Standardisierung des Transfers zwischen Laboren zwischen Durchflusszytometern zum Nachweis von Lymphozyten bei mit japanischer Enzephalitis geimpften Kindern

Die Standardisierungsmethode des Durchflusszytometers bietet einen praktikablen Ansatz für die gegenseitige Akkreditierung von Laborergebnissen und stellt die Konsistenz der Ergebnisse mit Forschungsprojekten über mehrere Zentren hinweg sicher. Die Methode zur Minimierung des Zeitaufwands ist einfach auszuführen, ist für die Automatisierung ausgestattet, analysiert die Vorlage und kann die Anforderungen an die Datenanalyse drastisch reduzieren. Beginnen Sie mit der Erstellung einer neuen Konfiguration in der Software des Zytometers A aus dem übertragenden Labor, indem Sie auf die Schaltfläche Zytometer klicken und Konfigurationen anzeigen auswählen.

Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf den Basiskonfigurationsordner in der Konfigurationsliste, wählen Sie Neuer Ordner und benennen Sie ihn um. Erstellen Sie als Nächstes eine neue Konfiguration, indem Sie mit der rechten Maustaste auf die Basiskonfiguration klicken und diese kopieren. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf den neuen Ordner und fügen Sie die Basiskonfiguration ein, bevor Sie die neue Konfiguration umbenennen. Standardisierte Methodenübertragung"Ziehen Sie den Parameternamen, z. B. FETC, aus der Parameterliste auf den entsprechenden Detektor 530/30, und bearbeiten Sie auch zusätzliche Parameter in der neuen Konfiguration.

Um das Experiment im übertragenden Labor zu standardisieren, führen Sie eine Leistungsprüfung mit diesem Zytometer A-Setup durch und verfolgen Sie die Kügelchen, um sicherzustellen, dass das Zytometer A eine gute Leistung erbringt. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf die Einstellungen des Zytometers A im Browserfenster der Software und erstellen Sie ein Arbeitsblatt, indem Sie die Anwendungseinstellungen auswählen. Verwenden Sie dann eine ungefärbte Probe, um die Photomultiplierröhre oder die PMT-Spannungen des Vorwärtsstreubereichs (FSC) und des Seitenstreubereichs (SSC) sowie aller Fluoreszenzparameter einzustellen.

Speichern Sie die Anwendungseinstellungen, indem Sie mit der rechten Maustaste auf die Einstellungen des Experimentzytometers klicken und Anwendungseinstellungen auswählen. Um Kompensationssteuerungen automatisch hinzuzufügen, klicken Sie auf die Schaltfläche "Experiment" und wählen Sie das Menü "Kompensationseinstellungen" aus, bevor Sie "Kompensationssteuerungen erstellen" auswählen. Zeichnen Sie Daten für alle Kompensationskontrollperlen auf.

Wenn Sie fertig sind, klicken Sie auf das Experiment und wählen Sie die Kompensationseinrichtung, berechnen Sie die Kompensation automatisch, bevor Sie die Daten für Einzelzell-gefärbte Kontrollen aufzeichnen. Verwenden Sie CD45 RAA APC, um den Kompensationswert von R7-18 auf 15 % APC zu ändern, verwenden Sie CD19 BB700, um den Kompensationswert von APC H7 auf 14 % BB700 zu ändern, und verwenden Sie CD8 R7-18, um den Kompensationswert von APC H7 auf 60 % R7-18 zu ändern. Nachdem Sie die Daten für die CST-Kügelchen aufgezeichnet haben, erstellen Sie ein globales Arbeitsblatt der Zielwertvorlage für die hellen CST-Kügelchen, führen Sie anschließend die Proben auf dem Durchflusszytometer-Array aus und sammeln Sie 25.000 Lymphozyten.

Erstellen Sie ein globales Arbeitsblatt der Analysevorlage für die Proben und speichern Sie die Versuchsvorlage auf dem Zytometer A.Exportieren Sie die Versuchsvorlage mit der CD-ROM. Um die experimentelle Vorlage auf das Zytometer B im Testlabor zu übertragen, führen Sie eine Leistungsprüfung mit CST-Beads durch, um sicherzustellen, dass das Zytometer B eine gute Leistung erbringt. Importieren Sie die Versuchsvorlage aus dem Zytometer A und erstellen Sie mit der Vorlage ein Experiment für das Zytometer B.

Mit der gleichen Menge an CST-Beads werden die Fluoreszenzparameterspannungen für jeden Fluoreszenzkanal so eingestellt, dass sie mit dem vorherigen MFI-Gerät übereinstimmen. Passen Sie bei Bedarf die FSC-Spannung mit der ungefärbten Probe an. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf die Einstellungen des experimentellen Zytometers und wählen Sie die Anwendungseinstellungen, um die Anwendungseinstellungen zu speichern.

Ändern Sie als Nächstes den Kompensationswert von R7-18 mit CD45 RA APC auf 15%APC. Verwenden Sie CD19 BB700, um den Kompensationswert von APC H7 auf 24 % BB700 zu ändern. Und verwenden Sie CD8 R7-18, um den Kompensationswert von APC H7 auf 60% R7-18 zu ändern.

Führen Sie nach der Änderung des Kompensationswerts die Proben auf dem Durchflusszytometer B durch und sammeln Sie 25.000 Lymphozyten. In einem globalen Arbeitsblatt der Zielwertvorlage für die Einrichtung und Verfolgung des Zytometers oder CST Bright Beads wurden die Histogrammdiagramme von 10 Fluoreszenzkanälen erhalten, der Zielwert für jeden Parameter wurde angezeigt, indem der Median innerhalb der Histogrammgatter angezeigt wurde. Die Punktdiagramme der Probe, die mit dem Zytometer A und B nach der Standardisierung des Instruments erhalten wurden, zeigten die Konsistenz der Daten zwischen verschiedenen Instrumenten unter Verwendung einer automatischen Analysevorlage.

Es wurde kein signifikanter Unterschied beobachtet, wenn die Ergebnisse von sechs Proben mit zwei verschiedenen Instrumentenmodellen verglichen wurden. Die Ergebnisse von 15 lymphatischen Untergruppen, die mit der standardisierten Methode aus verschiedenen Instrumenten gewonnen wurden, lieferten hochgradig vergleichbare Daten. Derselbe Konfigurationsname, das Erstellen der Vorlage und das Erstellen der Ecotech-Werte von Sicherheitsperlen in verschiedenen Instrumenten sind wichtige Schritte in diesem Protokoll.