Name: Schweinelebertransplantation ohne veno-venösen Bypass als erweitertes Kriterien-Spendermodell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 49 s
Description: Lernen Sie eine vereinfachte orthotope Lebertransplantation beim Schwein ohne veno-venösen Bypass. Diese Methode reduziert die anhepatische Phase und simuliert erweiterte Kriterien-Spenderbedingungen nach 20 Stunden statischer Kältespeicherung.

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Die Autorinnen danken Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel und Ingrid Meder für ihren Fleiß und ihr Engagement. Darüber hinaus danken die Autoren Tom Figiel für die Erstellung des Bildmaterials.

Diese Studie wurde im Labor für Tierkunde der Medizinischen Hochschule Hannover nach Genehmigung durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) (19/3146) durchgeführt.
1. Beschaffung von Spenderlebern
HINWEIS: Bei den Leberspendern handelte es sich um weibliche Hausschweine (Sus scrofa domesticus) im Alter von 4-5 Monaten und mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von ca. 50 kg, die sich bereits mindestens 10 Tage vor der Operation in der Tierversuchseinrichtung in Quarantäne befanden.
<ol><li>Führen Sie eine Prämedikation durch intramuskuläre Injektion von Atropin (0,04-0,08 mg/kg Körpergewicht), Zolazepam (5 mg/kg Körpergewicht) und Tiletamin (5 mg/kg Körpergewicht) durch. Nach Herstellung eines intravenösen Zugangs (z. B. Ohrvene) eine Anästhesie mit einer Injektion von Propofol (1,5 - 2,5 mg/kg Körpergewicht) induzieren.</li>
	<li>Führen Sie die Intubation mit einem 8,0-8,5 mm Endotrachealtubus durch, abhängig von der Größe und Anatomie des Tieres. Etablieren Sie die Überwachung der Elektrokardiographie, die Messung von Atemgasen und peripherer Sauerstoffsättigung sowie die nicht-invasive Blutdruckmessung.</li>
	<li>Aufrechterhaltung der Anästhesie bei Schweinen während der Spenderleberbeschaffung durch Inhalation von Isofluran (0,8-1,5 Vol%) und intravenöse Anwendung von Fentanyl (0,003-0,007 mg/kg Körpergewicht). Führen Sie während des gesamten Verfahrens eine volumengesteuerte Beatmung durch.</li>
	<li>Nach der Platzierung des Spenderschweins in Rückenlage und der Fixierung der Gliedmaßen an der Basis des Operationstisches mit elastischen Bändern die Haut mit einem Antiseptikum, z. B. Povidon-Jod oder Isopropylalkohol, schrubben und das Tier mit sterilen Abdecktüchern bedecken.</li>
	<li>Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Verlust der Entzugsreaktion auf Zehenklemmen. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, beginnend mit dem Xiphoid-Prozess, indem Sie monopolare Kauterisation verwenden. Platzieren Sie einen Bauchretraktor und mobilisieren Sie den Darm rechts vom Spender.</li>
	<li>Führen Sie eine Splenektomie durch Dissektion des splenokolischen Bandes, des Gastrosplenic-Bandes und des Phrenicosplenic-Bandes durch. Klemmen Sie die Milzvene und die Milzarterie in der Nähe des Milzhilums mit einer Overholt-Klemme und platzieren Sie nach dem Durchtrennen der Gefäße Ligaturen (3-0 Polyfilamentnaht). Durchtrennen Sie zusätzliche (kleinere) Gefäße entweder durch bipolare Pinzette oder durch Ligatur. HINWEIS: Eine Splenektomie während der Spenderleberbeschaffung ist nicht obligatorisch, reduziert aber den Blutfluss während und nach der Perfusion.</li>
	<li>Mobilisieren Sie den Darm auf der linken Seite des Spenders und durchtrennen Sie das falciforme Band und die dreieckigen Bänder mit einer Schere und bipolarer Kauterisation.</li>
	<li>Nach ausreichender Dissektion der Leber schneiden Sie den linken Teil des Zwerchfells über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere ein, um das Thoraxsegment der absteigenden Aorta zu lokalisieren. Einkreisen und eine Ligatur (3-0 Polyfilamentnaht) ohne Straffen platzieren.</li>
	<li>Schneiden Sie den rechten Teil des Zwerchfells über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere ein und identifizieren Sie die suprahepatische Vena cava inferior.</li>
	<li>Verlegen Sie den Darm nach links oben des Spenders und betreten Sie den retroperitonealen Raum durch transversale Inzision des Peritoneums über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere.</li>
	<li>Lokalisieren Sie die Bauchaorta und die untere Hohlvene knapp oberhalb der Beckenbifurkation und trennen Sie beide Gefäße über eine Länge von ca. 6 cm. Legen Sie zwei 3-0 Polyfilament-Ligaturen um die Bauchaorta: eine kraniale der Beckenbifurkation und eine etwa 3 cm kranial, ohne sich zu straffen. Legen Sie eine weitere Ligatur um die intrahepatische Vena cava inferior ohne Straffung.</li>
	<li>Intravenös injizieren Sie Heparin (25.000 I.E.). Wählen Sie eine geeignete Kanüle und entlüften Sie die Tropfleitung mit gekühlter Konservierungslösung.</li>
	<li>Straffen Sie die kaudal gelegene erste Ligatur um die Bauchaorta. Nachdem Sie die Bauchaorta kranial der zweiten Ligatur verschlossen haben (entweder manuell oder durch Anlegen einer atraumatischen Gefäßklemme), machen Sie mit einer Schere einen Querschnitt zwischen beiden Ligaturen.</li>
	<li>Führen Sie die Kanüle in den Schnitt ein und sichern Sie sie mit der restlichen Ligatur. Durchtrennen Sie die suprahepatische Vena cava inferior weit kranial (nahe dem rechten Vorhof) mit einer Schere.</li>
	<li>Nach einem Blutverlust von etwa 1.500-2.000 ml das Thoraxsegment der absteigenden Aorta durch Binden der Ligatur kreuzklemmen und eine antegrade Perfusion beginnen. HINWEIS: Für den möglichen Bedarf an Blut (Transfusionen) während der Anpflanzung oder für die normotherme Maschinenperfusion kann Vollblut (ca. 1.500 ml) mit einem Behälter mit Antikoagulans auf Citratbasis entnommen werden.</li>
	<li>Straffen Sie die Ligatur um die infrahepatische Vena cava inferior, schneiden Sie das Gefäß kranial der Ligatur ein und führen Sie einen chirurgischen Aspirator ein. Injizieren Sie eine tödliche Dosis Pentobarbital-Natrium (5.000 mg). Legen Sie zerkleinertes steriles Eis in die Brust- und Bauchhöhle, ohne das Lebergewebe zu beeinträchtigen.</li>
	<li>Nach Perfusion mit 3.500 ml Konservierungslösung über einen Verlauf von ca. 10-15 min wird die eingeschnittene suprahepatische Vena cava inferior durchtrennt. Durchtrennen Sie die infrahepatische Vena cava inferior auf Höhe der linken Nierenvene.</li>
	<li>Durchtrennen Sie den Gallengangschädel des Pankreasgewebes zwischen zwei Ligaturen (3-0 Polyfilament), um ein Verschütten von Galle zu vermeiden. Durchtrennen Sie den Pfortader der Bauchspeicheldrüse.</li>
	<li>Suchen Sie die Zöliakiearterie nach stumpfer Vorbereitung und folgen Sie dorsal zur Bauchaorta. Schneiden Sie das jeweilige Aortensegment heraus, um ein Pflaster für die spätere Anpflanzung zu erstellen.</li>
	<li>Entfernen Sie das Zwerchfell um die suprahepatische Vena cava inferior und trennen Sie verbleibende Adhäsionen mit einer Schere. Extrahieren Sie die Leber.</li>
	<li>Führen Sie eine Cholezystektomie durch oder straffen Sie eine Ligatur um den Zystengang und spülen Sie den gemeinsamen Gallengang mit mindestens 20 ml Konservierungslösung. Legen Sie die Perfusionskanüle in die Pfortader und spülen Sie das Transplantat mit weiteren 500 ml Konservierungslösung. Legen Sie das Transplantat in eine sterile Schüssel auf Eis. HINWEIS: Je nach wissenschaftlichem Ziel kann das Organ sofort für die Anpflanzung vorbereitet oder auf unbestimmte Zeit (20 h in diesem Protokoll) auf Eis gehalten werden, bevor mit der Backtable-Vorbereitung und dem Engraftment begonnen wird.</li>
</ol>2. Back-Table-Vorbereitung der Leber
<ol><li>Entfernen Sie das lymphatische Gewebe beginnend am Aortensegment und identifizieren und verschließen Sie dadurch die arteriellen Seitenäste und Lymphgefäße entweder mit Clips, Ligaturen (4-0 Polyfilament) oder Nähten (5-0 Monofilament; Abbildung 1A). Ebenso entfernen Sie das lymphatische Gewebe um die Pfortader und verschließen Sie die Seitenäste mit Nähten (5-0 Monofilament).</li>
	<li>Identifizieren Sie die suprahepatische Vena cava inferior und legen Sie Nähte um beide Zwerchfellvenen (5-0 Monofilament), nachdem Sie umgebendes Zwerchfellgewebe entfernt haben. Spülen Sie alle Gefäße mit kalter Kochsalzlösung oder Konservierungslösung, um verbleibende Leckagen zu identifizieren. Führen Sie eine Verkürzung der Gefäße und eine Vorbereitung des Aortenpflasters nur bei der Anpflanzung durch, um die individuellen anatomischen Gegebenheiten zu berücksichtigen.</li>
</ol>3. Hepatektomie des Empfängers, Spenderlebertransplantation und perioperatives Management
HINWEIS: Als Leberempfänger wurden weibliche Hausschweine (Sus scrofa domesticus) im Alter von 4-5 Monaten und mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von ca. 50 kg verwendet. Analog zu den Leberspendern befanden sich die Empfänger vor der Transplantation mindestens 10 Tage in der Tierversuchsanlage.
<ol><li>Anästhesie und perioperatives Management<ol><li>Führen Sie eine Prämedikation durch intramuskuläre Injektion von Atropin (0,04-0,08 mg/kg Körpergewicht), Zolazepam (5 mg/kg Körpergewicht) und Tiletamin (5 mg/kg Körpergewicht) durch. Nach Herstellung eines intravenösen Zugangs (z. B. Ohrvene) eine Anästhesie mit einer Injektion von Propofol (1,5-2,5 mg / kg Körpergewicht) induzieren.</li>
		<li>Führen Sie die Intubation mit einem 8,0-8,5 mm Endotrachealtubus durch, abhängig von der Größe und Anatomie des Tieres. Etablieren Sie die Überwachung der Elektrokardiographie, die Messung von Atemgasen und peripherer Sauerstoffsättigung sowie die nicht-invasive Blutdruckmessung. Im Falle eines chronischen Modells Augensalbe auftragen, um Trockenheit nach dem chirurgischen Eingriff zu vermeiden.</li>
		<li>Legen Sie das Empfängertier in Rückenlage auf eine Heizbasis und fixieren Sie die Gliedmaßen mit elastischen Bändern auf der Basis des Operationstisches.</li>
		<li>Zur erweiterten Überwachung unter Ultraschallführung einen drei Lumen zentralen Venenkatheter und einen Großvenenkatheter (7 Fr.) in die Vena jugularis interna und einen Venenkatheter mit großem Durchmesser (7 Fr.) für die Volumentherapie einführen. Führen Sie zusätzlich einen arteriellen Katheter unter Ultraschallkontrolle zur invasiven Blutdruckmessung in die innere Halsschlagader / Halsarterie ein (Abbildung 1B).</li>
		<li>Aufrechterhaltung der Anästhesie während der Organentnahme durch Inhalation von Isofluran (0,8-1,5 Vol%) und intravenöse Anwendung von Fentanyl (0,003-0,007 mg / kg Körpergewicht). Führen Sie während des gesamten Verfahrens eine volumengesteuerte Beatmung durch. Tragen Sie 2.000 mg Sultamicillin für die perioperative Antibiose und 250 mg Methylprednisolon intravenös auf.</li>
		<li>Verabreichen Sie einen Vasopressor wie Noradrenalin intravenös, um einen mittleren arteriellen Zieldruck von 60 mmHg zu erreichen. Wenden Sie zusätzlich bei Bedarf kristalloide Lösungen wie Ringer-Laktatlösung oder kolloidale Lösungen wie flüssige Gelatine an.</li>
		<li>Tragen Sie Calciumgluconat (10%) und Natriumbicarbonat (8,4%), Glucose (40%) oder Kaliumchlorid (7,45%) intravenös in Bezug auf alle 30 Minuten erhaltene Blutgasanalysen auf.</li>
	</ol></li>
	<li>Hepatektomie des Empfängers<ol><li>Schrubben Sie die Haut mit einem Antiseptikum, z. B. Povidon-Jod oder Isopropylalkohol, und bedecken Sie das Tier mit sterilen Abdecktüchern.</li>
		<li>Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Verlust der Entzugsreaktion auf Zehenklemmen. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, beginnend mit dem Xiphoid-Prozess, indem Sie monopolare Kauterisation verwenden. Platzieren Sie einen Bauchretraktor und mobilisieren Sie den Darm links vom Spender. Bedecken Sie den Darm mit einem angefeuchteten Tuch.</li>
		<li>Legen Sie einen suprapubischen Blasenkatheter zur Optimierung des intraoperativen Volumenmanagements.</li>
		<li>Trennen Sie das falciforme Band und die dreieckigen Bänder mit einer Schere und einer bipolaren Kauterisation. Nach ausreichender Dissektion der Leber sowohl die suprahepatische als auch die infrahepatische Vena cavae inferior in der Nähe des Leberparenchyms umschließen.</li>
		<li>Sezieren und durchtrennen Sie den gemeinsamen Gallengang unterhalb der Verbindung des Zystengangs zwischen zwei Ligaturen (3-0 Polyfilament).</li>
		<li>Schneiden Sie die oberflächliche Peritonealschicht, die das Ligamentum hepatoduodenal bedeckt, ein und identifizieren Sie die Leberarterien kurz vor dem Eintritt in das Leberparenchym. Sezieren Sie mit bipolarer Kauterisation oder der Platzierung von Clips, Ligaturen oder Nähten.</li>
		<li>Sezieren Sie die Bauchaorta durch Inzision in der Mittellinie (avaskuläre Schicht) der rechten und linken Zwerchfellmuskulatur. Bereiten Sie die Aorta für die Aortenanastomose vor, indem Sie das umgebende Gewebe entfernen. HINWEIS: Dieser Schritt ist nur erforderlich, wenn eine Aortenanastomose durchgeführt wird. Andernfalls sezieren Sie die Leberarterie / die Hilarregion weiter, um sich auf eine konventionelle Ende-zu-Ende-Anastomose zwischen den Leberarterien des Spenders und des Empfängers vorzubereiten.</li>
		<li>Führen Sie eine Empfängerhepatektomie durch, indem Sie eine atraumatische Gefäßklemme auf die Pfortader legen, gefolgt von atraumatischen Gefäßklemmen an der suprahepatischen Hohlvene inferior (einschließlich des umgebenden Zwerchfells beim kaudalen Zurückziehen der Leber) und der infrahepatischen Hohlvene inferior.</li>
		<li>Durchtrennen Sie alle drei Gefäße in der Nähe des Leberparenchyms. Entfernen Sie die Empfängerleber aus der Bauchhöhle. HINWEIS: Die Klemmung der Gefäße markiert den Beginn der anhepatischen Phase. Während der anhepatischen Phase sind die Schweine hämodynamisch instabil und benötigen relevante Mengen an Vasopressoren/Katecholaminen. Der Anästhesist sollte bereit sein, Noradrenalin und Epinephrin anzuwenden. Halten Sie die Phase bis zur Reperfusion der Leber so kurz wie möglich. Kommunizieren Sie gut mit dem Anästhesisten.</li>
	</ol></li>
	<li>Spenderlebertransplantation<ol><li>Legen Sie die Spenderleber in die Bauchhöhle. Verkürzen Sie die suprahepatische Vena cava inferior des Spenders und/oder Empfängers auf eine angemessene Länge und vermeiden Sie dabei Knicken oder zu starke Verspannungen auf der Anastomose.</li>
		<li>Legen Sie eine einzelne Naht als Stützfaden (5-0 Monofilament) und passen Sie die rechte Ecke der suprahepatischen Vena cavae inferior des Spenders und Empfängers an. Beginnen Sie die dorsale Seite der Anastomose von der linken Ecke des Gefäßes (der Gefäße) mit einer laufenden Naht (5-0 Monofilament, doppelarmig).</li>
		<li>Wenn Sie die rechte Ecke erreichen, entfernen Sie den Stützfaden, sichern Sie die laufende Naht mit einer Klemme und fahren Sie mit der ventralen Seite der Anastomose fort, die wiederum von der linken Ecke des (der) Gefäße(s) beginnt. Ziehen Sie die Naht mit mehreren Knoten an, ohne den Gefäßdurchmesser einzuengen, um eine Stenose zu vermeiden.</li>
		<li>Verkürzen Sie die Spender- und/oder Empfängerpfortader auf eine angemessene Länge und vermeiden Sie dabei Knicken oder zu starke Spannungen auf der Anastomose.</li>
		<li>Führen Sie eine vaskuläre Anastomose der Spender- und Empfängerpfortader analog zu den Schritten 3.3.2-3.3.3 mit einer 6-0 monofilen, doppelarmigen Naht durch.</li>
		<li>Führen Sie die porto-venöse Reperfusion durch, indem Sie die Gefäßklemme entfernen, die Empfängerportalvene verschließen und die infrahepatische Vena cava inferior des Spenders mit einer Gefäßklemme verschließen, nachdem Sie etwa 200-400 ml Blut abgelassen haben. Entfernen Sie langsam die Gefäßklemme, die den Empfänger suprahepatische Vena cava inferior verschließt, und suchen Sie nach aktiven Blutungen. HINWEIS: Das Entfernen beider Klemmen markiert das Ende der anhepatischen Phase. Die benötigte Menge an Katecholaminen sollte kurz darauf deutlich abnehmen.</li>
		<li>Verkürzen Sie die infrahepatische Vena cava inferior des Spenders und/oder Empfängers. Führen Sie eine vaskuläre Anastomose der infrahepatischen Vena cavae inferior des Spenders und Empfängers analog zu den Schritten 3.3.2-3.3.3 mit einer 5-0 monofilen, doppelarmigen Naht durch. Entfernen Sie die Klemmen, die die infrahepatische Vena cavae inferior verschließen.</li>
		<li>Bereiten Sie ein elliptisches Aortenpflaster (Carrel Patch) mit einem Durchmesser von ca. 1-1,5, cm je nach anatomischen Gegebenheiten mit einer Schere vor. Klemmen Sie die Bauchaorta mit einer atraumatischen Cooley-Gefäßklemme und machen Sie einen Schnitt mit einem Skalpell. Vergrößern Sie den Schnitt mit einer Schere, um das Pflaster anzupassen.</li>
		<li>Beginnen Sie die Aortenanastomose mit einer laufenden Naht (6-0 Monofilament, doppelarmig) an der Schädelecke des Schnitts / Pflasters. Wenn Sie die Schwanzecke erreichen, sichern Sie die Laufnaht mit einer Klemme und vervollständigen Sie die Anastomose wieder beginnend an der Schädelecke. Ziehen Sie die Naht mit mehreren Knoten fest und entfernen Sie langsam die Gefäßklemme. HINWEIS: Das Klemmen der Bauchaorta beeinflusst den Blutdruck des Schweins erheblich. Kommunizieren Sie gut mit dem Anästhesisten.</li>
		<li>Legen Sie eine hämostatische Gaze um die arterielle Anastomose. Legen Sie einen Katheter in den Gallengang und sichern Sie ihn mit einer einzigen Ligatur. Achten Sie darauf, den Durchmesser des Katheters nicht zu verdecken.</li>
		<li>Schließen Sie den Bauch vorübergehend, indem Sie die Muskelfaszie und die Haut mit einer laufenden Naht anpassen und den Bauch mit Frischhaltefolie und/oder Vorhängen abdecken, um Wärmeverlust zu vermeiden. HINWEIS: Wenn die wissenschaftlichen Ziele ein chronisches Modell erfordern, führen Sie eine End-to-End-Anastomose zwischen dem Gallengang von Spender und Empfänger durch, schließen Sie den Bauch mit separaten Laufnähten für das Peritoneum und die Muskelfaszie und schließen Sie die Haut mit einzelnen Nähten.</li>
		<li>Am Ende der Nachuntersuchung injizieren Sie eine tödliche Dosis von 5.000 mg Pentobarbital-Natrium zur intraoperativen Euthanasie.</li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Jüngste technische Entwicklungen wie die Einführung der maschinellen Perfusion haben das Potenzial, den Bereich der Lebertransplantation zu revolutionieren. Um Transplantataufbereitungs- oder Modifikationskonzepte in klinische Umgebungen zu übersetzen, sind reproduzierbare Transplantationsmodelle bei Großtieren unumgänglich.
Nach der ersten Einführung der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen haben mehrere Autoren in den letzten fünf Jahrzehnten an der Verbesserung dieser Techniken gea...

Die Lebertransplantation ist nach wie vor die einzige Überlebenschance bei einer Vielzahl verschiedener Erkrankungen, die zu akutem oder chronischem Leberversagen führen. Seit seiner ersten erfolgreichen Anwendung bei der Menschheit im Jahr 1963 durch Thomas E. Starzl hat sich das Konzept der Lebertransplantation zu einer zuverlässigen Behandlungsoption entwickelt, die weltweit angewendet wird, hauptsächlich aufgrund von Fortschritten im Verständnis des Immunsystems, der Entwicklung der modernen Immunsuppression und der Optimierung der perioperativen Versorgung und chirurgischen Techniken 1,2 . Die alternde Bevölkerung und eine höhere Nachfrage nach Organen haben jedoch zu Spenderengpässen geführt, wobei in den letzten Jahrzehnten vermehrt marginale Transplantate von Spendern mit erweiterten Kriterien verwendet wurden und neue Herausforderungen aufgetreten sind. Es wird angenommen, dass die Einführung und weit verbreitete Einführung der Organmaschinenperfusion eine Reihe von Möglichkeiten in Bezug auf die Transplantataufbereitung und -modulation eröffnet und dazu beiträgt, Organengpässe zu mildern und die Wartelistensterblichkeit zu senken 3,4,5,6.
Um diese Konzepte und ihre Wirkungen in vivo bewerten zu können, sind translationale Transplantationsmodelle notwendig7. 1983 stellten Kamada et al. ein effizientes orthotopes Lebertransplantationsmodell bei Ratten vor, das seitdem von Arbeitsgruppen auf der ganzen Welt umfassend modifiziert und angewendet wurde 8,9,10,11. Das orthotope Lebertransplantationsmodell bei Mäusen ist technisch anspruchsvoller, aber auch wertvoller in Bezug auf die immunologische Übertragbarkeit und wurde erstmals 1991 von Qian et al.12 beschrieben. Trotz der Vorteile in Bezug auf Verfügbarkeit, Tierschutz und Kosten sind Nagetiermodelle in ihrer Anwendbarkeit im klinischen Umfeld begrenzt7. Daher sind große Tiermodelle erforderlich.
In den letzten Jahren sind Schweine aufgrund ihrer anatomischen und physiologischen Ähnlichkeit mit dem Menschen zur wichtigsten Tierart geworden, die für die translationale Forschung verwendet wird. Darüber hinaus könnten die derzeitigen Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation die Bedeutung von Schweinen als Forschungsobjekte weiter erhöhen13,14.
Garnier et al. beschrieben bereits 1965 ein Lebertransplantationsmodell bei Schweinen15. Mehrere Autoren, darunter Calne et al. im Jahr 1967 und Chalstrey et al. im Jahr 1971, berichteten anschließend über Modifikationen, die letztendlich zu einem sicheren und praktikablen Konzept der experimentellen Schweinelebertransplantation in den folgenden Jahrzehnten führten 16,17,18,19,20,21.
In jüngerer Zeit haben verschiedene Arbeitsgruppen Daten zu aktuellen Fragen der Lebertransplantation mit einer Technik der porcinen orthotopen Lebertransplantation geliefert, die fast immer einen aktiven oder passiven veno-venösen, d.h. Porto-Caval-Bypass19,22 umfasst. Grund hierfür ist eine artspezifische Unverträglichkeit gegenüber der Klemmung der Vena cava inferior und der Pfortader während der anhepatischen Phase aufgrund eines vergleichsweise größeren Darms und weniger Porto-Caval- oder Cavo-Caval-Shunts (z.B. Fehlen einer Vena azygos), was zu einer erhöhten perioperativen Morbidität und Mortalität führt23. Vena cava inferior-schonende Transplantationstechniken, die bei menschlichen Empfängern als Alternative angewendet werden, sind nicht durchführbar, da die porcine Vena cava inferior von Lebergewebe umgeben ist23.
Die Verwendung eines veno-venösen Bypasses erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität in einem bereits anspruchsvollen chirurgischen Eingriff weiter und verhindert daher möglicherweise die Implementierung des Modells insgesamt. Abgesehen von den direkten physiologischen und immunologischen Auswirkungen eines Bypasses haben einige Autoren auf die signifikante Morbidität wie Blutverlust oder Luftembolie während der Shuntplatzierung und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie hingewiesen, die möglicherweise kurz- und langfristige Ergebnisse nach dem Engraftment beeinflusst24,25.
Das folgende Protokoll beschreibt eine einfache Technik der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen nach statischer Kühllagerung von Spenderorganen für 20 h, die erweiterte Kriterien für Spenderbedingungen ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Transplantation darstellt, einschließlich Spenderleberbeschaffung, Backtable-Vorbereitung, Empfängerhepatektomie und anästhesilogisches prä- und intraoperatives Management.
Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für chirurgische Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane und damit verbundene immunologische Mechanismen konzentrieren.

<table><tbody><tr><td>Abdominaler Retraktor</td><td>Kein Firmenname verfügbar</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Aortenklemme, gerade</td><td>Firma Martin</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Arterieller Blutprobennehmer Aspirator (safePICOAspirator) 1,5 mL</td><td>Radiometer Medical ApS</td><td>956-622</td><td></td></tr><tr><td>Atropin (Atropinsulfat 0,5 mg/1 mL)</td><td>B.Braun</td><td>648037</td><td></td></tr><tr><td>Backhausklemme</td><td>Bernshausen</td><td>BF432</td><td></td></tr><tr><td>Bipolare Pinzette, 23 cm&nbsp;</td><td>SUTTER</td><td>780222 SG</td><td></td></tr><tr><td>Schüssel 5 L, 6 L, 9 L</td><td>Chiru-Instrumente</td><td>35-114327</td><td></td></tr><tr><td>Braunol Braunoderm</td><td>B.Braun</td><td>3881059</td><td></td></tr><tr><td>Bulldog Klemme</td><td>Aesculap</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Knopfcanula</td><td>Krauth + Timmermann GmbH</td><td>1464LL1B</td><td></td></tr><tr><td>Calciumgluconat (2,25 mmol/10 mL (10%))</td><td>B.Braun</td><td></td><td></td>2353745</tr><tr><td>Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)</td><td>Fresenius Kabi AG</td><td>9108471</td><td></td></tr><tr><td>Zentraler Venenkatheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm</td><td>Arrow</td><td>AD-24703</td><td></td></tr><tr><td>Klemme</td><td>INOX</td><td>B-17845&nbsp; /&nbsp; BH110&nbsp; / B-481</td><td></td></tr><tr><td>Klemme</td><td>Aesculap</td><td>AN909R</td><td></td></tr><tr><td>Klemme, 260 mm</td><td>Fehling Instruments GMbH & Co.KG</td><td>ZAU-2</td><td></td></tr><tr><td>Clip-Pinzette, mittel</td><td>Ethicon</td><td>LC207</td><td></td></tr><tr><td>Clip-Pinzette, klein</td><td>Ethicon&nbsp;</td><td>LC107</td><td></td></tr><tr><td>CPDA-1 Lösung</td><td>Fresenius Kabi AG</td><td>41SD09AA00</td><td></td></tr><tr><td>Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Lösung)</td><td>Dr.Franz K&ouml; hler Chemie GmbH</td><td>2125921</td><td></td></tr><tr><td>Präparierschere</td><td>LAWTON&nbsp; 05-0641&nbsp;</td><td>Keine Katalognummer vorhanden</td><td></td></tr><tr><td>Präparierschere, 180 mm</td><td>Metzenbaum&nbsp;</td><td>BC606R</td><td></td></tr><tr><td>Endotrachealtubus 8,0 mm</td><td>Covetrus</td><td>800764</td><td></td></tr><tr><td>Epinephrin (Adrenalin 1:1000)</td><td>InfectoPharm</td><td>9508734</td><td></td></tr><tr><td>Falcon Tuben 50ml</td><td>Greiner&nbsp;</td><td>227 261 L</td><td></td></tr><tr><td>Femoralis-Klemme</td><td>Ulrich</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl 0,1mg</td><td>PanPharma</td><td>00483</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette, anatomisch</td><td>Martin</td><td>12-100-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette, anatomisch, 250 mm</td><td>Aesculap</td><td>BD052R</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette, anatomisch, 250 mm</td><td>Aesculap</td><td>BD032R</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette, anatomisch, 250 mm&nbsp;</td><td>Aesculap</td><td>BD240R</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette, chirurgisch</td><td>Bernshausen</td><td>BD 671</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette, chirurgisch</td><td>INOX</td><td>B-1357</td><td></td></tr><tr><td>G40 Lösung</td><td>Serag Wiessner</td><td>10755AAF</td><td></td></tr><tr><td>Gelafundin ISO Lösung 40 mg/mL</td><td>B. Braun</td><td>210257641</td><td></td></tr><tr><td>Führungsdraht mit Markierung</td><td>Pfeil</td><td>14F21E0236</td><td></td></tr><tr><td>Blutstillende Gaze ("Tabotamp" &nbsp; 5 x 7,5 cm)</td><td>Ethicon</td><td>474273</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium 25.000IE</td><td>Ratiopharm</td><td>W08208A</td><td></td></tr><tr><td>Hico-Aquatherm 60</td><td>Hospitalwerk</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Infusionsset Intrafix</td><td>B.Braun</td><td>4062981 L</td><td></td></tr><tr><td>Intrafix SafeSet 180 cm</td><td>B.Braun</td><td>4063000</td><td></td></tr><tr><td>Introcan Sicherheit, 18 G&nbsp;</td><td>B.Braun</td><td>4251679-01</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran CP</td><td>CP-Pharma</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td> Venenkatheter mit <td></td></tr><tr><td>großem Durchgang, 7Fr.</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>I301F7</td><td></td></tr><tr><td>Ligaclip, mittel</td><td>Ethicon</td><td>LT200</td><td></td></tr><tr><td>Ligaclip, klein</td><td>Ethicon&nbsp;</td><td>LT100</td><td></td></tr><tr><td>Materialschere</td><td>Martin&nbsp;</td><td>11-285-23</td><td></td></tr><tr><td>Methylprednisolon (Urbason Solubile forte 250 mg)</td><td>Sanofi</td><td>7823704</td><td></td></tr><tr><td>Monopolar ERBE ICC 300</td><td>Fa. Erbe</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>NaCl-Lösung (0,9%)</td><td>Baxter</td><td>1533</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Aesculap</td><td>BM36</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Aesculap</td><td>BM035R</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Aesculap</td><td>BM 67</td><td></td></tr><tr><td>Neutralelektrode</td><td>Erbe Elektromedizin GmbH T&uuml; bingen</td><td>21191 - 060</td><td></td></tr><tr><td>Noradrenalin (Sinora)</td><td>Sintetica GmbH</td><td>04150124745717</td><td></td></tr><tr><td>Omniflush Sterile Feilen 10 mL</td><td>B.Braun</td><td>3133335</td><td></td></tr><tr><td>Original Perfusorlin 300 cm</td><td>B.Braun</td><td>21E26E8SM3</td><td></td></tr><tr><td>Stützklemme</td><td>INOX</td><td>BH 959</td><td></td></tr><tr><td>Stützklemme</td><td>Ulrich</td><td>CL 2911</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital-Natrium (Freisetzung 500 mg/ml)</td><td>WDT, Garbsen</td><td>21217</td><td></td></tr><tr><td>Perfuser</td><td>B.Braun</td><td>49-020-031</td><td></td></tr><tr><td>Perfusor Spritze 50 mL</td><td>B.Braun</td><td>8728810F</td><td></td></tr><tr><td>Petrischalen &nbsp; 92 x 17 mm</td><td>Nunc</td><td>150350</td><td></td></tr><tr><td>Poole Absauginstrument Argyle flexibel</td><td>Covidien, Mansfield USA</td><td>20C150FHX</td><td></td></tr><tr><td>Kalium Chlorid (7,45%)</td><td>B.Braun</td><td>4030539078276</td><td></td></tr><tr><td>Druckmessset</td><td>Codan pvb Medical GmbH</td><td>957179</td><td></td></tr><tr><td>Propofol (1%)</td><td>CP-Pharma</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>S-Monovette 2,6 mL K3E</td><td>Sarstedt</td><td>04.1901</td><td></td></tr><tr><td>S-Monovette 2,9 mL 9NC</td><td>Sarstedt</td><td>04.1902</td><td></td></tr><tr><td>S-Monovette 7,5 mL Z-Gel</td><td>Sarstedt</td><td>11602</td><td></td></tr><tr><td>Sartinski Klemme</td><td>Aesculap</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Skalpell&nbsp; No.11</td><td>Feder Rasierhobel Co.LTD</td><td>02.001.40.011</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>INOX&nbsp;</td><td>BC 746</td><td></td></tr><tr><td>Seldinger Arterienkatheter</td><td>Pfeil</td><td>SAC-00520</td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat (8,4%)</td><td>B.Braun</td><td>212768082</td><td></td></tr><tr><td>Sterilisationsset ("ProSet Preparation Kit CVC")</td><td>B.Braun</td><td>4899719</td><td></td></tr><tr><td>Sterofundin ISO-Lösung</td><td>B.Braun</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Absaugung</td><td>Dahlhausen</td><td>07.068.25.301</td><td></td></tr><tr><td>Absaugkatheter Aesculap Securat 80</td><td>Aesculap</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Absaugkatheter</td><td>ConvaTec</td><td>5365049</td><td></td></tr><tr><td>Sultamicillin (unsäuerlich: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)</td><td>Pfizer</td><td>DL253102</td><td></td></tr><tr><td>Suprapubischer Harnkatheter, "bronchialis", 50 cm</td><td>ConvaTec</td><td>UK&nbsp; 1F02772</td><td></td></tr><tr><td>Suprasorb ("Toptex lite RK")</td><td>Lohmann & Rauscher</td><td>31654</td><td></td></tr><tr><td>Naht Vicryl 3-0</td><td>Ethicon</td><td>VCP 1218 H</td><td></td></tr><tr><td>Naht Vicryl 4-0</td><td>Ethicon</td><td>V392H</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Prolene 4-0</td><td>Ethicon</td><td>7588 H</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Prolene 5-0, doppelarmig</td><td>Ethicon&nbsp;</td><td>8890 H</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Prolene 5-0, einarmig</td><td>Ethicon&nbsp;</td><td>8720 H</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Prolene 6-0, doppelarmiges</td><td>Ethicon&nbsp;</td><td>7230 H</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Prolene 6-0, einarmig</td><td>Ethicon</td><td>EH 7406 H</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Profil: blau 3-0&nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>EH 7499H</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Safil 2/0</td><td>Aesculap</td><td>C 1038446</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial, Terylene 0</td><td>Serag Wiessner</td><td>353784</td><td></td></tr><tr><td>Spritze 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL</td><td>B.Braun</td><td>4606027V</td><td></td></tr><tr><td>TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm</td><td>Fresenius Kabi AG</td><td>2877101</td><td></td></tr><tr><td>Ultraschall Butterfly IQ+</td><td>Butterfly Network Inc.</td><td>850-20014</td><td></td></tr><tr><td>Beatmungsgerät "Oxylog Dr&auml; ger Fl"</td><td>Dr&auml; ger Medical AG</td><td>Keine Katalognummer verfügbar</td><td></td></tr><tr><td>Yankauer Suction Medline</td><td></td><td>RA19GMD</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil 100 mg/mL&nbsp; (50 mg Zolazepam, 50 mg Tiletamin)</td><td>Virbac</td><td>794-861794861</td><td></td></tr></tbody></table>

schweinelebertransplantation ohne veno-venösen bypass als erweitertes kriterien-spendermodell

Porcine Liver Transplantation Without Veno-Venous Bypass As an Extended Criteria Donor Model

Die Lebertransplantation gilt als Goldstandard für die Behandlung einer Vielzahl tödlicher Lebererkrankungen. Ungelöste Probleme des chronischen Transplantatversagens, des anhaltenden Organspendermangels und des verstärkten Einsatzes marginaler Transplantate erfordern jedoch die Verbesserung aktueller Konzepte, wie z.B. die Implementierung der Organmaschinenperfusion. Um neue Methoden der Transplantataufbereitung und -modulation zu evaluieren, sind translationale Modelle erforderlich. In Bezug auf anatomische und physiologische Ähnlichkeiten mit dem Menschen und die jüngsten Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation sind Schweine zur wichtigsten großen Tierart geworden, die in Transplantationsmodellen verwendet wird. Nach der ersten Einführung eines porcinen orthotopen Lebertransplantationsmodells durch Garnier et al. im Jahr 1965 wurden in den letzten 60 Jahren mehrere Modifikationen veröffentlicht.
Aufgrund spezifischer anatomischer Merkmale wird ein veno-venöser Bypass während der anhepatischen Phase als Notwendigkeit angesehen, um Darmstauung und Ischämie zu reduzieren, was zu hämodynamischer Instabilität und perioperativer Mortalität führt. Die Umsetzung einer Umgehung erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität des Verfahrens. Darüber hinaus wurden zuvor über damit verbundene Komplikationen wie Luftembolien, Blutungen und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie berichtet.
In diesem Protokoll beschreiben wir ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses. Die Transplantation der Spenderleber nach statischer Kältelagerung von 20 h - unter Simulation erweiterter Kriterien für Spenderbedingungen - zeigt, dass dieser vereinfachte Ansatz ohne signifikante hämodynamische Veränderungen oder intraoperative Mortalität und mit regelmäßiger Aufnahme der Leberfunktion (definiert durch Gallenproduktion und leberspezifischen CYP1A2-Metabolismus) durchgeführt werden kann. Der Erfolg dieses Ansatzes wird durch eine optimierte Operationstechnik und ein ausgeklügeltes anästhesiologisches Volumen- und Vasopressormanagement sichergestellt.
Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, damit verbundene immunologische Mechanismen und die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane konzentrieren.

Die in diesem Protokoll vorgestellte Technik hat zuverlässige und reproduzierbare Ergebnisse in Bezug auf die hämodynamische Stabilität und das Überleben der Tiere während des gesamten Verfahrens sowie die Transplantatfunktion im postoperativen Verlauf geliefert.
Zuletzt haben wir das Modell für die Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen und therapeutischen Interventionen zur Milderung schädlicher Auswirkungen im unmittelbaren postoperativen Verlauf angewendet. Nach der Entnahme un...

In diesem Protokoll wird ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation nach statischer Kältelagerung von Spenderorganen für 20 h ohne Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Anpflanzung beschrieben. Der Ansatz verwendet eine vereinfachte Operationstechnik mit Minimierung der anhepatischen Phase und ausgefeiltem Volumen- und Vasopressormanagement.

Schweinelebertransplantation ohne veno-venösen Bypass als erweitertes Kriterien-Spendermodell

Liver transplantation is regarded as the gold standard for the treatment of a variety of fatal hepatic diseases. However, unsolved issues of chronic graft ...

Aktuelle Fragestellungen bei der Lebertransplantation erfordern die Implementierung von Großtiermodellen. Dieses Protokoll beschreibt die Technik der porcinen orthotopen Lebertransplantation ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses. Diese Technik reduziert die logistische und technische Komplexität des Verfahrens erheblich.Darüber hinaus simuliert unser Modell durch die Veredelung der Leber nach 20 Stunden statischer Kühllagerung erweiterte Spenderbedingungen. Beginnen Sie, indem Sie das anästhesierte Spenderschwein in Rückenlage legen und die Gliedmaßen an der Basis des Operationstisches mit elastischen Bändern fixieren. Schrubben Sie die Haut mit einem Antiseptikum und bedecken Sie das Tier mit sterilen Vorhängen.Nachdem Sie den Verlust des Blütenreflexes bestätigt haben, führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, beginnend mit dem Xiphoid-Prozess, indem Sie monopolare Kauterisation verwenden und die falciformen und dreieckigen Bänder mit einer Schere und bipolarer Kauterisation durchtrennen. Nach ausreichender Leberdissektion den linken Teil des Zwerchfells über eine Entfernung von 5 bis 10 Zentimetern mit einer Schere einschneiden, um das Thoraxsegment der absteigen

porcine-liver-transplantation-without-veno-venous-bypass-as-an

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Experimentelle Tierversuche spielen eine zentrale Rolle bei der Entwicklung der klinischen Transplantationspraxis. Das porzine orthotope Lebertransplantationsmodell (OLTx) ähnelt stark den menschlichen Bedingungen und wird häufig in der klinisch orientierten Forschung eingesetzt. Das folgende Protokoll enthält alle Informationen für ein zuverlässiges porzines OLTx-Modell unter Verwendung eines aktiven Porto-Kaval-Jugular-Shunts.

Technik der Schweineleber Beschaffung und orthotopen Transplantation mit einem Active Porto-Kava-Shunt

Schweinemodelle der Organtransplantation bieten eine wichtige Plattform, um Mechanismen der Organerhaltung zu untersuchen. In diesem Artikel wird ein heterotopes Modell der renalen Autotransplantation von Schweinen beschrieben, das es ermöglicht, neue Ansätze zur Verbesserung des Transplantationsergebnisses mit marginalen Nierentransplantaten zu untersuchen.

Heterotope Renal Autotransplantation in einem Schweine-Modell: Eine Schritt-für-Schritt-Protokoll

Hier ist ein Protokoll mit neu arterialized Ratte teilweise Lebertransplantation vorgestellt. Insbesondere war 70 % Leber resezierten in Vivo durch eine aktualisierte Technik des Schiffes-orientierte Hepatektomie. Die leberarterie wurde in einer End-to-Side Weise rekonstruiert. Die Manschette Technik wurde modifiziert, um die Anastomose Infrahepatic Vena Cava verkürzen.

Re Arterialized Ratte teilweise Leber Transplantation mit einem in Vivo Schiff-orientierte 70 % Hepatektomie

Die Rekonstruktion der Suprahepatic Vena Cava (SHVC) bleibt ein schwieriger Schritt in der Ratte orthotopen Leber Transplantation. In diesem Artikel zeigen wir Schritt für Schritt-Protokoll für den Wiederaufbau der SHVC bei Ratten mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik.

Einem Rattenmodell der orthotopen Lebertransplantation mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik für Suprahepatic Vena Cava Wiederaufbau

Das Ziel dieser Studie ist es, das orthotopische Lebertransplantationsmodell der Ratte zu modifizieren, um die Transplantation menschlicher Leber besser darzustellen und das Überleben der Empfänger zu verbessern. Die vorgestellte Methode stellt den hepatischen arteriellen Zufluss wieder her, indem die gemeinsame Leberarterie der Spenderleber mit der richtigen Leberarterie der Empfängerleber verbunden wird.

Reduzierte Komplikationen nach arterieller Wiederverbindung in einem Rattenmodell der orthotopischen Lebertransplantation

Das hier beschriebene Schweinemodell der normothermen maschinellen Perfusion (NMP) der Leber kann erfolgreich zur Untersuchung von NMP als Konservierungsstrategie, als Instrument zur Bewertung der Lebensfähigkeit und als Plattform für die Organreparatur eingesetzt werden. Es hat einen hohen translationalen Wert, ist jedoch technisch anspruchsvoll und arbeitsintensiv.

Normothermische isolierte Leberperfusion bei Schweinen

Dieses Protokoll beschreibt die Methodik zur Etablierung eines Schweinemodells unter Verwendung einer variablen temperaturgesteuerten maschinellen Perfusion (MP) zur Erhaltung der Spenderleber, gefolgt von einer orthotopen Lebertransplantation (OLTx). Ziel ist es, die Erfolgsrate von OLTx mittels Spenderspende nach Kreislauftod (DCD) Leber zu fördern und ein stabiles Modell zu etablieren.

Erhalt der Schweinespendeleber nach zirkulatorischem Tod (DCD) durch Perfusion und orthotope Lebertransplantation

Das hier beschriebene heterotope Hilfslebertransplantationsprotokoll der Ratte bietet ein praktisches Untersuchungswerkzeug zur Erforschung der Mechanismen der Abstoßung von Lebertransplantaten. Dieses Modell trägt dazu bei, die chirurgischen Hürden und den Stress der orthotopen Lebertransplantation bei Ratten zu verringern.

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten

Das Protokoll beschreibt hier ein High-Fidelity-Schweinemodell der Herztransplantation nach Spende nach Kreislauftod unter Verwendung einer ex vivo-Perfusion des Allotransplantats.

Ein High-Fidelity-Schweinemodell der orthotopen Herztransplantation nach Spende nach Kreislauftod

Wir präsentieren einen einfach zu etablieren Revision der klassischen Zwei-Manschette Technik zur orthotopen Lebertransplantation in der Ratte.

Lebertransplantation bei der Ratte

Lernen Sie eine vereinfachte orthotope Lebertransplantation beim Schwein ohne veno-venösen Bypass. Diese Methode reduziert die anhepatische Phase und simuliert erweiterte Kriterien-Spenderbedingungen nach 20 Stunden statischer Kältespeicherung.

Schweinelebertransplantation ohne veno-venösen Bypass als erweitertes Kriterien-Spendermodell

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