Name: Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-16T14:10:00.000+00:00
Duration: 11 min 41 s
Description: Erfahren Sie eine Methode zur Messung des Skelettmuskelwachstums bei lebenden Zebrafischen mit hoher räumlicher und zeitlicher Präzision. Dieses Protokoll ermöglicht Einblicke in Muskelwachstumsregulation und Muskelabbau-Erkrankungen.

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Die Autoren sind den Bemühungen der Hughes-Labormitglieder Dr. Seetharamaiah Attili, Jana Koth, Fernanda Bajanca, Victoria C. Williams, Yaniv Hinits, Giorgia Bergamin und Vladimir Snetkov für die Entwicklung der beschriebenen Protokolle sowie Henry Roehl, Christina Hammond, David Langenau und Peter Currie für die gemeinsame Nutzung von Plasmiden oder Zebrafischlinien zu großem Dank verpflichtet. SMH ist Wissenschaftler des Medical Research Council (MRC) mit Programmzuschuss G1001029, MR/N021231/1 und MR/W001381/1. MA hatte ein MRC Doctoral Training Programme PhD Studentship vom King's College London. Diese Arbeit profitierte vom trigonometrischen Input von David M. Robinson, Gelehrter, Mentor und Freund.

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Hier berichten wir über eine Methode zur genauen und effizienten Schätzung des Muskelvolumens lebender Zebrafischlarven in Stadien oder in genetischen Varianten, bei denen die Pigmentierung kein großes Hindernis für die Bildgebung darstellt und wenn eine vorübergehende Anästhesie und/oder Immobilisierung gut toleriert wird. Während wir die konfokale Laserscanning-Mikroskopie verwendet haben, sind die beschriebenen Ansätze auf die konfokale Spinnscheiben- oder Lichtblattmikroskopie und auf jede andere Methode anwendbar, d...

Das regulierte Gewebewachstum, bestehend aus einer Zunahme der Zellzahl (Hyperplasie) und/oder Zellgröße (Hypertrophie), ist ein entscheidender Faktor für Entwicklung, Regeneration sowie ökologische und evolutionäre Anpassung. Trotz enormer Fortschritte im molekulargenetischen Verständnis sowohl der Zell- als auch der Entwicklungsbiologie in den letzten Jahrzehnten steckt das mechanistische Verständnis der Regulation von Gewebe und Organgröße noch in den Kinderschuhen. Ein Grund für diese Wissenslücke ist die Schwierigkeit, das Gewebewachstum in lebenden Organismen mit der notwendigen räumlichen und zeitlichen Genauigkeit zu quantifizieren.
Verschiedene Aspekte des Wachstums ganzer Organismen können im Laufe der Zeit wiederholt gemessen werden, wobei Wachstumskurven für jedes Individuum 1,2,3,4,5 sichtbar werden. Immer ausgefeiltere Scanmethoden wie die duale Röntgenabsorptiometrie (DXA), die Computertomographie (CT) und die Magnetresonanztomographie (MRT) ermöglichen die Verfolgung des Wachstums ganzer Organe und anderer Körperregionen (z. B. einzelne identifizierte Skelettmuskeln) bei einzelnen Individuen, sowohl beim Menschen als auch in Modellorganismen 6,7,8,9,10 . Diese Methoden haben jedoch noch nicht die Auflösung, einzelne Zellen aufzudecken, und daher waren die Zusammenhänge zwischen zellulärem Verhalten und Wachstum auf Gewebeebene schwer zu erkennen. Um solche Verbindungen herzustellen, haben sich traditionelle Studien oft auf Kohorten ähnlicher Einzeltiere gestützt, von denen einige zu aufeinanderfolgenden Zeitpunkten geopfert und dann zytologisch detailliert analysiert werden. Solche Ansätze erfordern die Mittelung der beobachteten Veränderungen über Gruppen von (vorzugsweise ähnlichen, aber dennoch variablen) Individuen hinweg und leiden daher unter einem Mangel an zeitlicher und räumlicher Auflösung, was es schwierig macht, korrelierte Ereignisse auf zellulärer Ebene zu finden, die auf Ursache und Wirkung hindeuten.
Studien an wirbellosen Modellorganismen, zunächst in C. elegans und D. melanogaster, haben diese Probleme umgangen, indem sie optische Mikroskopie entwickelt haben, um eine zelluläre Auflösung zu erreichen und das Wachstum im Laufe der Zeit bei einzelnen Individuen genau zu messen. Solche Studien haben auffallend invariantes Zelllinienverhalten im Wachstum dieser kleinen Modellorganismen 11,12,13,14,15,16,17 gezeigt. Viele Tiere, einschließlich aller Wirbeltiere, haben jedoch unbestimmte Zelllinien und kontrollieren das Gewebewachstum durch mysteriöse Rückkopplungsprozesse, die dazu dienen, das genetisch kodierte Wachstumsprogramm in einen funktionsfähigen dreidimensionalen Organismus mit all seinen Geweben und Organen zu verwandeln, die in der Größe entsprechend aufeinander abgestimmt sind. Um diese komplexen Wachstumsprozesse zu verstehen, ist es wünschenswert, ganze Gewebe oder Organe im Laufe der Zeit bei einzelnen Individuen abzubilden, die durch genetische, pharmakologische oder andere Interventionen zu einem Zeitpunkt der Wahl experimentell manipuliert und die Wirkung anschließend analysiert werden können.
Jeder Skelettmuskel von Wirbeltieren hat eine definierte Größe, Form und Funktion und gut charakterisierte Wechselwirkungen mit benachbarten Geweben wie Knochen, Sehnen und Nerven. Einige Muskeln sind klein, liegen knapp unter der Haut und sind daher gute Kandidaten für hochauflösende bildgebende Studien. Ähnlich wie bei den meisten Organen wächst jeder Muskel während des embryonalen, postnatalen und jugendlichen Lebens, bevor er eine stabile Erwachsenengröße erreicht. Muskeln haben jedoch auch eine einzigartige Fähigkeit, die Größe während des Erwachsenenlebens zu ändern, abhängig von Gebrauch und Ernährung18, und diese Eigenschaft hat einen großen Einfluss auf die Fitness des Organismus, die sportliche Leistung und das unabhängige Leben. Der Verlust von Muskelmasse und -funktion im Alter, Sarkopenie, ist ein Thema, das für Gesellschaften mit einer alternden Bevölkerung zunehmend Anlass zur Sorge gibt 19,20,21.
Wir und andere haben uns auf das Wachstum definierter Blöcke von Skelettmuskelgewebe im sich segmental wiederholenden Körper von Zebrafischlarven konzentriert, als ein scheinbar geschlossenes System mit mehreren hundert Zellen, in dem Gewebewachstum, -erhaltung und -reparatur beobachtet und manipuliert werden können 22,23,24,25,26. Während einige quantitative Arbeiten zuvor berichtet wurden 25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35, ist keine detaillierte und validierte Methode zur Messung des Muskelwachstums in zellulären Details in einzelnen Wirbeltierorganismen im Laufe der Zeit verfügbar. Hier wird ein effizientes Protokoll für die Durchführung solcher wiederholten Messungen beschrieben, zusammen mit der Validierung, und ein Beispiel für seine Verwendung zur Analyse von Veränderungen sowohl des hypertrophen als auch des hyperplastischen Wachstums als Reaktion auf veränderte elektrische Aktivität wird bereitgestellt.

<table><tbody><tr><td>Kleber, Blu Tack</td><td>Bostik</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>Aerosol-Vakuum&nbsp;</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9539-Agarose</td><td></td></tr><tr><td>, niedrige Geliertemperatur</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9414</td><td>Nach dem Schmelzen bei 37oC in einem Blockheizer aufbewahren, um für den wiederholten Gebrauch in flüssiger Form zu bleiben.</td></tr><tr><td>Blockheizer</td><td>Cole-Parmer</td><td>SBH130-BODIPY</td><td></td></tr> <tr><td>FL C5-Ceramid</td><td>Thermo Scientific</td><td>D3521</td><td>In Fischwasser verdünnen und bei 5 & Mikro verwenden; M für Inkubation über Nacht.</td></tr><tr><td>Krokodilklemmen und -</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fidschi/imageJ</td><td>National Institutes of Health, NIH</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>Fischmedium, Fischwasser</td> <td>-</td> <td>Zirkulierendes Systemwasser, das in der Fischanlage gesammelt wird.</td><td></td></tr><tr><td>Fischmedium, E3-Medium</td><td></td> <td>-</td> <td>E3 wird im Zebrafischbuch beschrieben. http://zfin.org (5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl2 und 0,33 mM MgSO4 in destilliertem Wasser).</td></tr><tr><td>Fluoreszenzmikroskop</td><td>Leica</td><td>Leica MZ16F</td> Es <td>wird erwartet, dass auch Fluoreszenzmikroskope anderer Art geeignet sind.</td></tr><tr><td>Glasnadel</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>1B100-6</td><td>Feuerpoliert zu werden, um eine Beschädigung der Embryonen während der Manipulation zu vermeiden.</td></tr><tr><td>Grasstimulator</td><td>Grass Instruments</td><td>S88</td> Es <td>wird erwartet, dass auch Stimulatoren anderer Art geeignet sind.</td></tr><tr><td>Kimwipes, Wischtücher für empfindliche Aufgaben</td><td>Kimberly-Clark Professional</td><td></td> <td>13258179-Laser-Scanning-Mikroskop</td></tr> <tr><td>(LSM)</td><td>Zeiss</td><td>Zeiss LSM 5 Exciter Zeiss LSM 880</td><td>LSM anderer Art sollen ebenfalls geeignet sein.</td></tr><tr><td>Nunc Zellkultur-behandelte Pipette, 6-Well-Platte</td><td>Thermo Scientific</td><td></td> <td>140675-Objektiv</td></tr><tr><td>, 20-fach;/1,0 W Wasserimmersion</td><td>Zeiss</td>-<td>-</td><td>Pasteur-Pipette</td></tr><tr><td>, graduiert 1 mL</td><td>Starlab Group</td><td>E1414-0100-Pasteur-Pipette</td><td></td></tr><tr><td>, Mikro feine Spitze 1 mL</td><td>Starlab Group</td><td>E1414-1100-Petrischale</td><td></td></tr><tr><td>, 60 mm</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5481</td><td>-</td></tr><tr><td>Plasmid, CMV-Cerulean</td><td>Christina L. Hammond (University of Bristol)</td><td></td><td>pCS2+_cerulean_kanR Plasmid, das in einer Dosis von 25-75 pg im Einzelzellstadium injiziert wird. Zitat: Bussman J und Schulte-Merker S. (2011) Entwicklung 138: 4327-4332. DOI: 10.1242/dev.068080.</td></tr><tr><td>Plasmid, pCS-mCherry-CAAX</td><td>Henry Roehl (University of Sheffield)</td> <td>-</td> <td>Für die In-vitro-Transkription unter Verwendung des SP6-Promotors (Plasmide, die andere Membranmarkierungsmarker enthalten, können verwendet werden); synthetisierte gedeckelte mRNA, die in einer Menge von 100-200 pg im Einzelzellstadium injiziert wird.</td></tr><tr><td>Impuls-Regler&nbsp;</td><td>Hoefer Scientific Instruments</td><td>PC750-Lötkolben</td><td></td></tr>-<tr><td></td><td></td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>-Tricain</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td>Ethyl-3-aminobenzoatmethansulfonat/ MS-222; in Fischwasser löslich zu machen und bei 0,6 mM zu verwenden.</td></tr><tr><td>Volocity</td><td>Perkin Elmer/Quorum Technologies Inc</td> <td>–</td><td></td></tr> <tr><td>Uhrmacherzange, Nr. 5</td> <td>–</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Draht, Platin</td><td>Goodfellow</td><td>PT005142/12</td><td>mit einem Durchmesser von 0,40 mm; eine teure Alternative zu Silber.</td></tr><tr><td>Draht, Silber</td><td>Acros Organics</td><td>317730010</td><td>einem Durchmesser von 0,25 mm (es wurde ein Durchmesserbereich von 0,25 bis 0,5 mm getestet, der zu ähnlichen Ergebnissen führte).</td></tr><tr><td>Zebrafisch, myog:H2B-mRFP</td><td>David M. Langenau (Massachusetts General Hospital; Harvard Stem Cell Institute)</td><td>-</td><td>ZFIN offizieller Name: Tg(myog:Hsa.HIST1H2BJ-mRFP), fb121Tg.&nbsp; http://zfin.org/ZDB-ALT-160803-2&nbsp; Zitat: Tang Q, Moore JC, Ignatius MS, Tenente IM, Hayes MN, Garcia EG, Torres Yord&aacute; n N, Bourque C, He S, Blackburn JS, Look AT, Houvras Y, Langenau DM. Abbildung der Heterogenität von Tumorzellen nach Zelltransplantation in optisch klare, immundefiziente Zebrafische. Nat Commun. 21. Januar 2016;7:10358. DOI: 10.1038/ncomms10358.</td></tr><tr><td>Zebrafisch, &alpha;-actin:mCherry-CAAX</td><td>Peter D. Currrie (ARMI, Monash University)</td><td>-</td><td>ZFIN offizieller Name: Tg(actc1b:mCherry-CAAX), pc22Tg.&nbsp; http://zfin.org/ZDB-ALT-150224-2 Zitat: Berger J, Tarakci H, Berger S, Li M, Hall TE, Arner A und Currie PD. Verlust von Tropomodulin4 in der Zebrafisch-Mutante tr&auml; GE verursacht die Bildung zytoplasmatischer Stäbchen und Muskelschwäche, die an die Nemalin-Myopathie erinnern. Dis Model Mech. 2014 Dez; 7(12):1407-15. DOI: 10.1242/dmm.017376.</td></tr><tr><td>Zebrafisch, &beta;-actin:HRAS-EGFP</td><td>-</td><td>-</td><td>ZFIN offizielle Bezeichnung: Tg(Ola.Actb:Hsa.HRAS-EGFP), vu119Tg. http://zfin.org/ZDB-ALT-061107-2&nbsp; Zitat: Cooper MS, Szeto DP, Sommers-Herivel G, Topczewski J, Solnica-Krezel L, Kang HC, Johnson I und Kimelman D. Visualisierung der Morphogenese in transgenen Zebrafischembryonen unter Verwendung des BODIPY TR-Methylesterfarbstoffs als vitaler Gegenfärbung für GFP. Dev Dyn. Februar 2005; 232(2):359-68. DOI: 10.1002/dvdy.20252.</td></tr><tr><td>ZEN software</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr></tbody></table>

echtzeit- und wiederholte messung des skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden zebrafischen, die einer veränderten elektrischen aktivität ausgesetzt sind

Real Time and Repeated Measurement of Skeletal Muscle Growth in Individual Live Zebrafish Subjected to Altered Electrical Activity

Eine Reihe von Methoden kann verwendet werden, um einzelne Zellen im ganzen Körper von lebenden embryonalen, larven oder juvenilen Zebrafischen sichtbar zu machen. Wir zeigen, dass lebende Fische mit fluoreszenzmarkierten Plasmamembranen in einem konfokalen Laserscanning-Mikroskop gescannt werden können, um das Volumen des Muskelgewebes und die Anzahl der vorhandenen Muskelfasern zu bestimmen. Effiziente Ansätze zur Messung der Zellanzahl und -größe in lebenden Tieren im Zeitverlauf werden beschrieben und anhand aufwändigerer Segmentierungsmethoden validiert. Es werden Methoden beschrieben, die die Steuerung der elektrischen und damit kontraktilen Muskelaktivität erlauben. Der Verlust der kontraktilen Aktivität der Skelettmuskulatur reduzierte das Muskelwachstum stark. Bei Larven wird ein Protokoll beschrieben, das die Wiedereinführung einer strukturierten, elektrisch evozierten kontraktilen Aktivität ermöglicht. Die beschriebenen Methoden minimieren den Effekt interindividueller Variabilität und erlauben es, die Wirkung von elektrischen, genetischen, medikamentösen oder Umweltreizen auf eine Vielzahl von zellulären und physiologischen Wachstumsparametern im Kontext des lebenden Organismus zu analysieren. Anschließend kann eine Langzeitnachbeobachtung der gemessenen Effekte einer definierten Frühlebensintervention auf Individuen durchgeführt werden.

Eine schnelle und präzise Messung des Somit-Volumens Es wird eine Methode der Probenvorbereitung, Datenerfassung und volumetrischen Analyse beschrieben, die die schnelle Messung des Muskelwachstums in Zebrafischlarven ermöglicht. Die Muskelgröße kann bei lebenden Tieren gemessen werden, indem Fische verwendet werden, die auf ihren Plasmamembranen mit einem membrangezielten GFP (β-Aktin:HRAS-EGFP ) oder mCherry (α-Aktin:mCherry-CAAX ) markiert sind. Die Larven wurden vorübergehend mit...

Optische Klarheit ist ein großer Vorteil für die zellbiologische und physiologische Arbeit im Zebrafisch. Es werden robuste Methoden zur Messung des Zellwachstums in einzelnen Tieren beschrieben, die neue Einblicke in die Integration des Wachstums von Skelettmuskeln und benachbarten Geweben in das Wachstum des gesamten Körpers ermöglichen.

Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish ...

Unser Protokoll ermöglicht es uns zu untersuchen, wie Gewebe wie die Skelettmuskulatur ihre Größe regulieren, was eine Schlüsselfrage in der Zell- und Entwicklungsbiologie mit wichtigen physiologischen und medizinischen Implikationen bleibt. Der Hauptvorteil unserer Technik besteht darin, dass das Zellwachstum in lebenden Tieren in vivo mit einem hohen Maß an räumlicher und zeitlicher Genauigkeit beobachtet und gemessen werden kann. Fortschritte im grundlegenden Verständnis des frühen Muskelwachstums können die Entwicklungsursprünge früher Muskelprobleme aufzeigen und zur Entdeckung von Novo Therapeutics zum Schutz vor Muskelabbau bei älteren Menschen und Patienten mit Muskelschwunderkrankungen führen.Bereiten Sie 1% LMA in einem 1,5-Milliliter-Röhrchen vor und bewahren Sie es für den wiederholten Gebrauch in einem 37-Grad-Celsius-Hitzeblock auf. Wählen Sie Fische aus, die montiert werden sollen, und betäuben Sie jeden Fisch vorübergehend. Um einen Hitzeschock zu vermeiden, entfernen Sie das LMA-Aliquot aus dem Heizblock und lassen Sie es bis knapp über die Einstellung abkühlen.Nehmen Sie eine 60-Milliliter-Petrischale, die mit einer Schicht von 1% LMA beschichtet wurde, und legen

real-time-repeated-measurement-skeletal-muscle-growth-individual-live

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Dieses Video zeigt die Aufzeichnung von elektrischen Signalen von den afferenten Neuronen in einer gelähmten Zebrafischlarve, indem eine Mikropipette in der Nähe des Ganglions der Seitenlinie positioniert und eine lose Dichtung für die Signalerfassung gebildet wird. Die extrazelluläre Lösung erhält während dieses Prozesses die neuronale Lebensfähigkeit.

Überwachung der elektrischen Signale der afferenten Neuronen in einer immobilisierten Zebrafischlarve

Eine einfache Methode, um extrazelluläre Feldpotentiale in der larvalen Zebrafisch Vorderhirn aufnehmen beschrieben. Das Verfahren bietet eine...

Vorderhirn Elektrophysiologische Aufzeichnung im Larven Zebrafisch

Zebrafische sind ein Schwellensystem zur Modellierung menschlichen Erkrankungen der Skelettmuskulatur. Wir beschreiben eine schnelle und effiziente Methode, um Skelettmuskel Muskelfasern aus embryonalen Zebrafisch-Larven und zu isolieren. Dieses Verfahren ergibt eine hohe Dichte myofiber Vorbereitung für Untersuchung von einzelnen Skelettmuskelfasermorphologie, Protein subzelluläre Lokalisierung und Muskelphysiologie.

Analyse der embryonalen Zebrafisch-Larven-und Skelett Muskelfasern aus Dissoziierte Vorbereitungen

Kraftmessungen können verwendet werden, um Veränderungen in Muskel-Funktion aufgrund der Entwicklung, Verletzungen, Krankheit, Behandlung oder chemische Toxizität nachzuweisen. In diesem Video zeigen wir eine Methode, um Kraft während einer maximalen Kontraktion des Zebrafisch-Larven Rumpfmuskulatur zu messen.

Kraftmessung während der Kontraktion zu Muscle Funktion in Zebrafisch-Larven bewerten

Der Zebrafisch ist mittlerweile ein etabliertes und leistungsfähiges Werkzeug zur Modellierung von Muskeldystrophien, angeborenen Myopathien und verwandten neuromuskulären Erkrankungen. Doppelbrechung und berührungsevoziertes Fluchtverhalten sind zwei gängige nicht-invasive Assays, die verwendet werden, um den Grad der Muskeldesorganisation und der Beeinträchtigung des Bewegungsapparates von Zebrafischembryonen während der frühen Entwicklung zu bestimmen.

Analyse von Skelettmuskeldefekten bei Zebrafischlarven mittels Doppelbrechung und berührungsempfindlichen Escape-Response-Assays

Dieses Papier beschreibt, wie ein erwachsenen Zebrafisch immobilisiert werden können, intubiert und für in vivo elektrophysiologischen Experimenten verwendet, um Aufnahmen und Manipulation der neuronalen Aktivität in einem intakten Tier zu ermöglichen.

Elektrophysiologische Aufnahme im Gehirn von erwachsenen Zebrafisch Intact

Zebrafische sind ein hervorragendes Modell, um Muskelfunktionen und -krankheiten zu untersuchen. Während der frühen Embryogenese beginnen Zebrafische regelmäßige Muskelkontraktionen, die ein rhythmisches Schwimmverhalten erzeugen, das sich verändert, wenn der Muskel gestört wird. Hier beschreiben wir einen berührungsevozierten Reaktions- und Fortbewegungsassay, um die Schwimmleistung als Maß für die Muskelfunktion zu untersuchen.

Mit Touch-evozierte Reaktion und Locomotion Assays zur Beurteilung der Muskelleistung und Funktion in Zebrabärbling

Die hier beschriebenen Protokolle ermöglichen die Untersuchung der elektrischen Eigenschaften erregbarer Zellen unter den meisten nicht-invasiven physiologischen Bedingungen, indem Zebrafischembryonen in einem in vivo-System zusammen mit einem auf Fluoreszenz-Resonanz-Energietransfer (FRET) basierenden genetisch kodierten Spannungsindikator (GEVI) verwendet werden, der selektiv in dem interessierenden Zelltyp exprimiert wird.

Biosensing Motor Neuron Membran Potenzial in Live Zebrafisch Embryos

Hier zeigen wir den Prozess der Erstellung einer zellulären elektrische Spannung Reporter Zebrafisch Linie um embryonale Entwicklung, Bewegung, zu visualisieren und Fisch Tumorzellen in Vivo.

Visualisierung von zellulären elektrische Aktivität im frühen Zebrafish Embryos und Tumoren

Die Regeneration der Skelettmuskulatur wird durch geweberesidente Muskelstammzellen angetrieben, die bei vielen Muskelerkrankungen wie Muskeldystrophie beeinträchtigt sind, was dazu führt, dass sich die Muskeln nicht regenerieren können. Hier beschreiben wir ein Protokoll, das die Untersuchung der Muskelregeneration in Zebrafischmodellen von Muskelerkrankungen ermöglicht.

Untersuchung der Muskelregeneration in Zebrafischmodellen von Muskelerkrankungen

Die neuromuskuläre Verbindung der Zebrafischlarve ist ein attraktives Modell für die Untersuchung der synaptischen Physiologie. Es ist für viele experimentelle Techniken zugänglich, einschließlich Elektrophysiologie und optischer Bildgebung. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Abbildung der synaptischen Übertragung mit einer pHluorin-basierten Sonde unter einem aufrechten Epifluoreszenzmikroskop.

Live-Bildgebung des synaptischen Vesikelrecyclings in der neuromuskulären Verbindung von sezierten Zebrafischlarven

Erfahren Sie eine Methode zur Messung des Skelettmuskelwachstums bei lebenden Zebrafischen mit hoher räumlicher und zeitlicher Präzision. Dieses Protokoll ermöglicht Einblicke in Muskelwachstumsregulation und Muskelabbau-Erkrankungen.

Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind (Video) | JoVE Journal

Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind

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