Name: Kombination von 3D-Magnetkraftaktor und multifunktionaler Fluoreszenzbildgebung zur Untersuchung der Kernmechanobiologie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 54 s
Description: Erfahren Sie die Anwendung magnetischer Mikroperlen zur Untersuchung der Kernmechanobiologie in lebenden Zellen. Diese nicht-invasive Methode ermöglicht die direkte Krafteinwirkung auf den Zellkern und die Analyse mechanotransduktiver Signalwege.

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Dieses Projekt wird durch das UF Gatorade Award Start-up Package (X. T.), den UFHCC Pilot Award (X. T. und Dr. Dietmar Siemann), den UF Opportunity Seed Fund (X. T.) und das UFHCC University Scholars Program (H. Y. Wang) finanziert. Wir schätzen die intellektuellen Gespräche und die fachliche Unterstützung durch Dr. Jonathan Licht (UFHCC), Dr. Rolf Renne (UFHCC), Dr. Christopher Vulpe (UFHCC), Dr. Blanka Sharma (BME), Dr. Mark Sheplak (MAE & ECE), Dr. Daniel Ferris (BME), Dr. Malisa Sarntinoranont (MAE), Dr. Ashok Kumar (MAE), Dr. Benjamin Keselowsky (BME), Dr. Brent Gila (RSC), Dr. Philip Feng (ECE), Dr. Gregory A. Hudalla (BME), Dr. Steven Ghivizzani (OSSM), Dr. Yenisel Cruz-Almeida (CDBS), Dr. Roger Fillingim (CD-BS), Dr. Robert Caudle (OMS), Dr. John Neubert (DN-OR), Dr. Justin Hiliard (Neurochirurgie), Dr. Tian He (Harvard University), Dr. Youhua Tan (Hong Kong Polytechnic University), Dr. Jessie L-S Au (Institute of Quantitative Systems Pharmacology), Dr. David Hahn (University of Arizona), und Support-Team von Nikon (Dr. Jose Serrano-Velez, Larry Kordon und Jon Ekman). Wir sind zutiefst dankbar für die effektive Unterstützung durch alle Mitglieder der Forschungslabors von Tang, Yamaguchi, Sharma, Au, Siemann und Guan sowie alle Mitarbeiter der UF MAE-Abteilung.

1. Wartung von CRISPR/Cas9-entwickelten B2B-Zellen
<ol><li>Kultur von B2B-Zellen in einem T25-Kolben mit RPMI-1640, ergänzt mit 10% fetalem Rinderserum und 1% Penicillin-Streptomycin.</li>
	<li>Die B2B-Zellen werden in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5%CO2 gehalten.</li>
	<li>Subkultur der B2B-Zellen, wenn der Konfluenz 70% bis 80% erreicht.</li>
	<li>Lagern Sie die B2B-Zelllinie in RPMI-1640 Kulturmedium mit 10% (v/v) DMSO in einem -80 °C Gefrierschrank.</li>
	<li>Verwenden Sie die B2B-Zellen mit einer Passagenzahl kleiner als 10 in den Experimenten.</li>
</ol>2. Zellkultur
<ol><li>Säen Sie die Zellen auf eine Petrischale mit Glasboden.<ol><li>Bringen Sie den Kolben, der B2B-Zellen enthält, vom Inkubator in die Biosicherheitswerkbank.</li>
		<li>Entfernen Sie das Kulturmedium im Kolben mit einer Ansaugpipette mit angeschlossener Vakuumpumpe.</li>
		<li>Waschen Sie den Kolben mit 2 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS).</li>
		<li>Entfernen Sie PBS mit der Ansaugpipette.</li>
		<li>Fügen Sie 0,5 ml 0,05% ige Trypsinlösung hinzu, um die Zellen vom Boden des Kolbensubstrats zu lösen.</li>
		<li>Stellen Sie den Kolben für 5 min in den Inkubator.</li>
		<li>Bringen Sie den Kolben in die Biosicherheitswerkbank. 5 ml neues Kulturmedium in den Kolben geben und die Lösung nach oben und unten pipettieren.</li>
		<li>50 μL des Mediums mit Zellen (300 Zellen/μL) auf die Glasboden-Petrischale geben. 2 ml Kulturmedium in die Petrischale geben.</li>
		<li>Stellen Sie die Petrischale in den Inkubator. Warten Sie 12 Stunden, bis die Zellen angebracht sind.</li>
	</ol></li>
	<li>Kulturieren Sie die Zellen mit magnetischen Mikroperlen.<ol><li>Er wiegt 0,2 g Carbonyleisen-Mikroperlen mit einem mittleren Durchmesser von 7 μm (im Folgenden 7 μm Mikroperlen genannt, siehe Materialtabelle).</li>
		<li>Verwenden Sie eine Pipette, um die Mikroperlen in 1 ml RPMI-1640-Kulturmedium aufzuhängen.</li>
		<li>Bringen Sie die Petrischale mit B2B-Zellen zur Biosicherheitswerkbank.</li>
		<li>200 μL des mikroperlenhaltigen Mediums in die Petrischale geben. HINWEIS: Fügen Sie das Medium schnell hinzu, um den Niederschlag der Mikroperlen zu vermeiden.</li>
		<li>Stellen Sie die Petrischale zurück in den Inkubator, bis Mikroperlen von den Zellen verinnerlicht sind. Überprüfen Sie die Internalisierung alle 6 h, um den optimalen Zeitpunkt für die Internalisierung für verschiedene Zelllinien zu bestimmen.</li>
		<li>Um die Internalisierung zu überprüfen, führen Sie konfokale Fluoreszenzbildgebung durch, um die Mikroperlen-, Kern- und Zellgrenze zu visualisieren. Wenn die Mikroperle von der Zelle verinnerlicht wird, befindet sie sich innerhalb der Zellgrenze.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Visualisierung des Zellkerns
<ol><li>1,5 mL des Kulturmediums im Inkubator für 15 min erwärmen.</li>
	<li>Schalten Sie das Licht der Biosicherheitswerkbank aus. Nehmen Sie die Petrischale, die die Zelle, das erwärmte Kulturmedium, die Kernfärbung und Verapamil HCl enthält, in die Biosicherheitswerkbank. HINWEIS: Kernfärbungskomponenten sind lichtempfindlich. Vermeiden Sie Lichteinwirkung während des Betriebs.</li>
	<li>Verdünnen Sie den 1000-fachen Kernfleck mit DMSO auf 100x.</li>
	<li>100 mM Verapamil HCl durch DMSO auf 10 mM verdünnen.</li>
	<li>15 μL 100x Kernfärbung und 15 μL 10 mM Verapamil HCl zu 1,5 ml Kulturmedium geben. Gut mischen, indem Sie auf und ab pipettieren.</li>
	<li>Entfernen Sie das Kulturmedium aus der Petrischale. Geben Sie das Kulturmedium mit der Kernfärbung in die Petrischale.</li>
	<li>Legen Sie die Zellen für mehr als 2 h zurück in den Inkubator.</li>
</ol>4. Vorbereitung der Magnetkraft-Anwendungshardware
<ol><li>3D-Druck aller Teile mit Acrylnitril-Butadien-Styrol (ABS) und Montage nach dem CAD-Design (Abbildung 1A). Die CAD-Konstruktion ist in der Materialtabelle enthalten.</li>
	<li>Verwenden Sie doppelseitiges Klebeband, um den Magneten an der Magnetbewegungsvorrichtung zu befestigen (Abbildung 1A).</li>
	<li>Stellen Sie das magnetbewegliche Gerät neben den Mikroskoptisch. Verwenden Sie die drei Knöpfe, um die räumliche Position des Magneten einzustellen, bis er sich zwischen 13 mm und 120 mm über die Petrischale bewegen kann. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die obere Grenze des Abstands zwischen Magnet und Petrischale so groß wie möglich ist, um unerwünschte Krafteinwirkung auf die magnetischen Mikroperlen zu vermeiden. 120 mm ist der Maximalwert in diesem Versuchsaufbau. Stellen Sie sicher, dass der Magnet die Mikroskopteile, einschließlich Objektive und motorisierte Tische, nicht stört.</li>
	<li>Stellen Sie den Magneten auf die höchste Z-Position (bei 120 mm).</li>
</ol>5. Kraftanwendung und Lebendzellbildgebung
<ol><li>Aufbau der Umgebungskammer für Langzeitbildgebung<ol><li>Tragen Sie 75% ige Ethanollösung auf, um die Umgebungskammer gründlich zu sterilisieren und zu reinigen.</li>
		<li>Stellen Sie die Umgebungskammer auf den motorisierten Tisch des inversen Mikroskops.</li>
		<li>Öffnen Sie den CO 2 -Tank und stellen Sie den CO2 -Zufluss auf 160 ml/min ein.</li>
		<li>Stellen Sie die Temperatur der Kammer auf 44 °C (oben), 42 °C (Bad) und 40 °C (Tisch) ein.</li>
		<li>Geben Sie 20 ml gereinigtes Wasser in das Bad der Umgebungskammer, um 90% Luftfeuchtigkeit zu erhalten.</li>
		<li>Nehmen Sie die Petrischale mit Glasboden, die Zielzellen enthält, aus dem Gewebekulturinkubator heraus und legen Sie sie in die Kammer.</li>
		<li>Bringen Sie die Metallklemme der Umgebungskammer an, um die Position der Petrischale zu fixieren. HINWEIS: Die Petrischale muss fest in der Kammer eingespannt werden, da die Magnetkraft die Schale bewegen kann, wenn sie nicht eingespannt ist.</li>
		<li>Schließen Sie den Deckel der Kammer.</li>
	</ol></li>
	<li>Optimierung von Bildgebungsparametern<ol><li>Optimieren Sie die Pinhole-Größe: Das Pinhole blockiert die unscharfen Photonen. Eine größere Pinhole-Größe liefert mehr unscharfe Photonen, aber ein helleres Bild. Eine kleinere Lochblendengröße ergibt ein fokussierteres und dunkleres Bild. Stellen Sie sicher, dass Sie die Lochgröße optimieren, um konfokale Bilder mit dem entsprechenden Signal-Rausch-Verhältnis zu erhalten.</li>
		<li>Laserintensität optimieren: Die Laserintensität bestimmt die Intensität der Anregung und damit das Emissionslicht. Die geringe Laserintensität sorgt für ein niedriges Signal-Rausch-Verhältnis. Eine zu hohe Laserintensität führt zu Photobleiche. Stellen Sie die Laserintensität entsprechend ein.</li>
		<li>Optimieren Sie die Schrittweite und Schritte: Schritte und Schrittweite bestimmen, wie viele Bilder in einem Z-Stack aufgenommen werden. Kleinere Schrittgrößen und mehr Schritte erhöhen die Auflösung des Z-Stacks, erhöhen aber auch das Photobleaching. In diesem Experiment wurde 1 μm Schrittweite für die Zellen mit ~15 μm Zellhöhe verwendet.</li>
		<li>Belichtungszeit optimieren: Die Belichtungszeit bestimmt, wie lange die Zelle dem Anregungslaser ausgesetzt wird. Eine geringe Belichtungszeit verringert das Signal-Rausch-Verhältnis. Eine hohe Belichtungszeit führt zu Photobleiche. In diesem Experiment wurde eine Belichtungszeit von 1 Bild pro 4 s verwendet.</li>
		<li>Optimierung der Bildgebungsparameter: Ändern Sie einen der vier Parameter iterativ und halten Sie die anderen Parameter konsistent. Messen Sie jedes Mal das YAP N/C-Verhältnis jedes Bildes und vergleichen Sie die Änderung des YAP N/C-Verhältnisses, um den Photobleichpegel zu bestimmen. Wiederholen Sie den Optimierungsprozess, bis ein Gleichgewicht zwischen Signal-Rausch-Verhältnis, Bildgeschwindigkeit und Fotobleiche erreicht ist.</li>
		<li>Definieren Sie die Imaging-Konfigurationen mit den optimierten Imaging-Parametern für schnellere Imaging-Einstellungen während der Experimente. HINWEIS: Die in dieser Studie verwendeten Konfigurationen sind in Abschnitt 5.3 der Bildgebungsparameter beschrieben. Um die Imaging-Parameter der Konfigurationen in Abschnitt 5.3 zu optimieren, verwenden Sie dieselbe Methode wie in Schritt 5.2.5.</li>
	</ol></li>
	<li>Kleine Kraftanwendung und konfokale Bildgebung HINWEIS: Nikon Ti2-E Mikroskop wurde für die Bildgebung in dieser Studie verwendet, und detaillierte Schritte für die Bildaufnahme sind unten angegeben.<ol><li>Öffnen Sie das invertierte Mikroskop. Öffnen Sie die Softwareanwendung Elements.</li>
		<li>Definieren Sie Konfigurations magnetic_find. Überprüfen Sie nur den FITC-Kanal. Stellen Sie PMT HV = 70, Offset = 0, Laserintensität = 10 ein. Stellen Sie die Scangeschwindigkeit auf 1 Bild pro 2 s ein, indem Sie auf die 1/2-Schaltfläche klicken. Stellen Sie die Lochgröße auf 1,2 AE ein, indem Sie auf die Schaltfläche 1,2 AU klicken. Diese Konfiguration wird in Schritt 5.3.5 verwendet.</li>
		<li>Definieren Sie die Konfiguration magnetic_YAP_Nucleus. Überprüfen Sie den FITC-Kanal. Stellen Sie PMT HV = 70, Offset = 0, Laserintensität = 10 ein. Stellen Sie die Scangeschwindigkeit auf 1 Bild pro 4 s ein, indem Sie auf die 1/2-Schaltfläche klicken. Stellen Sie die Lochgröße auf 1,2 AE ein, indem Sie auf die Schaltfläche 1,2 AU klicken. Um die Kerngrenze und die Intensität der Kernfärbung abzubilden, überprüfen Sie den Cy5-Kanal. Stellen Sie PMT HV = 70, Offset = 0, Laserintensität = 10 ein. Die Lochgröße ist für die 3D-YAP-Bildgebung optimiert. Klicken Sie nicht erneut auf die Taste 1.2 A.U., nachdem Sie den Cy5-Kanal überprüft haben. Diese Konfiguration wird in Schritt 5.3.7 verwendet.</li>
		<li>Aktivieren Sie DIA bei Bedarf über Elemente . Öffnen Sie SpinView, verwenden Sie ein Hellfeld und passen Sie den Fokus des Objekts an, um ein klares Bild der Zellen zu erhalten. Verwenden Sie ein 10x-Objektiv, um mehrere einzelne Zellen unter drei Bedingungen zu finden: mit einer einzelnen Mikroperle im Inneren, mit mehreren Mikroperlen im Inneren und ohne Mikroperle im Inneren. Wechseln Sie zum 40-fachen Objektiv. Benennen Sie diese Position mit der entsprechenden Positionsnummer.</li>
		<li>Öffnen Sie Elemente. Klicken Sie auf magnetic_find. Klicken Sie auf die Schaltfläche Verriegelung entfernen.</li>
		<li>Klicken Sie auf Scannen und passen Sie die Z-Position der Fokusebene an. Klicken Sie auf die Schaltflächen oben und unten , um den unteren und oberen Grenzwert für den Z-Stapel der ausgewählten Zellen festzulegen. Beenden Sie den Scanvorgang, indem Sie erneut auf Scannen klicken.</li>
		<li>Wechseln Sie zu magnetic_YAP_Nucleus Konfiguration. Legen Sie den Dateinamen auf before_small_force.nd2 fest. Klicken Sie auf die Schaltfläche Ausführen mit dem aufgezeichneten Z-Stack.</li>
		<li>Wechseln Sie zum rechten Lichtpfad und schalten Sie DIA ein. Öffnen Sie SpinView und klicken Sie auf die Schaltfläche Aufnahme . Drehen Sie in der Zwischenzeit den Knopf des Magnetbewegungsgeräts, um den Magneten bis zu 46 mm über dem Petrischalenboden zu bewegen. Speichern Sie Hellfeld-Bildsequenzen oder Videos. Überprüfen Sie das Video, um zu bestätigen, dass Mikroperlen eine durch Magnetkraft induzierte Verschiebung zeigen.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.3.5-5.3.7; Legen Sie den Dateinamen auf after_small_force.nd2 fest.</li>
		<li>Wechseln Sie zum rechten Lichtpfad und schalten Sie DIA ein. Öffnen Sie anschließend SpinView und klicken Sie auf die Schaltfläche Aufnahme . In der Zwischenzeit drehen Sie den Knopf des Magnetbewegungsgeräts, um den Magneten bis zu 120 mm über den Boden der Petrischale zu bewegen. Speichern Sie Hellfeld-Bildsequenzen oder Videos.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.3.5-5.3.7 und setzen Sie den Dateinamen auf before_large_force.nd2.</li>
	</ol></li>
	<li>Großkraftapplikation und konfokale Bildgebung<ol><li>Entfernen Sie den Deckel der Umgebungskammer, damit der Magnet 13 mm über den Boden der Petrischale reicht.</li>
		<li>Wechseln Sie zum rechten Lichtpfad und schalten Sie DIA ein. Öffnen Sie SpinView und klicken Sie auf die Schaltfläche Aufnahme . Drehen Sie in der Zwischenzeit den Knopf des Magnetbewegungsgeräts, um den Magneten bis zu 13 mm über den Boden der Petrischale zu bewegen. Speichern Sie Hellfeld-Bildsequenzen oder Videos. Überprüfen Sie das Video, um zu bestätigen, dass Mikroperlen eine durch Magnetkraft induzierte Verschiebung zeigen.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.3.5-5.3.7 und setzen Sie den Dateinamen auf after_large_force.nd2.</li>
		<li>Wechseln Sie zum rechten Lichtpfad und schalten Sie DIA ein. Öffnen Sie anschließend SpinView und klicken Sie auf die Schaltfläche Aufnahme . In der Zwischenzeit drehen Sie den Knopf des Magnetbewegungsgeräts, um den Magneten bis zu 120 mm über den Boden der Petrischale zu bewegen. Speichern Sie Hellfeld-Bildsequenzen oder Videos.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.3.5-5.3.7; Legen Sie den Dateinamen auf retract_large_force.nd2 fest.</li>
		<li>Schließen Sie den Deckel der Umgebungskammer.</li>
	</ol></li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.2 und 5.3 für mehrere Sichtfelder, um bei Bedarf weitere Daten zu erhalten.</li>
</ol>6. Bildverarbeitung und Datenanalyse
<ol><li>Quantifizierung des YAP N/C Verhältnisses<ol><li>Öffnen Sie Fiji ImageJ. Öffnen Sie die in Schritt 5 aufgenommenen ND2-Abbilder.</li>
		<li>Klicken Sie auf Analysieren > Messungen einstellen. Prüfbereich, integrierte Dichte, mittlerer Grauwert und Formbeschreibungen.</li>
		<li>Verwenden Sie den Cy5-Kanal, um den Kern zu identifizieren. Klicken Sie auf Freihandauswahl , um das Freiauswahlwerkzeug zu verwenden, um den Kern zu skizzieren. Überprüfen Sie auch das automatische Kernmaskenmakro in ImageJ (siehe Materialtabelle).</li>
		<li>Klicken Sie im FITC-Kanal auf Analyze > Measure . Der gemessene Wert des Mittelwerts ist die mittlere Kern-YAP-Intensität DN.</li>
		<li>Verwenden Sie den Cy5-Kanal, um den Kern zu identifizieren. Verwenden Sie den FITC-Kanal, um die Zelle zu identifizieren. Klicken Sie auf Freihandauswahl , um mit dem Freiauswahlwerkzeug einen Bereich von Interesse innerhalb des Zytoplasmas auszuwählen und die magnetische Mikroperle zu vermeiden. Diese Region von Interesse darf nicht den Kern umfassen.</li>
		<li>Klicken Sie im FITC-Kanal auf Analyze > Measure . Der gemessene Wert des Mittelwerts ist die mittlere zytoplasmatische YAP-Intensität DC.</li>
		<li>Berechnen Sie das YAP N/C-Verhältnis = D N / DC.</li>
	</ol></li>
	<li>Quantifizierung der Kernform und normalisierten Kernfleckenintensität<ol><li>Öffnen Sie Fiji ImageJ. Öffnen Sie die in Schritt 5 aufgenommenen ND2-Abbilder.</li>
		<li>Klicken Sie auf Analysieren > Messungen festlegen. Prüfbereich, integrierte Dichte, mittlerer Grauwert und Formbeschreibungen.</li>
		<li>Verwenden Sie den Cy5-Kanal, um den Kern zu identifizieren. Klicken Sie auf Freihandauswahl , um das Freiauswahlwerkzeug zu verwenden, um den Kern zu skizzieren.</li>
		<li>Klicken Sie auf Analyze > Measure in Cy5 channel. Der gemessene Wert des Mittelwerts ist die Intensität der Kernfärbung. Der Messwert von Circ. ist nukleare Zirkularität.</li>
		<li>Um die Intensität der Kernfärbung bei verschiedenen Kraftzuständen zu vergleichen, wird die gesamte Intensität der Kernfärbung durch die Intensität der Kernfärbung in "before_small_force.nd2" dividiert, um die normalisierte Kernfleckenintensität zu erzeugen.</li>
	</ol></li>
</ol>

Es gibt keine Interessenkonflikte zu erklären.

Die Internalisierung magnetischer Mikroperlen (Abschnitt 2.2) ist von entscheidender Bedeutung, da extrazelluläre Mikroperlen keine Kraft direkt auf den Kern ausüben können. Krafteinleitung und Bildgebung (Abschnitt 5.3) sind kritische Schritte in diesem Experiment, und die Kraft, die benötigt wird, um den Kern zu verformen und sinnvolle biologische Konsequenzen zu induzieren, könnte probenabhängig sein. Die Kraftstärke in diesem Experiment (0,8 nN und 1,4 nN) kann weiter erhöht werden, um die nukleare Mechano-Sensorik i...

Diese Studie zielt darauf ab, eine neue Technik zur Aufklärung der Kernmechanobiologie zu entwickeln und anzuwenden, indem die magnetischen Aktoren, die mechanische Kraft direkt auf den Zellkern ausüben, und die konfokale Fluoreszenzmikroskopie, die gleichzeitig die strukturellen und funktionellen subzellulären Veränderungen abbildet, kombiniert werden. Zellen erfassen extrazelluläre biophysikalische Signale einschließlich Gewebesteifigkeit 1,2,3,4, interstitiellen Flüssigkeitsdruck und Scherspannung 5,6,7, Oberflächentopologie/-geometrie 8,9,10,11,12 und Zug-/Druckspannung13,14, 15,16. Biophysikalische Signale werden in biochemische Signale umgewandelt und lösen mögliche nachgeschaltete Veränderungen der Genexpression und des Zellverhaltens aus - ein Prozess, der als Mechanotransduktion bekannt ist 17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27 . Um Mechanotransduktionsprozesse zu untersuchen, wurde eine Vielzahl von Techniken entwickelt, um mechanische Kraft auf die Zellen auszuüben, wie Rasterkraftmikroskopie28, Zelldehnungsgerät29, Bio-MEMS (mikroelektromechanische Systeme) Kraftsensor 15,30,31, Scherrheologie 32 und Stereo Vision System 33 . Eine kürzlich durchgeführte Übersicht fasst die Ansätze zur Anwendung extrazellulärer mechanischer Hinweise und zur Störung der Mechanosensorik zusammen34. Bisher üben die meisten dieser Methoden Kraft auf die Zellplasmamembran aus, und Zellen empfangen diese extrazellulären biophysikalischen Signale direkt über Membranrezeptoren wie Integrin, Cadherin, Ionenkanäle und G-Protein-gekoppelte Rezeptoren. Anschließend leiten sie das Signal an das intrazelluläre Zytoskelett und den Zellkern weiter. Zum Beispiel wird gezeigt, dass Zellen unter Verwendung der YAP-Translokation (Yes-assoziiertes Protein) als Indikator für die Mechano-Sensorik die mechanischen Signale der Substratsteifigkeit und extrazellulären Spannung von der Zellmembran wahrnehmen und durch das Zytoskelett in den Zellkern übertragen, um eine YAP-Zytoplasma-zu-Zellkern-Translokation zu induzieren28,35.
Neuere Erkenntnisse deuten darauf hin, dass der Zellkern selbst ein unabhängiger Mechanosensorist 8,36,37. Dies wird durch Experimente bewiesen, die an dem isolierten Kern aus Zellen durchgeführt wurden, wo gezeigt wurde, dass Kerne ihre Steifigkeit adaptiv als Reaktion auf die mechanische Kraft ändern, die direkt auf sie ausgeübt wird36. Unter vielen physiologischen Bedingungen nehmen Kerne sowohl in Tumor- als auch in gesunden Zellen extrazelluläre biophysikalische Signale wahr und verändern ihre mechanischen Eigenschaften und Anordnungen38,39,40. Zum Beispiel nimmt bei Extravasation die Kernsteifigkeit von Tumorzellen ab und hält die Weichheit für mehr als 24 h38 aufrecht. Während der Migration durch den begrenzten interstitiellen Raum verlieren die Kerne von Tumorzellen häufig ihre strukturelle Integrität und gewinnen sie wieder39. Die Art und Weise, wie der Zellkern das biophysikalische Signal wahrnimmt, ist jedoch unbekannt, obwohl mehrere Kernhüllproteine und Proteinfamilien beteiligt sind, wie Lamin A / C und Linker of Nucleoskeleton and Cytoskeleton (LINC) -Komplex38,41. Neue nicht-invasive Methoden, die direkt Kraft auf den Zellkern ausüben können, werden daher die Wirkung der Kraftübertragung von der Zell-Plasma-Membran und dem Zytoskelett entkoppeln und dazu beitragen, die bisher unzugänglichen molekularen Mechanismen der nuklearen Mechano-Sensorik aufzuklären.
Forschungen, die optische Pinzetten zur Manipulation von Organellen42 und Mikroperlen, die in Zellen43 injiziert wurden, verwendeten, zeigten die technologische Fähigkeit, direkt Kraft auf den Kern auszuüben. Die optische Pinzettentechnik hat jedoch mehrere Einschränkungen: (1) optische Pinzetten mit niedrigem Durchsatz manipulieren oft nur eine Zelle oder Mikroperle gleichzeitig; und (2) potentielle Photoschäden und Temperaturartefakt-Verformungen von Kernkern erfordern Dutzende von pN36, und die entsprechende notwendige Laserleistung beträgt etwa 10 mW pro pN44,45. Eine solche Laserintensität ist ausreichend, um Photoschäden in den Zellen auszulösen und die Zellfunktionen während des Experiments46 zu stören.
Die magnetische Kraft, die durch Mikroperlen in lebenden Zellen ausgeübt wird, zeigt das Potenzial, direkt Kraft auf den Kern auszuüben und überwindet die Einschränkungen optischer Pinzetten. Sobald Mikroperlen in das Zytoplasma abgegeben werden, kann ein Magnetfeld eine magnetische Kraft auf mehrere Mikrokügelchen gleichzeitig und mit hohem Durchsatz ausüben. Das Magnetfeld beeinflusst nicht die Zellfunktionen47, sondern erzeugt Kraft von pN nach nN, was ausreicht, um eine Kernverformung 36,48,49 zu induzieren. Bisher wurde die Manipulation magnetischer Mikroperlen an der Zellplasmamembran48, im Zytoplasma50, an F-Aktin51, im Kern47 und am isolierten Kern36 angewendet. Die magnetische Manipulation von Mikroperlen wurde jedoch nie verwendet, um direkte mechanische Kraft auf die Kernhülle auszuüben, um die Mechanotransduktion im Kern zu untersuchen.
In dieser Arbeit wird eine einfache Technik entwickelt, um nicht-invasiv magnetische Mikroperlen in das Zytoplasma zu transportieren und diese Mikroperlen zu verwenden, um mechanische Kraft auf den Kern auszuüben (Abbildung 1). Hier werden CRISPR/Cas9-entwickelte humane normale B2B-Zelllinien, die endogen mNeonGreen21-10/11-markiertes YAP exprimieren, verwendet, um die Methode zu validieren. YAP ist ein mechanosensitives Protein, und die Translokation von YAP wird durch nukleare mechano-sensingreguliert 14,28. Der CRISPR/Cas9-regulierte Knock-in-Ansatz wurde gewählt, um endogenes YAP mit einem fluoreszierenden Protein (FP) mNeonGreen21-10/11 zu markieren. Obwohl bekannt ist, dass die CRISPR-Bearbeitung eine unvollständige Effizienz und einen Off-Target-Effekt hat, integrierten die Protokolle in früheren Publikationen eine Fluoreszenzsortierung, um die korrekte Einfügung des offenen Leserahmens52,53,54 auszuwählen. Mit dieser zusätzlichen Selektionsschicht wurde in 20+ Zelllinien, die zuvor52,53,54,55 erzeugt wurden, kein Off-Target-Tagging-Ereignis beobachtet. Dies ist ein Split-Fluoreszenzprotein-Konstrukt, aber im Prinzip könnte jede ausdrückbare fluoreszierende Markierung verwendbar sein. Dieser Markierungsansatz ist Transgen- oder Antikörpermethoden überlegen. Erstens behält das markierte Protein im Gegensatz zur Transgenexpression die Einzelkopie-Gendosierung bei und exprimiert im physiologischen Kontext des nativen genregulatorischen Netzwerks, wodurch Abweichungen in Proteinkonzentration, Lokalisation und Interaktion begrenzt werden. Die in dieser Studie verwendete Tagging-Methode erreicht über eine Größenordnung einen höheren Durchsatz und eine höhere Effizienz als das vollständige FP-Tagging. Es vermeidet auch Herausforderungen im Zusammenhang mit Immunfluoreszenz aufgrund von Fixierungsartefakten und der begrenzten Verfügbarkeit von qualitativ hochwertigen Antikörpern mit hoher Spezifität. Zweitens führt der in dieser Arbeit verwendete Ansatz eine minimale Störung der Zellphysiologie durch und ermöglicht die authentische Offenbarung aller endogenen YAPs in Echtzeit. Im Gegensatz dazu führen andere gängige Transgenmethoden oft zu einer Überexpression von YAP. Die daraus resultierende künstliche Verteilung kann möglicherweise Zytotoxizität verursachen und die mechano-sensing von Zellenbeeinflussen 56,57,58.
Diese Studie stellt ein Protokoll vor, um durch magnetische Mikroperlen, die in das Zytoplasma abgegeben werden, direkt Kraft auf den Kern auszuüben und gleichzeitig eine Live-Zell-Fluoreszenzbildgebung durchzuführen. Zusammenfassend zeigen die hier vorgestellten Protokolle, wie man (1) magnetische Mikroperlen in die Zelle außerhalb des Kerns liefert, (2) die Mikroperlen manipuliert, um magnetische Kraft auf den Kern auszuüben, (3) konfokale fluoreszierende Bildgebung der Zellen während der Manipulation durchführt und (4) das YAP-Kern- / Zytoplasma-Verhältnis (N / C) während des gesamten Kraftanwendungsprozesses quantitativ analysiert. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass (1) durch Endozytose magnetische Mikrokügelchen innerhalb von 7 h nicht-invasiv in das Zytoplasma von B2B-Zellen abgegeben werden können (Abbildung 2 und Abbildung 3); und (2) quantifizierte magnetische Kraft, die direkt auf den Kern ausgeübt wird (Abbildung 4, Abbildung 5 und Abbildung 6), kann allein verschiedene Änderungen des YAP N / C-Verhältnisses in CRISPR / Cas9-B-Zellen auslösen (Abbildung 7 und Abbildung 8).

<table><tbody><tr><td>0,05 % Trypsin</td><td>Corning</td><td>25-051-CI</td><td></td></tr><tr><td>25 cm2 Flasche</td><td>Corning</td><td>156340</td><td></td></tr><tr><td>7-& micro; m mittlerer Durchmesser Carbonyl Eisen Mikrokügelchen</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>A1R Konfokales System</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carbonyl Eisen Pulver CM</td><td>BASF</td><td>30042253</td><td>Magnetisches Mikrokügelchen-Kulturmedium</td></tr><tr><td>(RPMI-1640)</td><td>Gibco</td><td>11875093 Desktop-Computer</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Dell</td><td></td><td>mit Windows 10 Betriebssystem</td></tr><tr><td>Klimakammer TIZB</td><td>Tokai Hit</td><td>TIZB</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>Gibco</td><td>26140</td><td></td></tr><tr><td>Fiji ImageJ</td><td>National Institutes of Health und das Labor für optische und computergestützte Instrumentierung</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petrischale mit Glasboden</td><td>MatTek</td><td>P35G-1.5-14-C</td><td></td></tr><tr><td>Magnet</td><td>K& J Magnetics, Inc.</td><td>D99-N52</td><td></td></tr><tr><td>Monochrom&nbsp; Kamera</td><td>FLIR</td><td>BFS-U3-70S7M-C</td><td></td></tr><tr><td>NIS-Elements Softwareplattform</td><td>Nikon</td><td></td><td>Softwareplattform</td></tr><tr><td>Nukleusmaske ImageJ Makro</td><td></td><td></td><td>- https://github.com/KOLIUG/Nuclear Maske</td></tr><tr><td>NucSpot Live 650</td><td>Biotium</td><td>#40082</td><td>Kernfleck</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Phosphat gepuffert Kochsalzlösung (PBS)</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Ti2-E inverses Mikroskop</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>XYZ Mover (CAD-Dateien)</td><td></td><td></td><td>https://github.com/KOLIUG/XYZ-mover</td></tr></tbody></table>

kombination von 3d-magnetkraftaktor und multifunktionaler fluoreszenzbildgebung zur untersuchung der kernmechanobiologie

Combining 3D Magnetic Force Actuator and Multi-Functional Fluorescence Imaging to Study Nucleus Mechanobiology

Eine grundlegende Frage in der Mechanobiologie ist, wie lebende Zellen extrazelluläre mechanische Reize im Kontext der Zellphysiologie und -pathologie wahrnehmen. Es wird angenommen, dass die zelluläre Mechano-Empfindung extrazellulärer mechanischer Reize durch die Membranrezeptoren, den zugehörigen Proteinkomplex und das Zytoskelett erfolgt. Jüngste Fortschritte in der Mechanobiologie zeigen, dass der Zellkern im Zytoplasma selbst selbstständig mechanische Reize gleichzeitig wahrnehmen kann. Ein mechanistisches Verständnis darüber, wie der Zellkern mechanische Reize wahrnimmt, umleitet und darauf reagiert, fehlt jedoch, hauptsächlich aufgrund der technischen Herausforderungen beim Zugriff auf und der Quantifizierung der Kernmechanik mit herkömmlichen Werkzeugen. Dieses Papier beschreibt das Design, die Herstellung und die Implementierung eines neuen magnetischen Kraftaktors, der präzise und nicht-invasive mechanische 3D-Reize anwendet, um den Zellkern direkt zu verformen. Unter Verwendung von CRISPR/Cas9-Zellen zeigt diese Studie, dass dieses Werkzeug in Kombination mit hochauflösender konfokaler fluoreszierender Bildgebung die Aufdeckung der Echtzeitdynamik eines mechanosensitiven yes-assoziierten Proteins (YAP) in einzelnen Zellen als Funktion der Kernverformung ermöglicht. Diese einfache Methode hat das Potenzial, die derzeitige Technologielücke in der Mechanobiologie zu schließen und Antworten auf die Wissenslücke zu geben, die in der Beziehung zwischen Kernmechanotransduktion und Zellfunktion besteht.

Entwurf einer magnetbeweglichen Vorrichtung und Anwendung der Magnetkraft Um Kraft auf den Kern durch die magnetischen Mikroperlen auszuüben, wurde eine magnetbewegliche Vorrichtung entworfen und gebaut, um die räumliche Position des Magneten zu steuern. Die magnetbewegliche Vorrichtung enthält einen zentralen Rahmen, drei Drehknöpfe und Schienen, um den angebrachten Magneten unabhängig voneinander in x-, y- und z-Richtung mit der räumlichen Auflösung von 1,59 mm pro Zyklus zu bewegen (<strong class="...

Diese Studie stellt ein neues Protokoll vor, um mechanische Kraft direkt auf den Zellkern durch magnetische Mikroperlen auszuüben, die in das Zytoplasma abgegeben werden, und simultane Live-Zell-Fluoreszenzbildgebung durchzuführen.

Kombination von 3D-Magnetkraftaktor und multifunktionaler Fluoreszenzbildgebung zur Untersuchung der Kernmechanobiologie

A fundamental question in mechanobiology is how living cells sense extracellular mechanical stimuli in the context of cell physiology and pathology. The ...

Bei dieser Methode wird die Kraft direkt auf den Kern ausgeübt. Dadurch entkoppelt sich der Kraftübertragungseffekt von der Zellplasmamembran und dem Zytoskelett und enthüllt die molekularen Mechanismen der Kernmechanosensing. Die Kraft wird in den lebenden Zellen nicht-invasiv angewendet.Im Vergleich zu optischen Pinzetten beeinflussen das Magnetfeld und die Magnetkraft die Zellfunktionen nicht und haben einen höheren Durchsatz. Beginnen Sie mit der Kultivierung der Zellen mit magnetischen Mikroperlen, indem Sie 0,2 Gramm Carbonyleisen-Mikrokügelchen mit einem mittleren Durchmesser von sieben Mikrometern wiegen. Die Mikrokügelchen werden mit einer Pipette in einem Milliliter RPMI 1640-Kulturmedium aufgehängt.Dann bringen Sie die Petrischale mit B2B-Zellen zur Biosicherheitswerkbank und geben schnell 200 Mikroliter des Mediums mit Mikroperlen in die Petrischale. Legen Sie die Petrischale in einen Inkubator, bis Mikroperlen von den Zellen verinnerlicht sind. Öffnen Sie das inverse Mikroskop und bestimmen Sie mit Hilfe der konfokalen Fluoreszenzbildgebung alle sechs Stunden den optimalen Zeitpunkt für die Internalisierung der Zelllinien, indem Sie die Mikroperlen-, Kern- und Zellgrenze visualisieren.Die internalisierten Mikrokügelchen werden innerhalb der Zellgrenze vorhanden sein. Öffnen Sie für die Anwendung kleiner Kräfte und die Bildgebung lebender Zellen die Softwareanwendung Elements. Um die magnetische Suche in der Konfiguration zu definieren, klicken Sie auf die Schaltfläche eins über zwei, um die Scangeschwindigkeit auf ein Bild pro zwei Sekunden einzustellen.Stellen Sie die Lochgröße auf 1,2 Airy-Einheit ein. Überprüfen Sie nur den FITC-Kanal und stellen Sie PMT HV auf 70, Offset auf Null, Laserintensität auf 10 ein. Um den magnetischen YAP-Kern für die Konfiguration zu definieren, stellen Sie die Scangeschwindigkeit auf ein Bild pro vier Sekunden ein, indem Sie auf die Schaltfläche eins über vier klicken.Klicken Sie dann auf die Schaltfläche 1.2 Airy-Einheit, um die Lochgröße auf 1.2 Airy-Einheit einzustellen und den FITC-Kanal zu überprüfen. Stellen Sie PMT HV auf 70, versetzt auf Null, Laserintensität auf 10 ein. Um die Kerngrenze und die Intensität der Kernfärbung abzubilden, überprüfen Sie den Cyanin-5-Kanal.Klicken Sie nicht auf die Taste 1.2 Airy Unit und stellen Sie PMT HV auf 70, Offset auf Null und Laserintensität auf 10 ein. Die Pinhole-Größe wird für die dreidimensionale YES-assoziierte Proteinbildgebung optimiert. Aktivieren Sie als Nächstes die DIA über Elemente.Öffnen Sie die Spin-Ansicht, verwenden Sie ein Hellfeld und passen Sie den Fokus des Objekts an, um ein klares Bild der Zellen im Fokus zu erhalten. Verwenden Sie ein 10X-Objektiv, um mehrere einzelne Zellen unter drei Bedingungen zu finden, z. B. eine Zelle mit einer einzelnen Mikroperle im Inneren, mit mehreren Mikroperlen im Inneren und ohne Mikroperle im Inneren. Wechseln Sie dann zum 40X-Objektiv und benennen Sie diese Position mit der entsprechenden Positionsnummer.Öffnen Sie Elemente, klicken Sie auf Magnetsuche, entfernen Sie die Verriegelung, scannen Sie dann Registerkarten und wählen Sie dann die oberen und unteren Tasten, um die Z-Position der Fokusebene anzupassen, um die untere und obere Grenze für den Z-Stapel der ausgewählten Zellen festzulegen. Beenden Sie den Scanvorgang, indem Sie erneut auf Scan klicken. Wechseln Sie zur magnetischen YAP-Kernkonfiguration und setzen Sie den Dateinamen auf before_small_force.nd2.Klicken Sie auf den Run-Button mit dem aufgezeichneten Z-Stack. Wechseln Sie zum rechten Lichtpfad und schalten Sie DIA ein. Öffnen Sie die Spin-Ansicht und klicken Sie auf die Aufnahmeschaltfläche.Bewegen Sie den Magneten auf 46 Millimeter über dem Petrischalenboden, indem Sie den Knopf der Magnetbewegungsvorrichtung drehen. Speichern und überprüfen Sie das Video, um die durch Magnetkraft induzierte Mikroperlenverschiebung zu bestätigen. Wiederholen Sie den Scanvorgang, indem Sie den Dateinamen auf after_small_force.nd2 festlegen.Wechseln Sie anschließend zum rechten Lichtpfad, schalten Sie DIA ein und öffnen Sie die Spin-Ansicht, bevor Sie auf die Aufnahmeschaltfläche klicken. Drehen Sie den Magnet-Moving-Device-Knopf bis zu 120 Millimeter über dem Petrischalenboden und speichern Sie eine Hellfeld-Bildsequenz oder ein Video. Wiederholen Sie die Schritte zum Scannen, indem Sie den Dateinamen auf before_large_force.nd2 setzen.Die Mikrokügelchen können unter Laseranregung im FITC- oder Cyanin-5-Kanal keine Fluoreszenz emittieren. So wurden die internalisierten Mikrokügelchen durch die dunkle Mulde identifiziert, die sich in der konfokalen Bildgebung der Fluoreszenz von YES-assoziiertem Protein und Zellkern befindet. Die Kernzirkularität zeigte keinen signifikanten Unterschied zwischen Kontrollzellen und Zellen mit Mikroperleninternalisierung.Das YES-assoziierte Proteinzellkern-zu-Zytoplasma-Verhältnis von Kontrollzellen, die mit Mikroperlen, aber ohne Internalisierung kokultiviert wurden, und Zellen mit Mikroperleninternalisierung zeigten ebenfalls keinen signifikanten Unterschied. Die Kernverformung und Depolymerisation von Aktin wurde durch die Kompressionskraft verursacht, die von den Mikroperlen in zytoskeletthaltigen Zellen ausgeübt wird. Die Kalibrierkurve der quantitativen Bildanalyse, die durch die quantitative AFM-Kraftverschiebungsbeziehung bereitgestellt wird.Basierend auf dieser Beziehung wurde die aufgebrachte Kraft der Perlen geschätzt. Die Kernverformung und die YES-assoziierte Proteintranslokation wurden bei Anwendung oder Freisetzung der magnetischen Kraft beobachtet. Die Intensitätsänderungen des YES-assoziierten Proteins im grünen Kanal und keine Änderung der Kernfärbung im roten Kanal bestätigten, dass die durch die Magnetkraft induzierte Kernverformung durch die YES-assoziierte Proteintranslokation ausgelöst wurde.Die Quantifizierung der Nettoänderung des YES-assoziierten Proteinkern-zu-Zytoplasma-Verhältnisses innerhalb von zwei Gruppen bestätigte, dass die Magnetkraft, die auf die Mikroperlen innerhalb des Zytoplasmas ausgeübt wird, die YES-assoziierte Proteintranslokation induzierte und das YES-assoziierte Proteinkern-zu-Zytoplasma-Verhältnis veränderte. Bevor Sie Kraft und Bildgebung anwenden, stellen Sie sicher, dass die Zellen die magnetischen Mikroperlen verinnerlicht haben und sich die Perlen innerhalb der Zellgrenze befinden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieses Papier soll den Leser in den Betrieb eines integrierten atomic force-optische Bildgebung Mikroskop für die mechanische Stimulation von lebenden Zellen in Kultur zu unterrichten. Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll vorgestellt. Eine repräsentative Datenmenge, die Live-Zell-Antwort auf mechanische Stimulation zeigt vorgestellt.

Live Cell Reaktion auf mechanische Stimulation von Integrated Optical und Atomic Force Microscopy Studium

Wir stellen zwei unabhängige, Mikroskop-basierten Tools zur induzierten Nuklear-und Zytoskelett-Verformungen in Einzel-, Wohn adhärente Zellen in Reaktion auf die globale oder lokale Dehnung Anwendung zu messen. Diese Techniken werden verwendet, um nukleare Steifigkeit (dh, Verformbarkeit) zu ermitteln und intrazellulären Kraftübertragung zwischen dem Kern und dem Zytoskelett-Sonde.

Biophysikalische Assays auf die mechanischen Eigenschaften der Interphase Zellkern Probe: Substrat Dehnungs-Anwendung und Mikronadel Manipulation

In diesem Artikel beschreiben wir die Verwendung von magnetischen Pinzette, um die Wirkung von Gewalt auf enzymatische Proteolyse auf der Ebene einzelner Moleküle in einem hoch parallelisierbaren Weise zu studieren.

Multiplexed Einzelmolekül-Kraftspektroskopie Proteolyse Messungen mit magnetischen Pinzette

Wir beschreiben eine Technik zur gleichzeitigen Messung der kraftregulierten Einzelrezeptor-Liganden-Bindungskinetik und Echtzeit-Bildgebung der Kalzium-Signalübertragung in einem einzelnen T-Lymphozyten.

Fluoreszenz Biomembrane Kraft Sonde: Concurrent Quantifizierung von Rezeptor-Ligand-Kinetik und Binding-induzierte intrazelluläre Signaling auf Einzelzell

Vor kurzem wurde eine Reihe von FRET-basierten Kraft-Biosensoren entwickelt, die die proteinspezifische Auflösung der intrazellulären Kraft ermöglichen. In diesem Protokoll zeigen wir, wie einer dieser Sensoren, der für den Linker des Nukleoskelett-Zytoskelett (LINC)-Komplexproteins Nesprin-2G entwickelt wurde, zur Messung von Aktomyosinkräften auf den nukleären LINC-Komplex verwendet werden kann.

Ein Protokoll für die Verwendung von Förster Resonance Energy Transfer (FRET) -force Biosensoren mechanische Kräfte über den Kern LINC-Komplex zu messen

In diesem Protokoll beschreiben wir eine Mikropipette-Methode, um eine kontrollierte Kraft direkt in den Zellkern in einer lebenden Zelle anwenden. Dieser Test ermöglicht Verhör der nuklearen mechanischen Eigenschaften in der lebendigen, anhaftende Zelle.

Eine direkte Kraft-Sonde zur Messung der mechanischen Integration zwischen dem Kern und dem Zytoskelett

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die gleichzeitige Verwendung von Förster Resonance Energy Transfer-basierte Spannung Sensoren zur Messung der Belastung und Fluoreszenz Proteingewinnung nach Immunofluoreszenz Proteindynamik ermöglichen die Messung der Kraft-und Kleinschreibung messen Proteindynamik innerhalb von lebenden Zellen.

Messung von Kraft-und Kleinschreibung Proteindynamik in lebenden Zellen mit einer Kombination von fluoreszierenden Techniken

Mit Hilfe eines zuvor entwickelten Geräts zur mechanischen Belastung von Anbauzellen beschreibt dieser Beitrag eine neu gestaltete Substratum-Geometrie und ein maßgeschneidertes Gerät zur hochauflösenden Einzeller-Abbildung von angespannten Zellen mit einem 100x Öl-Immersionsziel.

Hochauflösende Bildgebung von Kerndynamik in Live-Zellen unter Uniaxialer Tensile-Straße

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um die intrazellulären mechanischen Eigenschaften isolierter embryonaler Zebrafischzellen im dreidimensionalen Einschluss mit direkter Kraftmessung durch eine optische Falle zu untersuchen.

Direkte Kraftmessungen der subzellulären Mechanik im Einschluss mit optischen Pinzetten

Hier stellen wir ein Protokoll zur Rekonstitution von Mikrotubulibündeln in vitro und zur direkten Quantifizierung der in ihnen ausgeübten Kräfte durch simultanes optisches Einfangen und Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie vor. Dieser Assay ermöglicht die Messung der Kräfte und Verschiebungen, die von Proteinensembles in aktiven Mikrotubuli-Netzwerken erzeugt werden, auf Nanoskala-Ebene.

Direkte Messung von Kräften innerhalb rekonstituierter aktiver Mikrotubulibündel

Erfahren Sie die Anwendung magnetischer Mikroperlen zur Untersuchung der Kernmechanobiologie in lebenden Zellen. Diese nicht-invasive Methode ermöglicht die direkte Krafteinwirkung auf den Zellkern und die Analyse mechanotransduktiver Signalwege.

Kombination von 3D-Magnetkraftaktor und multifunktionaler Fluoreszenzbildgebung zur Untersuchung der Kernmechanobiologie

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