Name: Charakterisierung der Gefäßmorphologie der neovaskulären altersbedingten Makuladegeneration durch Indocyaningrün-Angiographie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-08-11T14:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 14 s
Description: Erfahren Sie die Charakterisierung der Gefäßmorphologie bei neovaskulärer altersbedingter Makuladegeneration durch Indocyaningrün-Angiographie in einem laserinduzierten Mausmodell. Diese Methode ermöglicht die Unterscheidung zwischen kapillären und arteriolären CNV-Läsionen.

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Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der BrightFocus Foundation, der Retina Research Foundation, der Mullen Foundation und des Sarah Campbell Blaffer Endowment in Ophthalmology an YF, den NIH-Kernzuschuss 2P30EY002520 an das Baylor College of Medicine und einen uneingeschränkten Zuschuss an die Abteilung für Augenheilkunde am Baylor College of Medicine von Research to Prevent Blindness unterstützt.

Die in dieser Studie durchgeführten Tierversuche wurden von den Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) am Baylor College of Medicine genehmigt. Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Erklärung der Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) für die Verwendung von Tieren in der Augen- und Sehforschung durchgeführt. Für die vorliegende Studie wurden junge (7-9 Wochen) und alte (12-16 Monate) männliche und weibliche C57BL/6J-Mäuse verwendet. Die Tiere wurden aus einer kommerziellen Quelle bezogen (siehe Materialtabelle).
1. Vorbereitung des Bildgebungssystems
<ol><li>Positionieren Sie ein Heizkissen auf der Bildgebungsplattform (siehe Materialtabelle), um sicherzustellen, dass die Körpertemperatur der Maus während der Bildgebung aufrechterhalten wird. Aktivieren Sie das Heizkissen und stellen Sie die Temperatur auf 35 °C ein.</li>
	<li>Entfernen Sie die Staubschutzhülle und schalten Sie das Laserscanning-Ophthalmoskop ein. Setzen Sie eine 55°-Linse auf die Maschine.</li>
	<li>Richten Sie die Bildgebungssoftware ein (siehe Materialtabelle) und geben Sie wichtige Informationen ein, einschließlich Genotyp, Geschlecht, Alter usw. Wenn die Bildgebungssitzung beginnt, wählen Sie den IR (Infrarotkanal) für die Aufnahme von ICGA-Bildern.</li>
</ol>2. Vorbereitung der Tiere vor ICGA und FA
<ol><li>Wiegen Sie die Maus, um die erforderliche Anästhesiemenge (Ketamin/Xylazin 70-100/2,5-10 mg/kg, siehe Materialtabelle) zu bestimmen. HINWEIS: Die Optimierung der Dosierung ist entscheidend, da das Stoffwechselprofil zwischen verschiedenen Mausstämmen variiert. Es ist wichtig, die geeignete Dosierung zu bestimmen, um zu vermeiden, dass die Maus vor Abschluss der Bildgebung aufwacht oder das Risiko einer Überdosierung und einer möglichen Tiersterblichkeit besteht.</li>
	<li>Verwenden Sie eine sterile 1-ml-Spritze mit einer 30-32-G-Nadel, um eine Anästhesie durch intraperitoneale Injektion zu verabreichen. Kneifen Sie vorsichtig in eine der Pfoten der Maus, um zu überprüfen, ob die Maus ausreichend betäubt ist. Wenn das Tier eine Reaktion oder Bewegung zeigt, ist es ratsam, zusätzliche Zeit zu warten, bevor Sie mit dem nächsten Schritt fortfahren. So kann sich das Tier einleben und sorgt für optimale Bedingungen für die nachfolgenden Eingriffe.</li>
	<li>Verabreichen Sie 1% Tropicamid ophthalmische Lösungstropfen, um beide Augen der Maus zu erweitern. Warten Sie mindestens 30 s, bevor Sie 0,5% Proparacainhydrochlorid-Tropfen (siehe Materialtabelle) auf beide Augen auftragen, um Augenbewegungen und Blinzeln zu reduzieren. Anschließend Gleitaugengeltropfen auftragen. HINWEIS: Während der gesamten Dauer der Anästhesie ist es wichtig, das Problem der extremen Trockenheit in den Augen der Maus anzugehen, die zu einer Hornhauttrübung führen kann. Diese Opazität erschwert die spätere Bildgebung aufgrund der eingeschränkten Sicht. Um dies zu verhindern, ist es wichtig, kontinuierlich Gleitgeltropfen aufzutragen, um die Augen der Maus mit Feuchtigkeit zu versorgen.</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf ein Heizwasserpad. HINWEIS: Mäuse besitzen ein hohes Verhältnis von Oberfläche zu Volumen, was zu einem erhöhten Wärmeverlust an die Umgebung führt. In Kombination mit dem durch die Anästhesie induzierten Temperaturabfall kann dies ein erhebliches Risiko für die Maus darstellen und möglicherweise zum Tod durch Unterkühlung führen. Es ist wichtig, die notwendigen Vorkehrungen zu treffen, um Unterkühlung zu verhindern und das Wohlbefinden der Maus während des Eingriffs zu gewährleisten.</li>
	<li>Bereiten Sie eine 1:1-Volumenmischung aus 2 mg/ml ICG und 20 mg/ml Fluoresceinfarbstoff vor (siehe Materialtabelle). 250 μl der Mischung durch intraperitoneale Injektion mit einer 1-ml-Spritze und einer 32-g-Nadel verabreichen.<ol><li>Führen Sie die Nadel in den unteren linken Quadranten des Mausbauchs in der Nähe der Hinterbeine in einem Winkel parallel zur Haut der Maus ein, um eine Perforation von Organen zu vermeiden.</li>
		<li>Ziehen Sie den Kolben vorsichtig heraus und stellen Sie sicher, dass kein Blut in die Spritzenkappe eingedrungen ist. Fahren Sie fort, den Farbstoff langsam und gleichmäßig zu injizieren und dabei ein gleichmäßiges Tempo beizubehalten. HINWEIS: Der ICG-Farbstoff muss vor der Verwendung mit einem 0,22-μm-Spritzenvorsatzfilter filtriert werden.</li>
	</ol></li>
</ol>3. ICGA und FA
<ol><li>Legen Sie die Maus auf das Heizkissen der Bildgebungsplattform, um die Bildgebung zu starten.</li>
	<li>Positionieren Sie das Gehäuse der Maus in einem 45-Grad-Winkel zur Kamera und drehen Sie den Kopf leicht nach unten. Dadurch kann der Sehnerv im Zentrum des Kamerafokus stehen.</li>
	<li>Wischen Sie das Auge mit einem Wattestäbchen vorsichtig ab, um die Schicht der Gleitaugentropfen oder -gele auf dem zuerst abgebildeten Auge zu entfernen. Stellen Sie sicher, dass Sie die Gleitgeltropfen sofort nach Abschluss des bildgebenden Verfahrens auftragen. HINWEIS: Es wird nicht empfohlen, das Auge länger als 1 Minute unter Narkose ohne Befeuchtung zu lassen.</li>
	<li>Bewegen Sie die Kamera in Richtung des Mausauges. Wählen Sie den FA-Kanal aus dem Erfassungsmodul aus. Die vom FA-Kanal emittierte Lumineszenz kann verwendet werden, um sich in der Mitte der Maushornhaut zu positionieren, um eine schnellere Platzierung zu ermöglichen.</li>
	<li>Positionieren Sie den Kopf der Maus so, dass der Sehnerv auf dem Bildschirm zentriert ist, ohne dass das Laserscanning-Ophthalmoskop schräg geneigt werden muss. Nehmen Sie geringfügige Anpassungen an der Kopfposition der Maus vor, um die gewünschte Ausrichtung zu erreichen.</li>
	<li>Wählen Sie im Erfassungsmodul den ICGA-Kanal aus. Stellen Sie sicher, dass die Laserintensität auf 100 % eingestellt ist, und wählen Sie die Option 55°, die dem entsprechenden Objektiv entspricht. Dies gewährleistet optimale Einstellungen für das Laserscanning-Ophthalmoskop. HINWEIS: Um eine Übersättigung zu vermeiden, kann es erforderlich sein, bei der Bildgebung im Frühstadium eine niedrigere Laserintensität zu verwenden, typischerweise etwa 25 % bis 50 %. Die Einstellung der Laserintensität in diesem Bereich kann dazu beitragen, klare und genaue Bilder aufzunehmen, ohne eine Übersättigung zu verursachen.</li>
	<li>Wenn das Auge den gesamten Bildschirm der Bildgebungssoftware einnimmt, nehmen Sie Anpassungen an den Empfindlichkeits- und Fokuseinstellungen vor, um ein möglichst klares Bild der CNV-Membran zu erhalten.<ol><li>Drehen Sie den runden schwarzen Knopf am Aufnahmemodul, um die Empfindlichkeit des Bildes anzupassen.</li>
		<li>Drehen Sie den Knopf am Ophthalmoskop, um den Fokus einzustellen. Der optimale Fokus für die Visualisierung des retinalen Gefäßsystems mit FA liegt typischerweise im Bereich von 35-45 dpt (Dioptrien). Andererseits liegt der ideale Fokus für die Visualisierung der Aderhaut mit ICGA im Allgemeinen zwischen 10-15 D. HINWEIS: Aufgrund der unterschiedlichen Größen der CNV-Membran kann es erforderlich sein, den Fokus in 10-30 D einzustellen, um eine optimale Abbildung der Gefäßmorphologie zu erhalten.</li>
	</ol></li>
	<li>Nachdem der Fokus und die Empfindlichkeit eingestellt wurden, um das bestmögliche Bild zu erzielen, drücken Sie die runde schwarze Taste am Aufnahmemodul, um das Bild zu normalisieren. Sobald die Normalisierung abgeschlossen ist (alle Bilder erfasst), klicken Sie auf die Schaltfläche "Erfassen " auf dem Touchscreen-Bedienfeld, um das Bild zu speichern. Es kann erforderlich sein, die Kamera zu bewegen, um CNV aus verschiedenen Blickwinkeln abzubilden. Die Maus kann auch in verschiedenen Positionen ausgerichtet werden, um das beste Bild der CNV-Läsion zu erhalten. HINWEIS: Möglicherweise muss der Fokus oder die Positionierung des Laserscanning-Ophthalmoskops neu eingestellt werden, wenn das Gefäßsystem weiter vom Sehnerv entfernt betrachtet wird.</li>
	<li>Wechseln Sie mit dem Erfassungsmodul zurück zum FA-Kanal . Führen Sie die gleichen Schritte aus, die in den Schritten 3.6-3.7 aufgeführt sind, um die Empfindlichkeit und den Fokus jedes Bildes anzupassen und die Leckage der CNV-Läsion zu erfassen. Anmerkungen: Stellen Sie sicher, dass die richtige Empfindlichkeit ausgewählt ist, um eine Übersättigung der CNV-Leckage zu vermeiden und den Leckbereich künstlich zu vergrößern.</li>
	<li>Stellen Sie sich die "frühe Phase" von ICGA und FA 3-4 Minuten nach der Injektion vor. HINWEIS: Die "frühe Phase" ist die Zeit, in der das Aderhautgefäßsystem klar und deutlich zu sehen ist. Während der mittleren Phase, die typischerweise zwischen 4 und 8 Minuten auftritt, sind die Netzhaut- und Aderhautgefäße viel stärker verblasst und diffus. Mit Beginn der Spätphase (>8-10 min) werden sowohl die Aderhaut- als auch die Netzhautgefäße nicht mehr zu erkennen. Hyperfluoreszierende CNV-Läsionen zeigen jedoch einen maximalen Kontrast gegen den verminderten Hintergrund. Diese genannten Zeitpunkte sind variabel und hängen von der Konzentration und Menge des injizierten ICG-Farbstoffs ab. Eine größere Menge an ICG-Farbstoff neigt dazu, die Zeitachse jeder Phase zu verlängern und deutlichere Gefäße zu erzeugen. Eine Phase sollte auf der Grundlage der oben aufgeführten Hauptmerkmale und nicht auf einer absoluten Zeit definiert werden.</li>
	<li>Sobald alle Bilder aufgenommen wurden, tragen Sie ein Gel-Gleitmittel oder eine Salbe auf das Auge der Maus auf und überwachen Sie die Maus auf dem Heizkissen sorgfältig, um sich zu erholen. Normalerweise dauert es 1,5 Stunden, bis sich die Maus vollständig erholt hat.</li>
	<li>Setzen Sie die Mäuse wieder in ihre Käfige und den dafür vorgesehenen Haltebereich, sobald sie sich vollständig von der Narkose erholt haben und wach sind.</li>
	<li>Exportieren Sie die Bilder vor dem Herunterfahren des Bildgebungssystems und des Lasers als TIFF- oder JPEG-Dateien für die anschließende Analyse.</li>
</ol>4. RPE/Aderhaut-Flatmount und Färbung
<ol><li>Fixieren Sie die Augen über Nacht in 4% Paraformaldehyd. Waschen Sie die Augen dreimal mit PBS. Entfernen Sie die Linse und die Hornhaut.</li>
	<li>Die Augen in Blockierungslösung (10 % Rinderserumalbumin, 0,6 % Triton X-100 in PBS) 1 h bei Raumtemperatur inkubieren. Wiederholen Sie die PBS-Wäsche dreimal.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Augen mit Isolektin GS-IB4 Alexa-Mehl 568 Konjugat und Anti-α-Glattmuskel-Aktin-Antikörper (siehe Materialtabelle) über Nacht in der Blockierungslösung.</li>
	<li>Dreimal mit PBS waschen. Inkubieren Sie die Proben mit einem Alexa Fluor 488 Ziegen-Anti-Kaninchen-Sekundärantikörper (siehe Materialtabelle) für 2 Stunden bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Führen Sie 4 radiale Schnitte vom Rand bis zum Äquator durch. Entfernen Sie vorsichtig die Netzhaut17. HINWEIS: Es muss darauf geachtet werden, dass sich die neovaskuläre Membran nicht versehentlich löst.</li>
	<li>Montieren Sie die flach montierte Aderhaut auf einem Glasobjektträger. Visualisieren Sie die CNV mit konfokaler Mikroskopie.</li>
</ol>

Charakterisierung verschiedener Läsionstypen von laserinduzierter CNV bei Mäusen

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Diese Studie demonstrierte die Verwendung der Indocyaningrün-Angiographie (ICGA) zur Identifizierung der vaskulären Morphologie der arteriolären und kapillaren choroidalen Neovaskularisation (CNV) in Mausmodellen mit laserinduzierter CNV. Die hämoglobingebundenen und infraroten Lichteigenschaften des Farbstoffs Indocyaningrün (ICG) ermöglichten den Nachweis der CNV-Morphologie, was mit der Fluoreszenzangiographie (FA), der aktuellen Methode der Forschungsgemeinschaft, nur schwer zu erreichen ist.
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Die altersbedingte Makuladegeneration (AMD) ist eine weit verbreitete Erkrankung, die bei älteren Menschen zu schwerem Sehverlust führt1. Allein in den Vereinigten Staaten wird sich die Zahl der AMD-Patienten voraussichtlich verdoppeln und bis 2050 fast 22 Millionen erreichen, verglichen mit den derzeitigen 11 Millionen. Weltweit wird die geschätzte Zahl der AMD-Fälle bis 2040 voraussichtlich 288 Millionen erreichen2.
Die choroidale Neovaskularisation (CNV), auch bekannt als "feuchte" oder neovaskuläre AMD, kann aufgrund der Bildung abnormaler Blutgefäße unter der zentralen Netzhaut verheerende Auswirkungen auf das Sehvermögen haben. Dies führt zu Blutungen, Netzhautexsudation und erheblichem Sehverlust. Die Einführung von Therapien mit antivaskulärem endothelialem Wachstumsfaktor (VEGF), die auf extrazelluläres VEGF abzielen, hat die CNV-Behandlung revolutioniert. Trotz dieser Fortschritte zeigen jedoch bis zu 50 % der Patienten ein suboptimales Ansprechen auf diese Therapien, mit anhaltender Krankheitsaktivität wie Flüssigkeitsansammlung und ungelösten oder neuen Blutungen 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14.
Klinische Studien haben gezeigt, dass die Anti-VEGF-Resistenz bei CNV-Patienten häufig dem Vorhandensein einer arteriolären CNV entspricht, die durch großkalibrige verzweigte Arteriolen, Gefäßschlingen und Anastomosenverbindungen gekennzeichnetist 9. Eine wiederholte Anti-VEGF-Behandlung kann zur Gefäßanomalisierung, zur Entwicklung einer arteriolären CNV und letztendlich zur Resistenz gegen Anti-VEGF-Therapien beitragen14,15. Bei arteriolärem CNV ist ein anhaltender Flüssigkeitsaustritt wahrscheinlich auf eine erhöhte Exsudation zurückzuführen, die durch unzureichend ausgebildete Tight Junctions an arteriovenösen Anastomosenschleifen verursacht wird, insbesondere unter Bedingungen hoher Durchblutung9. Umgekehrt neigen Personen, die gut auf eine Anti-VEGF-Behandlung ansprechen, dazu, kapillares CNV zu zeigen.
In unseren Studien mit Tiermodellen haben wir gezeigt, dass laserinduziertes CNV bei älteren Mäusen arterioläre CNV entwickelt und eine Resistenz gegen eine Anti-VEGF-Behandlung zeigt16,17. Umgekehrt führt laserinduziertes CNV bei jüngeren Mäusen zur Entwicklung von kapillarem CNV und zu einem hohen Ansprechen auf eine Anti-VEGF-Behandlung. Daher ist es sowohl für mechanistische als auch für therapeutische Untersuchungen von entscheidender Bedeutung, zwischen CNV-Gefäßtypen zu unterscheiden.
In klinischen Umgebungen wird CNV üblicherweise auf der Grundlage von Fluoreszenzangiographie (FA)-Leckagemustern (z. B. Typ 1, Typ 2) klassifiziert, die Fluoreszeinfarbstoff verwenden, um Exsudation zu verfolgen und Bereiche mit pathologischer Leckage zu identifizieren. In der AMD-Forschung wird CNV überwiegend mit FA in Tiermodellen untersucht. Die FA zeigt jedoch nicht die vaskuläre Morphologie von CNV. Darüber hinaus nimmt FA nur Bilder im sichtbaren Lichtspektrum auf und kann das Aderhautgefäßsystem unter dem retinalen Pigmentepithel (RPE) nicht sichtbar machen. Im Gegensatz dazu erleichtert Indocyaningrün (ICG), das eine starke Affinität zu Plasmaproteinen aufweist, die vorherrschende intravaskuläre Retention und ermöglicht die Visualisierung der Gefäßstruktur und des Blutflusses9. Durch die Nutzung der Nahinfrarot-Fluoreszenzeigenschaft von ICG wird es möglich, das Netzhaut- und Aderhautpigment mittels ICG-Angiographie (ICGA) abzubilden. In diesem Zusammenhang wird ein Protokoll vorgestellt, das FA und ICGA kombiniert, um die Leckage und Gefäßmorphologie der laserinduzierten choroidalen Neovaskularisation (CNV) bei jungen und alten Mäusen zu untersuchen, bei denen kapillare und arterioläre CNV beobachtet werden.

<table><tbody><tr><td>32-G Insulinspritze</td><td>MHC Medical Products</td><td>NDC 08496-3015-01</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 Ziegen-Anti-Kaninchen-Sekundärantikörper</td><td>Invitrogen</td><td>&nbsp; A11008</td><td></td></tr><tr><td>Anti- & Alpha-Aktin-Antikörper der glatten Muskulatur</td><td>Abcam</td><td>ab5694</td><td></td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc.</td><td>SC-2323&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J Mäuse (7-9 Wochen)</td><td>The Jackson Laboratory Strain</td><td>#:000664</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescein Sodium Salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MFCD00167039</td><td></td></tr><tr><td>Gaymar T Pump Heat Therapy System</td><td>Gaymar</td><td>TP-500</td><td>Wasserzirkulations-Wärmepumpe für die Genesung von Mäusen nach der Bildgebung</td></tr><tr><td>GenTeal Gel</td><td>Genteal</td><td>NDC 58768-791-15</td><td>Klares Gleitmittel Augengel</td></tr><tr><td>GS-IB4 Alexa-Mehl 568 Konjugat</td><td>Invitrogen</td><td>&nbsp; I21412</td><td></td></tr><tr><td>Heidelberg Eye Explorerer</td><td>Heidelberg Engineering, Deutschland</td><td>HEYEX2</td><td></td></tr><tr><td>Indocyaningrün</td><td>Pfaultz & Bauer</td><td>I01250</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Vedco Inc.</td><td>NDC 50989-996-06</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Acros Organics&nbsp;</td><td></td><td></td>416785000</tr><tr><td>Proparacainhydrochlorid Ophthalmische Lösung (0,5%)</td><td>Sandoz</td><td>NDC 61314-016-01</td><td></td></tr><tr><td>Spectralis Multi-Modality Imaging System</td><td>Heidelberg Engineering, Deutschland</td><td>SPECTRALIS HRA+OCT</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100-1L</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamid ophthalmische Lösung (1%)</td><td>Bausch & Lomb</td><td>NDC 24208-585-64</td><td>Zur Erweiterung der Pupillen</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA 139-236</td><td></td></tr></tbody></table>

charakterisierung der gefäßmorphologie der neovaskulären altersbedingten makuladegeneration durch indocyaningrün-angiographie

Characterization of Vascular Morphology of Neovascular Age-Related Macular Degeneration by Indocyanine Green Angiography

Die altersbedingte Makuladegeneration (AMD) ist eine der Hauptursachen für Erblindung bei älteren Menschen, und ihre Prävalenz nimmt aufgrund der alternden Bevölkerung rapide zu. Die choroidale Neovaskularisation (CNV) oder feuchte AMD, die 10 % bis 20 % aller AMD-Fälle ausmacht, ist für alarmierende 80 % bis 90 % der AMD-bedingten Blindheit verantwortlich. Aktuelle Anti-VEGF-Therapien zeigen bei etwa 50 % der Patienten ein suboptimales Ansprechen. Die Resistenz gegen eine Anti-VEGF-Behandlung bei CNV-Patienten ist häufig mit arteriolärer CNV verbunden, während die Responder tendenziell kapillare CNV haben. Während die Fluoreszenzangiographie (FA) häufig zur Beurteilung von Leckagemustern bei Patienten mit feuchter AMD und Tiermodellen verwendet wird, liefert sie keine Informationen über die Gefäßmorphologie der CNV (arterioläre CNV vs. kapillare CNV). Dieses Protokoll führt die Verwendung der Indocyaningrün-Angiographie (ICGA) zur Charakterisierung von Läsionstypen in laserinduzierten CNV-Mausmodellen ein. Diese Methode ist entscheidend für die Untersuchung der Mechanismen und Behandlungsstrategien für Anti-VEGF-Resistenzen bei feuchter AMD. Es wird empfohlen, ICGA zusammen mit FA zu integrieren, um sowohl die Leckage als auch die vaskulären Merkmale von CNV in mechanistischen und therapeutischen Studien umfassend zu beurteilen.

Gemäß dem Protokoll wurden ICGA und FA an laserinduzierter CNV bei jungen (7-9 Wochen) und alten (12-16 Monate) C57BL/6J-Mäusen durchgeführt. FA liefert Informationen über die Lage und Leckage der CNV-Läsionen (Abbildung 1, linke Felder), während ICGA die vaskuläre Morphologie der CNV-Läsionen zeigt (Abbildung 1, rechte Felder). Bei jungen Mäusen dominiert das kapillare CNV die CNV-Läsionen. Im Gegensatz dazu weisen alte Mäuse eine arterioläre CNV auf, die durch...

Derzeit ist die Fluoreszenzangiographie (FA) die bevorzugte Methode zur Identifizierung von Leckagemustern in Tiermodellen der choroidalen Neovaskularisation (CNV). FA liefert jedoch keine Informationen über die Gefäßmorphologie. Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung der Indocyaningrün-Angiographie (ICGA) zur Charakterisierung verschiedener Läsionstypen von laserinduzierter CNV in Mausmodellen.

Charakterisierung der Gefäßmorphologie der neovaskulären altersbedingten Makuladegeneration durch Indocyaningrün-Angiographie

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of blindness among older individuals, and its prevalence is rapidly increasing due to the aging ...

Wir arbeiten an den Mechanismen und Behandlungsstrategien der altersbedingten Makuladegeneration, einer weit verbreiteten Erkrankung, die bei älteren Menschen zu schwerem Sehverlust führt. Insbesondere entwickeln wir neue Behandlungen, um das Problem der Arzneimittelresistenz gegen die derzeitige Behandlung der Hornhautneovaskularisation, der feuchten AMD, anzugehen. Unser Labor hat kürzlich eine neue Behandlung entwickelt, um die Anti-VEGF-Resistenz bei CNV zu verbessern.Dies wird durch die Verwendung des Maus-CNV-Modells erreicht. Unsere Forschung hat gezeigt, dass alte Mäuse mit laserinduziertem CNV arterioläre CNV entwickeln, die gegen eine Anti-VEGF-Behandlung resistent ist. Im Gegensatz dazu sprechen junge Mäuse mit kapillarem CNV auf die Behandlung an.In der AMD-Forschung wird CNV fast ausschließlich durch Fluoreszenzangiographie untersucht, um Leckagemuster in Tiermodellen aufzudecken. FA zeigt jedoch keine CNV-Gefäßmorphologie und ist daher nicht geeignet, die Anti-VEGF-Resistenz bei AMD zu untersuchen. Der derzeitigen FA-Methode, die für die CNV-Bildgebung verwendet wird, fehlen wichtige Informationen über die vaskuläre Morphologie von CNV-Läsionen, wie z. B. kapillare oder arterioläre CNV.Durch die Kombination von ICGA und FA kann dieses Protokoll jedoch sowohl die CNV-Leckage als auch die Gefäßmorphologie bewerten. Durch die Beurteilung sowohl der Leckage als auch der Morphologie der CNV-Läsion ist es möglich, den zugrunde liegenden Molekülmechanismus in Bezug auf arterioläre CNV zu untersuchen und somit Möglichkeiten zu finden, neue Ziele zur Behandlung von Anti-VEGF-Resistenzen bei AMD-Patienten zu finden.

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Indocyaningrün-Angiographie (ICGA oder) durch Schwanzveneninjektion durchgeführt, bietet hochwertige ICGA Zeitverlauf Bilder, Anomalien in der Maus Aderhaut zu charakterisieren.

Erkennen von Fehlbildungen in Aderhautgefäßsystem in einem Maus-Modell der Altersbedingte Makuladegeneration durch Zeitverlauf Indocyaningrün-Angiographie

Die Netzhaut teilt prominente Ähnlichkeiten mit dem Gehirn und stellt damit ein einzigartiges Fenster zum Gefäßsystem und neuronale Struktur im Gehirn nicht-invasiv zu untersuchen. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, um Demenz mit bildgebenden Verfahren in der Netzhaut zu studieren. Diese Methode kann potenziell in Diagnostik und Risikoabschätzung von Demenz helfen.

Retinale Bildgebung bei der Demenz zu studieren

Hier präsentieren wir Ihnen die Nützlichkeit der längs in-Vivo Bildgebung bei der Nachbereitung der morphologischen Veränderungen der laserinduzierten choroidale Neovaskularisation bei Mäusen.

In Vivo Multimodale Bildgebung und Analyse der laserinduzierten choroidale Neovaskularisation Mausmodell

Wir präsentieren ein Protokoll zur effizienten Bewertung der Aneurysmenperfusion und der Gefäßdurchgängigkeit von Seitenwandaneurysmen bei Ratten und Kaninchen unter Verwendung von Fluorescein-basierter Fluoreszenz-Videoangiographie (FVA). Mit einem positiven Vorhersagewert von 92,6% ist es eine einfache, aber sehr effektive und wirtschaftliche Methode ohne spezielle Ausrüstung erforderlich.

Fluoreszenz-Angiographie zur Bewertung von Aneurysmperfusion und Elternarterienpatenz in Ratten- und Kaninchen-Aneurysmus-Modellen

Wir beschreiben die Auswertung eines Bestimmungskoeffizienten zwischen Gefäß- und Perfusionsdichte des parafovealen oberflächlichen Kapillarplexus, um den Beitrag von Gefäßen, die größer als Kapillaren sind, zur Perfusionsdichte zu identifizieren.

Bewertung des Kapillar- und anderen Gefäßbeitrags zur Makulaperfusionsdichte, gemessen mit optischer Kohärenztomographie-Angiographie

Dieser Artikel beschreibt einen gut etablierten und reproduzierbaren Lektin-Färbungsassay für die gesamten Netzhautpräparate und die Protokolle, die für die quantitative Messung von Gefäßparametern erforderlich sind, die bei proliferativen und nicht-proliferativen Retinopathien häufig verändert sind.

Quantifizierung vaskulärer Parameter in der gesamten Netzhaut von Mäusen mit nicht-proliferativen und proliferativen Retinopathien

Labortests können den prognostischen Wert der auf der longitudinalen optischen Kohärenztomographie (OCT) basierenden multimodalen Bildgebung der altersbedingten Makuladegeneration (AMD) nutzen. Menschliche Spenderaugen mit und ohne AMD werden vor der Gewebeschnittierung mittels OCT, Farbe, Nahinfrarot-Reflexions-Scanning-Laser-Ophthalmoskopie und Autofluoreszenz bei zwei Anregungswellenlängen abgebildet.

Ex Vivo OCT-basierte multimodale Bildgebung menschlicher Spenderaugen zur Erforschung der altersbedingten Makuladegeneration

Der vorliegende Artikel beschreibt die methodischen Überlegungen für mehrere nicht-invasive Beurteilungen der Gefäßfunktion und -morphologie, die in der medizinischen Forschung häufig zur Beurteilung verschiedener Stadien der Atherosklerose verwendet werden.

Einen methodischen Ansatz, um Nicht-invasive Assessments der Gefäßfunktion und Morphologie

Osteoarthritis (OA) oder degenerative Gelenkerkrankung, ist eine schwächende Krankheit mit Schmerzen verbunden, die durch den verfügbaren Analgetika nur teilweise kontrolliert bleibt. Tiermodelle entwickelt werden, unser Verständnis von OA im Zusammenhang mit Schmerzmechanismen zu verbessern. Hier beschreiben wir die Methodik für die monoiodoacetate Modell von OA Schmerzen in der Maus.

Das Monoiodoacetate Modell von Osteoarthritis Schmerzen in der Maus

Das Ziel dieser Studie ist zu beurteilen, ob das Suprachoroidal Transplantat von Fettgewebe Stammzellen in den Stromazellen vaskulären Bruch enthalten und Blutplättchen abgeleitet von Platelet-Rich Plasma durch die Limoli der Netzhaut Restaurierung Technik Sehschärfe verbessern kann und Netzhautempfindlichkeit Antworten in Augen trockene altersbedingte Makuladegeneration betroffen.

Regenerative Therapie durch Suprachoroidal Zelle Autotransplantation in trockene altersbedingte Makuladegeneration: vorläufige In Vivo Bericht

Erfahren Sie die Charakterisierung der Gefäßmorphologie bei neovaskulärer altersbedingter Makuladegeneration durch Indocyaningrün-Angiographie in einem laserinduzierten Mausmodell. Diese Methode ermöglicht die Unterscheidung zwischen kapillären und arteriolären CNV-Läsionen.

Charakterisierung der Gefäßmorphologie der neovaskulären altersbedingten Makuladegeneration durch Indocyaningrün-Angiographie

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