisher auf die Dichtegradienten-Ultrazentrifugation für die Vesikelanreicherungverlassen 8. Dies hat sich für kleine Studien als wirksam erwiesen; Diese Technik hat jedoch mehrere technische und logistische Herausforderungen. Alternative Workflows koppeln die mehrstufige Zentrifugation zur Entfernung ganzer Zellen und großer Ablagerungen mit einem abschließenden Ultrazentrifugationsschritt zur Pelletierung von Elektrofahrzeugen. Diese Methodik kann in ihrer Effizienz variieren und führt oft zu einer geringen Ausbeute und Mitreinigung löslicher nicht-vesikelassoziierter Biomoleküle und beeinflusst gleichzeitig die Vesikelintegrität9. Darüber hinaus ist dieser Prozess zeitaufwändig, manuell intensiv und aufgrund von Gerätebeschränkungen sehr begrenzt im Durchsatz.
Das vorliegende Protokoll beschreibt eine alternative Technik zur Dichtegradienten-Ultrazentrifugation: die Größenausschlusschromatographie (SEC). Diese Methode wurde für Umweltmykobakterien demonstriert und in der aktuellen Arbeit auf Mtb10 extrapoliert. Eine handelsübliche Säule und ein automatischer Fraktionssammler können die Konsistenz bei der vesikalen Vorbereitung verbessern und die Notwendigkeit für spezifische, teure Geräte reduzieren. Es ist auch möglich, dieses Protokoll in einem Bruchteil der Zeit im Vergleich zur Dichtegradienten-Ultrazentrifugation abzuschließen, wodurch der Durchsatz erhöht wird. Diese Technik ist technisch weniger anspruchsvoll, was die Beherrschung erleichtert und die Reproduzierbarkeit zwischen und innerhalb des Labors erhöhen kann. Schließlich hat SEC eine hohe Abscheideeffizienz und ist schonend, wobei die Integrität der Vesikel erhalten bleibt.

<table><tbody><tr><td>20x MES SDS Laufpuffer</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>NP0002</td><td></td></tr><tr><td>96-Well-Platte</td><td>Corning</td><td>15705-066</td><td></td></tr><tr><td>Automatischer Fraktionssammler</td><td>IZON Science</td><td>AFC-V1-USD</td><td></td></tr><tr><td>BenchMark Vorgefärbte Proteinleiter</td><td>Invitrogen</td><td>10748010</td><td></td></tr><tr><td>Tischzentrifuge</td><td>Beckman Coulter</td><td>Allegra 6R</td><td></td></tr><tr><td>Centricon Plus - 70 Zentrifugalfilter, 100 kDa Cutoff</td><td>Millipore Sigma UFC710008</td><td></td><td>Ultrafiltrationsgerät, das in Schritt 1.1 verwendet</td></tr> wird <tr><td>Elektroblotting-System</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>09-528-135</td><td></td></tr><tr><td>EM Grade Paraformaldehyd</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>15714-S</td><td></td></tr><tr><td>Formvar/Carbon 200 mesh Cu Grids</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>FCF200H-Cu-TA</td><td></td></tr><tr><td>Ziege Anti-Maus IgG H& L (alkalische Phosphatase), ganzes Molekül, 1 mL</td><td>AbCam</td><td>ab6790</td><td>Sekundärantikörper</td></tr><tr><td>JEM-1400 Transmissionselektronenmikroskop</td><td>JOEL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro BCA Protein Assay Kit</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>23235</td><td></td></tr><tr><td>Mikroplatten-Reader</td><td>BIOTEK</td><td>Epoch</td><td></td></tr><tr><td>Monoklonales Anti-Mycobacterium tuberculosis GroES (Gen Rv3814c)</td><td>BEI Resources</td><td>NR-49223</td><td>Primärer Antikörper</td></tr><tr><td>Monoklonaler Anti-Mycobacterium tuberculosis LpqH (Gen Rv3763)</td><td>BEI Resources</td><td>NR-13792</td><td>Primärer Antikörper</td></tr><tr><td>Monocolonaler Anti-Mycobacterium tuberculosis LAM, Klon CS-35</td><td>BEI Resources</td><td>NR-13811</td><td>Primärer Antikörper</td></tr><tr><td>NanoClean 1070</td><td>Fischione Instruments</td><td></td><td>Für die Plasmareinigung des TEM-Gitters</td></tr><tr><td>Nanosight ausgestattet mit Spritzenpumpe und Computer mit NanoSight NTA-Software</td><td>Malvern Panalytical</td><td>NS300</td><td></td></tr><tr><td>Nitrozellulosemembran, Rolle, 0,2 &mu; m</td><td>BioRad</td><td>1620112</td><td></td></tr><tr><td>NuPAGE 4-12% Bis-Tris Protein Gele</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>NP0323BOX</td><td></td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung, 1X ohne Calcium und</td><td>Magnesium Corning</td><td>21-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>Pierce BCA Protein Assay Kit</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>23225</td><td></td></tr><tr><td>PowerPac Basic Netzteil</td><td>BioRad</td><td>1645050</td><td></td></tr><tr><td>qEV Original 35 nm 5/pk</td><td>IZON Science</td><td>SP5-USD</td><td>SEC Säule</td></tr><tr><td>SDS Probenpuffer</td><td>Boster</td><td>AR1112</td><td>Hauseigenes Rezept, das in diesem Verfahren verwendet wird, dieses Produkt ist jedoch gleichwertig</td></tr><tr><td>SDS-PAGE Gelkammer ThermoFisher</td><td>Scientific</td><td>EI0001</td><td></td></tr><tr><td>Sigmafast BCIP/NBT</td><td>Millipore Sigma</td><td>B5655</td><td></td></tr><tr><td>Silberfleck Plus Kit</td><td>BioRad</td><td>1610449</td><td>Inhouse-Protokoll, das in diesem Verfahren verwendet wird, dieses Kit ist jedoch gleichwertig</td></tr><tr><td>Uranylacetate</td><td>Electron Micron Microscopy Sciences</td><td>22400</td><td></td></tr></tbody></table>

mycobacterium tuberculosis extrazelluläre vesikelanreicherung durch größenausschlusschromatographie

Mycobacterium tuberculosis Extracellular Vesicle Enrichment through Size Exclusion Chromatography

Die Rolle extrazellulärer Vesikel (EVs) im Zusammenhang mit bakteriellen Infektionen hat sich als neuer Weg zum Verständnis der mikrobiellen Physiologie herauskristallisiert. Insbesondere Mycobacterium tuberculosis (Mtb) EVs spielen eine Rolle bei der Interaktion zwischen Wirt und Krankheitserregern und der Reaktion auf Umweltstress. Mtb EVs sind auch stark antigen und zeigen Potenzial als Impfstoffkomponenten. Die gebräuchlichste Methode zur Reinigung von Mtb-EVs ist die Dichtegradienten-Ultrazentrifugation. Dieser Prozess hat mehrere Einschränkungen, einschließlich geringem Durchsatz, geringer Ausbeute, Abhängigkeit von teurer Ausrüstung, technischen Herausforderungen und kann sich negativ auf die resultierende Vorbereitung auswirken. Die Größenausschlusschromatographie (SEC) ist eine sanftere alternative Methode, die viele der Einschränkungen der Ultrazentrifugation bekämpft. Dieses Protokoll zeigt, dass SEC für die Mtb EV-Anreicherung wirksam ist und qualitativ hochwertige Mtb EV-Präparate mit erhöhtem Ertrag auf schnelle und skalierbare Weise produziert. Darüber hinaus zeigt ein Vergleich mit der Dichtegradienten-Ultrazentrifugation durch Quantifizierungs- und Qualifizierungsverfahren die Vorteile von SEC. Während die Bewertung der EV-Menge (Nanopartikel-Tracking-Analyse), des Phänotyps (Transmissionselektronenmikroskopie) und des Inhalts (Western Blotting) auf Mtb-EVs zugeschnitten ist, kann der bereitgestellte Workflow auf andere Mykobakterien angewendet werden.

Kulturfiltratprotein (CFP) aus Mycobacterium tuberculosis (Mtb) wurde konzentriert, quantifiziert und dann 3 mg Material auf eine SEC-Säule (Size Exclusion Chromatography) aufgetragen. Die Protein- und Partikelkonzentrationen wurden von BCA bzw. NTA aufgezählt. Die erwarteten Bereiche für die Protein- und Partikelrückgewinnung sowie die genauen Werte, die für diese Ergebnisse erhalten wurden, sind in Tabelle 1 aufgeführt. Werte, die viel höher als diese Bereiche sind, können auf Verunreinigungen...

Dieses Protokoll beschreibt die Größenausschlusschromatographie, eine einfache und reproduzierbare Technik zur Anreicherung von Mycobacterium tuberculosis extrazellulären Vesikeln aus Kulturüberständen.

Mycobacterium tuberculosis Extrazelluläre Vesikelanreicherung durch Größenausschlusschromatographie

The role of extracellular vesicles (EVs) in the context of bacterial infection has emerged as a new avenue for understanding microbial physiology. ...

Dieses Protokoll reduziert die technische Komplexität und den Zeitaufwand für die Anreicherung extrazellulärer Vesikel aus Mycobacterium tuberculosis, Mtb EVs. Es bietet eine sanfte Alternative zu herkömmlichen Ultrazentrifugations- und dichtebasierten Techniken. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass sie einfach durchzuführen ist, wodurch sie reproduzierbarer wird.Es bietet eine hohe Ausbeute an Mtb-EVs mit minimaler Nicht-EV-Protein-Co-Anreicherung. Joanie Ryan, eine ehemalige Doktorandin unseres Labors, demonstriert das Verfahren. Um zu beginnen, bereiten Sie einen 100-Kilodaltonnen-Molekulargewichts-Cutoff-Zentrifugalfilter vor, indem Sie die volle Volumenkapazität von PBS hinzufügen.Zentrifugieren Sie fünf Minuten bei 2.800 mal G bei 4 Grad Celsius. Verwerfen Sie den Durchfluss und alle verbleibenden PBS und füllen Sie die Probenkammer mit Mtb CFP bis zu ihrer maximalen Kapazität. Zentrifugieren Sie bei 2.800 mal G bei 4 Grad Celsius, bis das Volumen auf das Mindestvolumen der Ultrafiltrationsvorrichtung reduziert ist.Wiederholen Sie den Vorgang nach Bedarf, bis die gesamte Probe ausreichend reduziert wurde. Fügen Sie der Filtereinheit, die das Konzentrat enthält, 1X PBS bis zur Gesamtgerätekapazität hinzu. Reduzieren Sie das Volumen wie zuvor beschrieben und wiederholen Sie diesen Schritt fünfmal, um eine vollständige Wäsche und einen Pufferaustausch zu gewährleisten.Gewinnen Sie dann das 100-Kilodalton-konzentrierte CFP-Retentat oder 100R gemäß den Spezifikationen der Ultrafiltrationsvorrichtung. Waschen Sie den Filter mindestens dreimal mit einem minimalen Volumen von 1X PBS und ziehen Sie die Wäsche mit dem 100R, um die Rückgewinnung zu maximieren. Verwenden Sie mehrere Verdünnungen von Proben in PBS und quantifizieren Sie das 100R-Material mit einem bicinchoninischen Assay.Testen Sie die Probe in dreifacher Ausfertigung. Lassen Sie die Größenausschlusschromatographie oder SEC-Spalte an die Raumtemperatur angleichen. Schalten Sie den AFC über den Netzschalter auf der Rückseite der Tower-Einheit ein und drücken Sie bei Bedarf auf dem Touchscreen des Hauptmenüs auf Setup, um die Einstellungen für die Wägezelle anzupassen.Richten Sie das Karussell auf dem Setup-Bildschirm aus, indem Sie Karussell und anschließend Kalibrieren auswählen. Stecken Sie das Karussell mit den 13 kleinen Löchern nach oben in den AFC-Turm und stellen Sie das Karussell durch Drücken der Minus- oder Plus-Tasten so ein, dass sich die Flüssigkeitsdüse direkt über der Spülposition befindet. Entfernen Sie die Kappen aus der ausgeglichenen SEC-Säule, und schieben Sie die SEC-Spalte in die entsprechende Säulenhalterung.Installieren Sie es vorsichtig auf dem AFC-Turm. Stellen Sie sicher, dass das Funkfrequenz-Identifikationsetikett an der Säule dem AFC zugewandt ist, und überprüfen Sie, ob die Verbindung zwischen der Säule und dem Ventil sicher ist. Legen Sie den Abfallauslassschlauch in einen Auffangbehälter.Wählen Sie im Setup-Bildschirm Sammlungszeitplan und stellen Sie die Anzahl auf 13 und die Größe auf 0,5 Milliliter ein, indem Sie die Minus- oder Plus-Tasten drücken. Behalten Sie die Einstellung für das Puffervolumen als Standardeinstellung von 2,7 Milliliter bei, und schließen Sie dann das Fenster mit dem Erfassungszeitplan. Wählen Sie auf dem Startbildschirm Sammlung starten aus, und bestätigen Sie die Sammlungsparameter, indem Sie Ja auswählen.Laden Sie 13 beschriftete 1,7-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen mit geöffnetem Deckel und zeigen Sie in Richtung Karussellmitte. Verschieben Sie den AFC, indem Sie OK auswählen, montieren Sie dann den Säulenbehälter und fahren Sie wieder fort, indem Sie OK drücken. Wählen Sie die Option zum Leeren der Säule aus, indem Sie Ja drücken, und fügen Sie ein Spaltenvolumen mit 0,2 Mikrometer gefiltertem PBS hinzu, um den Speicherpuffer zu entfernen. Sobald der Flush abgeschlossen ist, schieben Sie den AFC voran, indem Sie OK drücken. Legen Sie die Karussellabdeckung über den AFC und drücken Sie OK. Verwenden Sie eine Pipette, um überschüssigen Puffer aus der Säule zu entfernen.Bringen Sie drei Milligramm 100R-Probe mit 1X PBS auf 500 Mikroliter und fügen Sie die Probe oben in die Spalte ein. Bereiten Sie ein Säulenvolumen von 0,2 Mikrometer gefiltertem PBS vor. Schieben Sie den AFC vor, und lassen Sie die Probe in den Bund laufen.Sobald die Probe vollständig in die Säule gelangt ist, fügen Sie das zuvor vorbereitete PBS in das Reservoir ein. Überwachen Sie den Lauf des AFC, während er zuerst das Hohlraumvolumen und dann die angegebenen Brüche sammelt. Nachdem der Lauf beendet ist und das Karussell in die Abfallposition zurückkehrt, entfernen Sie die Abdeckung und die Fraktionsröhrchen aus dem Karussell.Für 0,5-Millimeter-Fraktionen, die aus drei Milligramm 100R Mtb CFP gesammelt wurden, messen Sie die Proteinkonzentration mit dem Mikro-BCA mit einer 1:3-Verdünnung für Fraktionen mit den Nummern 1 bis 7 jeder Probe in dreifacher Ausfertigung. Für 0,5-Milliliter-Fraktionen mit den Nummern 5 bis 13 verwenden Sie den BCA ohne Verdünnung für jede Probe in dreifacher Ausfertigung. Fügen Sie SDS-Probenpuffer zu 10 Mikrolitern jeder Fraktion und fünf Mikrogramm CFP und 100R hinzu.Fünf Minuten bei 100 Grad Celsius kochen. Laden Sie dann ein 4 bis 12% Bis-Tris-Gel mit einer Molekulargewichtsleiter für die Polyacrylamid-Gelelektrophorese oder PAGE auf. Lassen Sie ein SDS-PAGE Gel mit 1X MES Laufpuffer und einem 200-Volt-Strom für 35 Minuten laufen.Entfernen Sie das Gel von der Kassette und wenden Sie mindestens eine Stunde lang einen 50-Volt-Strom an, um die aufgelösten Proteine auf eine 0,2-Mikrometer-Nitrozellulosemembran zu übertragen. Führen Sie schließlich die Western-Blot-Analyse durch, um die Proteine zu bewerten. Ein mit Silber gefärbtes SDS-PAGE Gel zeigt das Gesamtproteinprofil für jede Fraktion.Die Daten zeigen, dass die späteren Fraktionen mehr Protein enthalten und dem 100R-Material ähneln. Western Blots zum Nachweis von LAM, LpqH und GroES zeigen, dass sich der Proteinmarker über die Fraktionen hinweg ändert. Transmissionselektronenmikroskopie oder TEM-Bilder von SEC-Fraktionen 1 bis 3, die vor der Fixierung gezogen wurden, sind hier gezeigt.Die Dichtegradienten-Ultrazentrifugation von Mtb-EVs wurde für die TEM-Bildgebung negativ angefärbt. Die Nanopartikel-Tracking-Analyse oder NTA-Verteilung der SEC-Fraktionen 1 bis 3 ist hier dargestellt. Die Dichtegradienten-Ultrazentrifugations-Mtb-EVs wurden mit einer Nanopartikel-Tracking-Analyse analysiert, und die Größenverteilung wird hier angezeigt.Dieses Protokoll wurde für die EV-Reinigung von drei Milligramm 100R optimiert. Wenn die Proteinbelastung variiert wird, müssen die empfohlene Verdünnungs- und BCA-Strategie für die resultierenden Fraktionen möglicherweise angepasst werden. Mit dieser Technik hergestellte MTB-EVs können für nachgeschaltete Zusammensetzungs- und Omics-basierte Studien verwendet werden.Sie eignen sich auch für in vitro und in vivo Experimente. Diese Technik bietet eine einfache und effiziente Möglichkeit, qualitativ hochwertige Mtb-EV-Präparate herzustellen und ebnet den Weg für eine erhöhte Reproduzierbarkeit in zukünftigen Mtb-EV-Experimenten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Quelle: Gupta, S., Marcela Rodriguez, G. Isolierung und Charakterisierung extrazellulärer Vesikel, die von eisenbegrenzten Mykobakterien produziert werden. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt die schrittweise Isolierung von extrazellulären Vesikeln (EVs) aus Mycobacterium tuberculosis , die unter eisenlimitierenden Bedingungen kultiviert wurden, die die Wirtsumgebung nachahmen. Es wird der Einsatz von Ultrafiltration, Differenzialzentrifugation und Dichtegradiententrennung zur Anreicherung...

Isolierung von siderophorhaltigen extrazellulären Vesikeln aus Mycobacterium tuberculosis

Quelle: Watson, D. C., et.al. Skalierbare Isolierung und Reinigung von extrazellulären Vesikeln aus Escherichia coli und anderen Bakterien. J. Vis. Exp. (2021)Dieses Video zeigt die Isolierung und Konzentration von extrazellulären Vesikeln (EVs), die aus der äußeren Membran von gentechnisch veränderten Bakterien gewonnen werden. Der Prozess umfasst die Kultivierung der Bakterien, um EVs freizusetzen, gefolgt von sequenziellen Zentrifugations- und Filtrationsschritten, um Zellen und Ablagerungen...

Isolierung und Anreicherung von extrazellulären Vesikeln aus der äußeren Membran aus Bakterien

Quelle: Watson, D. C., et al. Skalierbare Isolierung und Reinigung von extrazellulären Vesikeln aus Escherichia coli und anderen Bakterien. J. Vis. Exp. (2021)Dieses Video zeigt die Verwendung der Größenausschlusschromatographie mit porösen Harzkügelchen zur Isolierung bakterieller extrazellulärer Vesikel (EVs) aus einem Bakterienkulturfiltrat. Größere EVs eluieren früh, indem sie die Harzporen umgehen, während kleinere Proteine in die Poren eindringen und später eluieren.

Isolierung bakterieller extrazellulärer Vesikel mittels Größenausschlusschromatographie 

In diesem Video demonstrieren wir eine Technik – Größenausschlusschromatographie – um eine heterogene Population von äußeren Membranvesikeln oder OMVs zu trennen, die von Bakterien abstammen. Diese Vesikel sind kugelförmige Strukturen in Nanogröße und werden durch Size Exclusion Chromatography in große und kleine Subpopulationen unterteilt, die auf ihrer Größe basieren.

Größenausschlusschromatographie-basierte Trennung bakterieller extrazellulärer Vesikel: Eine Technik zur Trennung heterogener Populationen gramnegativer bakterieller Vesikel der äußeren Membran anhand ihrer Größe

Dieses Video zeigt die Isolierung und Konzentration von Bakterienkulturfiltratproteinen, zu denen auch bakterielle extrazelluläre Vesikel gehören, mittels Ultrafiltration. Die konzentrierten extrazellulären Vesikel dienen als diagnostische Marker für die Krankheitserkennung.

Filtratproteinkonzentration in Bakterienkulturen mit einem Ultrafiltrationsgerät

Dieses Video zeigt die Größenausschlusschromatographie (SEC) Technik zur Reinigung bakterieller extrazellulärer Vesikel (EVs) aus dem Kulturfiltrat von Mycobacterium tuberculosis (Mtb). Bei der Technik wird eine poröse, mit Harz gefüllte Säule verwendet, um gereinigte Fraktionen von EVs zu erhalten. Die porösen Partikel lassen selektiv kleinere Proteine in die Poren eindringen, was zu einer langsameren Elution führt. Gleichzeitig werden EVs aufgrund ihrer größeren Größe vom Eindringen in die...

Eine Größenausschlusschromatographie-Technik zur Reinigung mykobakterieller extrazellulärer Vesikel

Mycobacterium tuberculosis zeigt eine erhöhte Produktion und Freisetzung von extrazellulären Vesikeln als Reaktion auf niedrige Eisenbedingungen. Diese Arbeit beschreibt ein Protokoll zur Erzeugung niedriger Eisenbedingungen und Methoden zur Reinigung und Charakterisierung mykobakterieller extrazellulärer Vesikel, die als Reaktion auf Eisenmangel freigesetzt werden.

Isolierung und Charakterisierung von extrazellulären Vesikeln, die von eisenbegrenzten Mykobakterien hergestellt werden

Bakterielle Vesikel spielen eine wichtige Rolle bei der Pathogenese und haben vielversprechende biotechnologische Anwendungen. Die Heterogenität der Vesikel erschwert die Analyse und Verwendung; Daher ist eine einfache, reproduzierbare Methode zur Trennung unterschiedlicher Größen von Vesikeln erforderlich. Hier demonstrieren wir die Verwendung der Größenausschlusschromatographie zur Trennung heterogener Vesikel, die von Aggregatibacter actinomycetemcomitansproduziert werden.

Größenausschlusschromatographie zur Analyse der Heterogenität bakterieller äußerer Membranvesikel

Bakterien sezernieren nanometergroße extrazelluläre Vesikel (EVs), die bioaktive biologische Moleküle tragen. Die EV-Forschung konzentriert sich auf das Verständnis ihrer Biogenese, ihrer Rolle bei Mikroben-Mikroben- und Wirt-Mikroben-Interaktionen und Krankheiten sowie ihrer potenziellen therapeutischen Anwendungen. Ein Workflow für die skalierbare Isolierung von EVs aus verschiedenen Bakterien wird vorgestellt, um die Standardisierung der EV-Forschung zu erleichtern.

Skalierbare Isolierung und Reinigung extrazellulärer Vesikel aus Escherichia coli und anderen Bakterien

Dieses Protokoll beschreibt die Anreicherung nativer mykobakterieller extrazellulärer Vesikel (mEVs) aus axenischen Kulturen von Mycobacterium smegmatis (Msm) und wie mCherry (ein rot fluoreszierender Reporter) enthaltende rekombinante MsmEVs entworfen und angereichert werden können. Schließlich wird der neuartige Ansatz mit der Anreicherung von MsmEVs verifiziert, die das EsxA-Protein von Mycobacterium tuberculosis enthalten.

Anreicherung nativer und rekombinanter extrazellulärer Vesikel von Mykobakterien

Dieses Protokoll beschreibt die Isolierung kleiner extrazellulärer Vesikel aus Mausskelettmuskeln und Knochenmark mittels enzymatischer Verdauung und Größenausschlusschromatographie, wodurch reproproduzierbare Rückgewinnung von vesikelangereicherten Fraktionen aus strukturell komplexen, leistungsarmen Geweben für die nachgelagerte molekulare Analyse ermöglicht wird.

Isolierung kleiner extrazellulärer Vesikel aus Mausskelettmuskulatur und Knochenmark mittels Größenausschlusschromatographie

Erfahren Sie die Anreicherung extrazellulärer Vesikel von Mycobacterium tuberculosis durch Größenausschlusschromatographie. Diese schonende Methode liefert hohe Ausbeuten mit minimaler Protein-Kontamination.

Mycobacterium tuberculosis Extrazelluläre Vesikelanreicherung durch Größenausschlusschromatographie

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