Name: Eine 3D-Visualisierungstechnik für den Knochenumbau in einem Nahtexpansions-Mausmodell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-08-18T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Erfahren Sie die 3D-Visualisierung von Knochenumbau im Nahtexpansions-Mausmodell mittels PEGASOS-Tissue-Clearing und viraler Markierung. Diese Methode ermöglicht die räumlich-zeitliche Analyse von Stammzellverhalten unter mechanischer Belastung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken für die Laborplattform und die Unterstützung des Ear Institute, Shanghai Jiaotong University School of Medicine. Diese Arbeit wurde unterstützt durch das Shanghai Pujiang Program (22PJ1409200); Nationale Naturwissenschaftliche Stiftung Chinas (Nr. 11932012); Postdoktoranden-Stiftung für wissenschaftliche Forschung des Shanghai Ninth People's Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine; Finanzierung des Ninth People's Hospital, das an die Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (JYZZ154) angegliedert ist.

Alle hier beschriebenen experimentellen Verfahren wurden vom Animal Care Committee des Shanghai Ninth People's Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (SH9H-2023-A616-SB) genehmigt. In dieser Studie wurden 4 Wochen alte männliche C57BL/6-Mäuse verwendet. Alle verwendeten Instrumente wurden vor dem Eingriff sterilisiert.
1. Erstellung des Nahtaufweitungsmodells
<ol><li>Vorbereitung von zwei Retentionshaltern.<ol><li>Verwenden Sie 0,014'' australischen Draht oder Edelstahldraht (siehe Materialtabelle), um mit einer leichten Drahtzange eine spiralförmige Schlaufe herzustellen. Der Durchmesser der Schlaufe beträgt 2 mm, und 1 mm Schwanz ist auf zwei Seiten reserviert (Abbildung 1A).</li>
		<li>Sterilisieren Sie die Drähte und Halterungen für die Operation in einem Autoklaven, Plasmasterilisator oder einem geeigneten Kaltsterilisationsmittel (z. B. Glutaraldehyd).</li>
	</ol></li>
	<li>Vorbereitung der Federn.<ol><li>Bereiten Sie kundenspezifische Federn aus Edelstahl vor. HINWEIS: In dieser Studie wird die Druckfeder mit 0,2 mm Drahtdurchmesser, 1,5 mm Außendurchmesser, 1 mm Zwischenraum und 7 mm Länge verwendet (Abbildung 1B). Jede 1 mm Federkompression erhielt einen Schub von ca. 30 g.</li>
		<li>Schneiden Sie die Feder vor dem Einsetzen auf eine verfügbare Länge. Bestätigen Sie die Kraft für die spezielle Feder vor dem Experiment. ANMERKUNG: Die Größen der Federn werden variiert, solange die Kraftgröße in parallelen Experimenten gleich ist. Die Kraft wird mit einem uniaxialen Tischprüfgerät oder einem kleinen elektronischen Leistungsprüfstand (siehe Werkstofftabelle) gemessen, wenn der Zustand begrenzt ist. Die Längenänderung wird auf die Kraftgröße ausgewertet (Abbildung 1C-E). Insbesondere ist es notwendig, den Wert der Federkraftbelastung basierend auf dem Alter, dem Knochenzustand der Maus und den Forschungsobjekten zu ändern.</li>
		<li>Bereiten Sie einen geraden australischen Draht oder geraden Stahldraht von 7 mm Länge vor und stellen Sie zwei Blätter Papier mit einem Durchmesser von 2 mm her, die als Barrieren verwendet werden (Abbildung 1F).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Sagittale Nahterweiterungsoperation
<ol><li>Anästhesie: Betäuben Sie die Mäuse mit Tiletamin (25 mg/kg), Zolazepam (25 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg). Tragen Sie gleichzeitig eine sterile Augensalbe auf die Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern. Beurteilen Sie die Narkosetiefe der Mäuse durch eine Zehenkneife. HINWEIS: Die folgenden Merkmale deuten darauf hin, dass die Maus richtig betäubt ist: langsame und gleichmäßige Atmung, Schwäche der Gliedmaßen, Muskelentspannung, Verschwinden des Hautakupunkturreflexes und des Augenlidreflexes sowie schwächerer Hornhautreflex.</li>
	<li>Fellentfernung und Desinfektion: Entfernen Sie das Fell am Oberkopf vorsichtig mit Haarentfernungscreme; Vermeiden Sie es, die Augen zu berühren. Kurz darauf abwechselnd Jodophor und 75%igen Alkohol verwenden, um die Operationsstelle zu desinfizieren. Verabreichen Sie den Mäusen Meloxicam (1 mg/kg) als Analgesie durch subkutane Injektion.</li>
	<li>Fixierung der Körperposition: Legen Sie die Maus auf die Vorderseite und fixieren Sie die Gliedmaßen mit chirurgischen Bändern auf dem Operationstisch.</li>
	<li>Offenen Kopfhautlappen: Verwenden Sie eine chirurgische Schere, um einen bogenförmigen Lappen entlang der Kopfhaut in der Nähe des Halses der Maus durchzuführen, der die sagittale Naht und den umgebenden Schädel vollständig freilegt. Danach fixieren Sie den Kopfhautlappen mit einer 6-0-Naht auf dem Operationstisch.</li>
	<li>Verkleben Sie die Retentionshalter nach dem Säureätzen.<ol><li>Trocknen Sie den Schädel und ätzen Sie ihn 20 Sekunden lang mit 37%iger Phosphorsäure und verwenden Sie normale Kochsalzlösung, um die Säureätzung zu reinigen (Abbildung 2A). Nach dem Trocknen des Schädels mit dem Gummipipettenkolben sind kalkhaltige Rückstände sichtbar.</li>
		<li>Zementieren Sie die beiden Halter (vorbereitet in Schritt 1.1) auf beiden Seiten der Scheitelknochen 3 mm von den sagittalen Nähten entfernt mit einem lichthärtenden Klebstoff (Abbildung 2B).</li>
	</ol></li>
	<li>Setzen Sie die Kopfhautklappe zurück.<ol><li>Setzen Sie den Kopfhautlappen manuell wieder ein (Abbildung 2C). Beschriften Sie die Position der Halter, schneiden Sie zwei kleine Löcher in die Kopfhaut an der entsprechenden Position der beidseitigen Retentionshalter und setzen Sie dann die flatternde Kopfhaut zurück.</li>
		<li>Führen Sie gleichzeitig die kleinen Schlaufen durch die Löcher, um die Hautoberfläche freizulegen. Vernähen Sie den gekrümmten Schnitt mit einer 6-0-Naht (Abbildung 2D). Für die Regeneration der Haut sind ein bis drei Tage vorgesehen. Meloxicam (1 mg/kg) wird den Mäusen 1 bis 3 Tage lang alle 24 h subkutan injiziert. HINWEIS: Überprüfen Sie nach der Operation täglich die Aktivität der Mäusekopfhaut und ob die Halter abfallen. Es gibt verschiedene Hauttypen in Bezug auf Farbe und Dicke; Die gesunde Kopfhaut behält die ursprüngliche Farbe bei, und die Hautränder verschmelzen nach dem Nähen allmählich miteinander. Wenn eine Infektion der Kopfhaut festgestellt wird oder wenn das chirurgische Gerät abgefallen ist, entfernen Sie die Maus aus der Studie und euthanasieren Sie sie.</li>
	</ol></li>
	<li>Bringen Sie die Feder und den Führungsdraht an.<ol><li>Schneiden Sie die Feder 1 mm länger als den Abstand zwischen den beiden Haltern.</li>
		<li>Drücken Sie die gewählte Druckfeder zusammen und platzieren Sie sie zwischen den kleinen Windungen auf beiden Seiten.</li>
		<li>Führen Sie den Edelstahldraht durch die kleinen Windungen und die Feder und lassen Sie die Feder los, um einen Anfangsschub von etwa 30 g zu erhalten.</li>
		<li>Vergewissern Sie sich, dass die Kopfhaut unter dem Federbereich der Maus nicht komprimiert ist.</li>
		<li>Nachdem Sie sich vergewissert haben, dass die Verklebung fest und locker ist, kleben Sie zwei Papierschnipsel zwischen der Feder und den Haltern mit einem lichthärtenden Klebstoff, um an beiden Enden der Feder Barrieren zu errichten (Abbildung 2E,F).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Doppelte Markierung von mineralisierten Knochen
<ol><li>Herstellung der Stammlösung.<ol><li>Bereiten Sie eine Verdünnungslösung mit destilliertem Wasser vor, die 0,9 % NaCl und 2 % NaHCO3 enthält.</li>
		<li>Verwenden Sie die Verdünnungslösung, um 20 mg/ml Alizarin-Komplex-Dihydrat und 10 mg/ml Calcein herzustellen (siehe Materialtabelle).</li>
		<li>Stellen Sie den pH-Wert mit einem pH-Messgerät auf 7,4 ein. Spülen Sie die pH-Sonde zwischen den Messungen, um genaue Messwerte zu gewährleisten.</li>
		<li>Geben Sie den Farbstoff in einen sterilen Behälter und lagern Sie ihn im Kühlschrank bei 4 °C. Folie wird verwendet, um Licht abzuhalten.</li>
	</ol></li>
	<li>Bereiten Sie die Arbeitslösung vor. Vor der Injektion wird die Stammlösung mit einer Auflösungslösung auf 1 mg/ml für Calcium und 2 mg/ml für Alizarin-Komplex-Dihydrat verdünnt.</li>
	<li>Intraperitoneal injizieren Sie 5 mg/kg Calceingrün und 20 mg/kg Alizarinrot zu zwei Zeitpunkten, um die mineralisierten Knochen zu markieren und die Veränderungen zwischen zwei Zeitpunkten zu analysieren. Im Allgemeinen werden die Proben 12-14 Stunden nach der Injektion entnommen. HINWEIS: Erwärmen Sie die Farbstoffe vor der Injektion und stellen Sie sicher, dass die Injektionszeit nicht weniger als 3 Minuten beträgt. Das Injektionsintervall hängt vom Zeitpunkt der Ausdehnung ab. In dieser Studie wurden Alizarinrot und Calceingrün über Nacht (O/N) vor der Expansion bzw. O/N vor der Entnahme injiziert.</li>
	<li>Entnahme ganzer Schädelknochen, die für die Gewebereinigung vorbereitet sind, einen Tag nach der zweiten Injektion.</li>
</ol>4. EdU-Färbung
<ol><li>Intraperitoneale Injektion: Intraperitoneale Injektion von EdU 2 h vor der Euthanasie der Mäuse (gemäß institutionell anerkannten Protokollen). Die Dosis beträgt 1 mg/10 g Körpergewicht.</li>
	<li>Zubereitung des Etikettiercocktails: Mischung von Tris-gepufferter Kochsalzlösung (100 mmol/L final, pH 7,6), CuSO4 (4 mmol/L final), Sulfo-Cyanin-3-Azid (2-5 μmol/L final) und Natriumascorbat (100 mmol/L final, bei jedem Gebrauch frisch gemacht) (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>EdU-Whole-Mount-Färbung: Nach dem Schritt der Gewebeentfärbung bei der PEGASOS-Gewebereinigungsmethode (Schritt 7) werden die Proben für 1 Tag bei Raumtemperatur (RT) in den Markierungscocktail gegeben.</li>
</ol>5. Mikro-Computertomographie-Bildgebung
<ol><li>Gewebefixierung und -lagerung: Fixieren Sie die Schädelknochen in 4 % Paraformaldehyd (PFA) bei 4 °C O/N und lagern Sie sie vor dem Scannen in 0,5 % PFA.</li>
	<li>Scannen und Analysieren: Scannen Sie die Proben mit einem Mikro-Computertomographen (μCT)-Bildgebungssystem mit hoher Auflösung und einer Voxelgröße von 7 μm.</li>
</ol>6. Herstellung der Arbeitslösung für die PEGASOS-Gewebereinigung
<ol><li>4% Polyformaldehyd (PFA): 4 g PFA-Pulver in 1× PBS auf 100 ml auflösen.</li>
	<li>Kardiale Perfusionslösung: 0,02% Heparin, dh 20 mg Heparinpulver, gelöst in 1× PBS bis 100 ml; alternativ können 0,05 mol/l EDTA, d. h. 0,05 mol Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) (siehe Materialtabelle), gelöst in einer entionisierten wässrigen Lösung zu einem Gesamtvolumen von 1 l, verwendet werden.</li>
	<li>Entkalkungslösung: 0,5 mol/L EDTA, d. h. 0,5 mol Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), gelöst in einer deionisierten wässrigen Lösung zu einem Gesamtvolumen von 1 L.</li>
	<li>Entfärbungslösung: 25% Quadrol, das sind 250 ml Quadrol (N, N, N', N' - Tetrakis (2-Hydroxypropyl)ethylendiamin) (siehe Materialtabelle), gelöst in entionisiertem Wasser zu einem Gesamtvolumen von 1 l. HINWEIS: Aufgrund der Viskosität von Quadrol kann es vor der Konfiguration auf 60 °C erhitzt werden, um seine Fließfähigkeit zu erhöhen.</li>
	<li>Entfettungslösung: 30 %, 50 %, 70 % tert-Butanol (tB) (siehe Materialtabelle), hergestellt mit Wasser nach Volumenanteil. HINWEIS: In Anbetracht der Tatsache, dass reines TB bei Raumtemperatur kristallin ist, muss es auf 60 °C erhitzt werden, bis es sich aufgelöst hat, bevor es verwendet werden kann. Anschließend werden 3 % bis 5 % (v/v) Triethanolamin (TEA) zugegeben, um den pH-Wert der Lösung >9,5 zu regulieren.</li>
	<li>Dehydratisierungslösung: TB-PEG-Lösung, 70 % tB + 27 % PEG-MMA + 3 % Quadrol (v/v), wobei PEG-MMA Poly(ethylenglykol)methylethermethacrylat mit einem mittleren Molekulargewicht von 500 (Poly(ethylenglykol)methacrylat 500, PEG-MMA 500) ist (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Transparente Lösung: BB-PEG-Lösung, 75 % BB + 22 % PEG-MMA + 3 % Quadrol (v/v), wobei BB Benzylbenzoat (BB) ist.</li>
</ol>7. Transparenz von Schädelknochen mit der PEGASOS-Methode
<ol><li>Anästhesie der Maus durch intraperitoneale Injektion von Anästhetika (Schritt 2.1) und Beurteilung der Anästhesietiefe der Maus durch die Kneifreaktion, um sicherzustellen, dass es vor der kardialen Perfusion keine Resistenzreaktion gibt.</li>
	<li>Führen Sie eine kardiale Perfusion und Fixierung durch.<ol><li>Halten Sie den Bauch der Maus nach oben, fixieren Sie die Gliedmaßen mit Klebeband und schneiden Sie vorsichtig entlang des Umfangs des Brustkorbs, um ihn vollständig freizulegen.</li>
		<li>Unmittelbar nach einem kleinen Schnitt im rechten Vorhof mit einer Augenschere eine Perfusionsnadel 22 G an der Spitze des linken Ventrikels einführen. HINWEIS: Es wird nur die Nadelspitze eingeführt, um eine Beschädigung der Herzklappe durch übermäßiges Einführen zu vermeiden. Andernfalls gelangt kardiale Perfusionsflüssigkeit in den Lungenkreislauf und beeinträchtigt die Perfusionswirkung des systemischen Kreislaufs.</li>
		<li>Schieben Sie die 30-50 ml kardiale Perfusionsflüssigkeit (Schritt 6.2) in die Spritze. Es ist zu sehen, dass die Leber allmählich von einem hellen Rot blass wird.</li>
		<li>Nachdem die ausströmende Flüssigkeit aus dem rechten Vorhof vollständig klar geworden ist, infundieren Sie 4%ige PFA-Lösung in gleichem Volumen. Der Betrieb der PFA-Perfusion erfolgt in einer belüfteten Haube.</li>
		<li>Sezieren und trennen Sie die Gewebe und Organe und fixieren Sie sie über Nacht mit 4% PFA bei 4 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Gewebeentkalkung: Bei Proben, die durch EdU-Färbung verarbeitet wurden, wird das fixierte Hartgewebe etwa 2 Tage lang in eine 0,5 mol/l EDTA-Lösung (pH 7,0) (10 ml) auf einem Rütteltisch bei 37 °C gelegt und die Flüssigkeit täglich gewechselt. HINWEIS: Überspringen Sie den Entkalkungsprozess bei der normalisierten PEGASOS-Methode für Kalzium-Chelatbildner-markierte Knochen, um die Signalübertragung vollständig zu erhalten. Eine Entkalkung ist erforderlich, um die Knochen zu behandeln, um die endogene Fluoreszenz oder die immungefärbten Signale des gesamten Mounts sichtbar zu machen.</li>
	<li>Gewebeentfärbung: Legen Sie die fixierten Schädelknochen 1 Tag lang in 25%ige Quadrollösung (20 ml) auf einen Rütteltisch bei 37 °C und wechseln Sie die Flüssigkeit einmal. HINWEIS: Die Entfärbungszeit hängt mit dem Hämgehalt im Gewebe zusammen. Beobachten Sie die Farbe der Behandlungsflüssigkeit, da die Farbtiefe die Notwendigkeit darstellt, die Flüssigkeitsersatzbehandlung fortzusetzen.</li>
	<li>EdU-Färbung: Spülen Sie die Proben 5 Minuten lang (dreimal) in 1× PBS und tauchen Sie sie dann 1 Tag lang in den Markierungscocktail ein. Danach spülen Sie die Proben in 1× PBS für 1 h (dreimal).</li>
	<li>Entfettung und Dehydrierung des Gewebes<ol><li>Die Gewebe werden nacheinander in Lösungen mit 30 % tB, 50 % tB und 70 % tB eingelegt, um die Gradientenabnahme auf einem Rütteltisch bei 37 °C durchzuführen. In jeder Konzentration für ca. 2 h geben.</li>
		<li>Anschließend werden die Proben in TB-PEG-Lösung für 6 h auf einem Rütteltisch bei 37 °C dehydriert. HINWEIS: Die oben genannte Verarbeitungszeit kann je nach Anzahl des Gewebes verlängert oder verkürzt werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Gewebetransparenz: Legen Sie das vollständig dehydrierte Gewebe in BB-PEG-Lösung auf einen Schütteltisch bei 37 °C (2-4 h), bis es transparent ist. Derzeit können Proben bis zu 1-2 Jahre gelagert werden. HINWEIS: Öffnen Sie nach fast vollständiger Reinigung den Röhrchendeckel, um die Proben und das Medium der Luft auszusetzen, indem Sie sie schütteln, um die Transparenz weiter zu verbessern. Diese Methode eignet sich, um die Transparenz einzelner Gewebe und Organe sowie des gesamten Kopfes und Körpers junger Mäuse zu verbessern. Für die Transparenz des gesamten Körpers erwachsener Mäuse sollten die oben genannten Schritte jedoch mit einer Perfusionsmethode über den gesamten Zyklus durchgeführt werden.</li>
</ol>8. Bildgebung
HINWEIS: In dieser Studie wurde die konfokale Mikroskopie für die 3D-Visualisierung von transparentem Gewebe verwendet. Auch die Lichtblattmikroskopie ist für dieses Protokoll geeignet. Mehrere Betriebssysteme wurden bereits als verfügbar verifiziert. Hier wird ein konfokales Lasermikroskop-Betriebssystem als Beispiel genommen (siehe Materialtabelle).
<ol><li>Befolgen Sie gemäß dem Benutzerhandbuch die richtigen Schritte, um die konfokale Laser- und LAS-AF-Bedienoberfläche zu öffnen. Schalten Sie den gewünschten Laser in verschiedenen Aufnahmekanälen ein und passen Sie die Leistung an. Stellen Sie den Strahlengang und die entsprechende Wellenlänge ein, 561 nm für Alizarinrot und 488 nm für Calceingrün, die je nach Markierungscocktail für das EdU-Signal verwendet werden.</li>
	<li>Legen Sie die transparenten Proben in die konkave Petrischale aus Glas, die dicke Proben, Einbettboxen oder selbstgebaute Platzierungsvorrichtungen wie wasserfesten Kleber aufnehmen kann, um die transparenten Proben in eine transparente Flüssigkeit zu tauchen.</li>
	<li>Wählen Sie ein Objektiv mit geringem Stromverbrauch, um die Probe schnell zu lokalisieren. Verschaffen Sie sich mit der Schnellscanfunktion einen Überblick über das gesamte Schädeldachgewebe und finden Sie den gewünschten Bereich für die Bildgebung.</li>
	<li>Stellen Sie die Ausgangsleistung ein, wählen Sie den Scanmodus und passen Sie zunächst die Aufnahmekoeffizienten (Auflösung, Scangeschwindigkeit, Zoomfaktor, Bildqualität, durchschnittliches Hintergrundrauschen usw.) an. HINWEIS: Im Allgemeinen reicht Smart Gain von 500 bis 800 (sowohl Signal- als auch Rauschänderung); Smart Offset ist so nah wie möglich an 0 und stellt gleichzeitig die Bildqualität sicher (um Hintergrundrauschen zu reduzieren). Wenn die PMT-Verstärkung höher als 800 oder die HyD-Verstärkung größer als 100 % ist und die Helligkeit immer noch unzureichend ist, kann die Laserintensität entsprechend erhöht werden, aber im Prinzip gilt: Je niedriger, desto besser.</li>
	<li>Legen Sie den axialen Abstand Z-Bereich und den Z-Schritt fest, der von der flachsten Seite der transparenten Organisation aus aufgerissen wird. Das heißt, setze die tiefsten und flachsten Seiten. HINWEIS: Bestätigen Sie die Klassifizierung und den Arbeitsabstand für jedes Objektiv. Stellen Sie den Z-Bereich sorgfältig ein und überschreiten Sie nicht den Arbeitsabstand des ausgewählten Objektivs. Der "z-Galvo" kann gewählt werden, wenn eine Feinregulierung erforderlich ist.</li>
	<li>Stellen Sie die Aufnahmeparameter erneut ein und beginnen Sie mit der Aufnahme. Nach Fertigstellung werden die Bilder über das Multifunktionsmodul zusammengeführt und verarbeitet. Zum Schluss lagern und schalten Sie das Gerät in der angegebenen Reihenfolge aus.</li>
</ol>

3D-Visualisierung des Knochenumbaus unter Zugbelastung bei Nahtexpansionsmäusen

<ol><li>Opperman, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cranial+sutures+as+intramembranous+bone+growth+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Cranial sutures as intramembranous bone growth sites.</a> Developmental Dynamics. 219 (4), 472-485 (2000).</li>
<li>Thenier-Villa, J. L., Sanromán-Álvarez, P., Miranda-Lloret, P., Plaza Ramírez, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incomplete+reossification+after+craniosynostosis+surgery-incidence+and+analysis+of+risk+factors%3A+a+clinical-radiological+assessment+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neurosurgery-pediatrics%22%5BJournal%5D)">Incomplete reossification after craniosynostosis surgery-incidence and analysis of risk factors: a clinical-radiological assessment study.</a> Journal Of Neurosurgery-pediatrics. 22 (2), 120-127 (2018).</li>
<li>Markiewicz, M. R., Recker, M. J., Reynolds, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+sagittal+and+lambdoid+craniosynostosis%3A+open+cranial+vault+expansion+and+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+And+Maxillofacial+Surgery+Clinics+Of+North+America%22%5BJournal%5D)">Management of sagittal and lambdoid craniosynostosis: open cranial vault expansion and remodeling.</a> Oral And Maxillofacial Surgery Clinics Of North America. 34 (3), 395-419 (2022).</li>
<li>Mao, J. J., Wang, X., Kopher, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomechanics+of+craniofacial+sutures%3A+orthopedic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Angle+Orthodontist%22%5BJournal%5D)">Biomechanics of craniofacial sutures: orthopedic implications.</a> Angle Orthodontist. 73 (2), 128-135 (2003).</li>
<li>Shayani, A., Sandoval Vidal, P., Garay Carrasco, I., Merino Gerlach, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Midpalatal+suture+maturation+method+for+the+assessment+of+maturation+before+maxillary+expansion%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Diagnostics+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Midpalatal suture maturation method for the assessment of maturation before maxillary expansion: a systematic review.</a> Diagnostics (Basel). 12 (11), 2774(2022).</li>
<li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniscrew-assisted+rapid+palatal+expander+%28MARPE%29%3A+the+quest+for+pure+orthopedic+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Dental+Press+Journal+Of+Orthodontics%22%5BJournal%5D)">Miniscrew-assisted rapid palatal expander (MARPE): the quest for pure orthopedic movement.</a> Dental Press Journal Of Orthodontics. 21 (4), 17-23 (2016).</li>
<li>Yu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cranial+suture+regeneration+mitigates+skull+and+neurocognitive+defects+in+craniosynostosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cranial suture regeneration mitigates skull and neurocognitive defects in craniosynostosis.</a> Cell. 184 (1), 243-256 (2021).</li>
<li>Roth, D. M., Souter, K., Graf, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Craniofacial+sutures%3A+Signaling+centres+integrating+mechanosensation%2C+cell+signaling%2C+and+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Craniofacial sutures: Signaling centres integrating mechanosensation, cell signaling, and cell differentiation.</a> European Journal of Cell Biology. 101 (3), 151258(2022).</li>
<li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+suture+provides+a+niche+for+mesenchymal+stem+cells+of+craniofacial+bones%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">The suture provides a niche for mesenchymal stem cells of craniofacial bones.</a> Nature Cell Biology. 17 (4), 386-396 (2015).</li>
<li>Jing, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+Gli1%28%2B%29+suture+stem+cells+to+mechanical+force+upon+suture+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+And+Mineral+Research%22%5BJournal%5D)">Response of Gli1(+) suture stem cells to mechanical force upon suture expansion.</a> Journal of Bone And Mineral Research. 37 (7), 1307-1320 (2022).</li>
<li>Xu, Y., Malladi, P., Chiou, M., Longaker, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+characterization+of+posterofrontal%2Fsagittal+suture+mesenchymal+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Isolation and characterization of posterofrontal/sagittal suture mesenchymal cells in vitro.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 119 (3), 819-829 (2007).</li>
<li>Kong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+characterization+of+human+suture+mesenchymal+stem+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Isolation and characterization of human suture mesenchymal stem cells in vitro.</a> International Journal of Stem Cells. 13 (3), 377-385 (2020).</li>
<li>Ikegame, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tensile+stress+induces+bone+morphogenetic+protein+4+in+preosteoblastic+and+fibroblastic+cells%2C+which+later+differentiate+into+osteoblasts+leading+to+osteogenesis+in+the+mouse+calvariae+in+organ+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+And+Mineral+Research%22%5BJournal%5D)">Tensile stress induces bone morphogenetic protein 4 in preosteoblastic and fibroblastic cells, which later differentiate into osteoblasts leading to osteogenesis in the mouse calvariae in organ culture.</a> Journal of Bone And Mineral Research. 16 (1), 24-32 (2001).</li>
<li>Liu, S. S., Opperman, L. A., Buschang, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein-2+on+midsagittal+sutural+bone+formation+during+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Orthodontics+And+Dentofacialorthopedics%22%5BJournal%5D)">Effects of recombinant human bone morphogenetic protein-2 on midsagittal sutural bone formation during expansion.</a> American Journal of Orthodontics And Dentofacialorthopedics. 136 (6), 768-769 (2009).</li>
<li>Liang, W., Ding, P., Li, G., Lu, E., Zhao, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydroxyapatite+nanoparticles+facilitate+osteoblast+differentiation+and+bone+formation+within+sagittal+suture+during+expansion+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Design+Development+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Hydroxyapatite nanoparticles facilitate osteoblast differentiation and bone formation within sagittal suture during expansion in rats.</a> Drug Design Development and Therapy. 15, 905-917 (2021).</li>
<li>Morinobu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteopontin+expression+in+osteoblasts+and+osteocytes+during+bone+formation+under+mechanical+stress+in+the+calvarial+suture+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+And+Mineral+Research%22%5BJournal%5D)">Osteopontin expression in osteoblasts and osteocytes during bone formation under mechanical stress in the calvarial suture in vivo.</a> Journal of Bone And Mineral Research. 18 (9), 1706-1715 (2003).</li>
<li>Hwang, S., Chung, C. J., Choi, Y. J., Kim, T., Kim, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+cetirizine%2C+a+histamine+1+receptor+antagonist%2C+on+bone+remodeling+after+calvarial+suture+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+Journal+of+Orthodontics%22%5BJournal%5D)">The effect of cetirizine, a histamine 1 receptor antagonist, on bone remodeling after calvarial suture expansion.</a> Korean Journal of Orthodontics. 50 (1), 42-51 (2020).</li>
<li>Jing, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+clearing+of+both+hard+and+soft+tissue+organs+with+the+PEGASOS+method%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Tissue clearing of both hard and soft tissue organs with the PEGASOS method.</a> Cell Research. 28 (8), 803-818 (2018).</li>
<li>Jing, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+clearing+and+its+application+to+bone+and+dental+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dental+Research%22%5BJournal%5D)">Tissue clearing and its application to bone and dental tissues.</a> Journal of Dental Research. 98 (6), 621-631 (2019).</li>
<li>Luo, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+postnatal+craniofacial+bone+development+with+tissue+clearing-based+three-dimensional+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Development%22%5BJournal%5D)">Investigation of postnatal craniofacial bone development with tissue clearing-based three-dimensional imaging.</a> Stem Cells Development. 28 (19), 1310-1321 (2019).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Wir wandten ein Standard-Nahtexpansions-Mausmodell an, um die regelmäßigen morphologischen Veränderungen zu beobachten, die jede Woche während des gesamten einmonatigen Remodellierungszyklus auftreten10. Dieses Modell ist nützlich für die Erforschung des Umbaus und der Regeneration des Schädelknochens durch die Erweiterung von Schädelknochennähten sowie für die Untersuchung verschiedener Nahtzellen in vivo. Um die Ergebnisse dieser Forschung vollständig darstellen zu können, ist eine drei...

kraniofaziale Nähte sind fibröse Gewebe, die kraniofaziale Knochen verbinden und eine wesentliche Rolle beim Wachstum und Umbau kraniofazialer Knochen spielen. Die Struktur der Naht ähnelt einem Fluss und sorgt für einen Fluss von Zellressourcen, um das "Flussufer" zu nähren und aufzubauen, die als osteogene Fronten bekannt sind und über intramembranöse Osteogenese zur Bildung kraniofazialer Knochen beitragen1.
Das Interesse an kraniofazialen Nähten wurde durch die klinische Notwendigkeit vorangetrieben, den vorzeitigen Verschluss von Schädelnähten und die Dysfunktion der Gesichtsnähte zu verstehen, die zu kraniofazialen Deformitäten und sogar lebensbedrohlichen Zuständen bei Kindern führen können. Die offene Nahtektomie wird routinemäßig in der klinischen Behandlung eingesetzt, aber die Langzeitnachsorge hat bei einigen Patienten ein unvollständiges Rezidiv der Reossifikation gezeigt2. Die minimalinvasive Kraniotomie mit Hilfe von Dehnungsfedern oder die endoskopische Streifenkraniektomie kann einen sichereren Ansatz zur Erhaltung der potenziellen Naht bieten, anstatt das Gewebe zu verwerfen3. In ähnlicher Weise wurden orthopädische Therapien wie Gesichtsmasken und Expansionsapparaturen häufig zur Behandlung von sagittaler oder horizontaler Oberkieferhypoplasie eingesetzt, wobei einige Studien die Altersbeschränkung auf die Behandlung erwachsener Patienten mit Minischrauben-assistierten Gaumenexpandern ausweiteten 4,5,6. Darüber hinaus ist die Regeneration von Schädelnähten mit mesenchymalen Stammzellen (MSCs) in Kombination mit biologisch abbaubaren Materialien eine potenzielle Therapie in der Zukunft, die eine neue Richtung für die Behandlung verwandter Krankheiten bietet7. Der Funktionsprozess oder der Regulationsmechanismus von Nähten bleibt jedoch schwer fassbar.
Der Knochenumbau besteht hauptsächlich aus einem Gleichgewicht zwischen der Knochenbildung durch Osteoblasten und der Knochenresorption durch Osteoklasten, wobei die osteogene Differenzierung von Stammzellen, die durch mechanische Signale stimuliert wird, eine wichtige Rolle spielt. Nach jahrzehntelanger Forschung wurde festgestellt, dass kraniofaziale Nähte hochplastische mesenchymale Stammzellnischen sind8. Nahtstammzellen (SuSCs) sind eine heterogene Gruppe von Stammzellen, die zu mesenchymalen Stammzellen (MSCs) oder Knochenstammzellen (SSCs) gehören. SuSCs werden in vivo durch vier Marker markiert, darunter Gli1, Axin2, Prrx1 und Ctsk. Insbesondere Gli1+ SuSCs haben die biologischen Eigenschaften von Stammzellen streng verifiziert und zeigen nicht nur eine hohe Expression typischer MSC-Marker, sondern auch ein hervorragendes osteogenes und chondrogenes Potenzial9. Frühere Forschungen haben gezeigt, dass Gli1+ SuSCs aktiv zur Knochenneubildung unter Zugkraft beitragen und sie als Nahtstammzellquelle identifizieren, die die Distraktionsosteogenese unterstützt10.
In der Vergangenheit wurden umfangreiche mechanische Eigenschaften von Stammzellen in vitro mit Flexcell, Vier-Punkt-Biegung, Mikromagnet-Belastungssystem und anderen untersucht. Obwohl in vitro mesenchymale Zellen aus der Schädelnaht von Mäusen identifiziert wurden 11 und auch mesenchymale Stammzellen aus menschlichem Naht kürzlich isoliert wurden12, bleibt die biomechanische Reaktion von Nahtzellen im In-vitro-System unklar. Um den Knochenumbauprozess weiter zu untersuchen, wurde ein Nahtexpansionsmodell auf der Grundlage isolierter Calvaria-Organkulturen etabliert, das den Weg für die Etablierung eines nützlichen in vivo Nahtexpansionsmodells ebnet 1,13. Kaninchen14 und Ratten15 sind die am häufigsten verwendeten Tiere in der Grundlagenforschung für die Nahterweiterung. Mäuse sind jedoch aufgrund ihres hochgradig homologen Genoms mit dem Menschen, zahlreicher Genmodifikationslinien und ihrer starken reproduktiven Hybridisierungsfähigkeit bevorzugte Tiermodelle für die Erforschung menschlicher Krankheiten. Bestehende Mausmodelle der kranialen Nahterweiterung stützen sich typischerweise auf kieferorthopädische Federdrähte aus Edelstahl, um Zugkraft auf die sagittale Naht auszuüben16,17. Bei diesen Modellen werden zwei Löcher in jede Seite der Scheitelknochen gebohrt, um das Expansionsgerät zu fixieren, und die Drähte sind unter der Haut eingebettet, was den Zellaktivierungsmodus beeinträchtigen kann.
Was die Visualisierungsmethode betrifft, so hat sich die zweidimensionale Betrachtung von Schichten in sagittaler Richtung seit Jahrzehnten durchgesetzt. In Anbetracht der Tatsache, dass der Knochenumbau ein komplexer dreidimensionaler dynamischer Prozess ist, ist es jedoch dringend erforderlich, vollständige dreidimensionale Informationen zu erhalten. Um diese Anforderung zu erfüllen, wurde die PEGASOS-Technik der Gewebetransparenz entwickelt18,19. Es bietet einzigartige Vorteile für die Transparenz von Hart- und Weichgewebe und ermöglicht es, den gesamten Knochenumbauprozess im dreidimensionalen Raum zu reproduzieren.
Um ein tieferes und umfassenderes Verständnis der physiologischen Veränderungen in den Knochenumbauperioden zu erlangen, wurde ein Standard-Sagittal-Nahtexpansions-Mausmodell mit einer Federeinstellung zwischen den handgefertigten Haltern etabliert10. Mit einem standardisierten Säureätz- und Klebeverfahren konnte die Expansionsvorrichtung fest mit dem Schädelknochen verbunden werden, wodurch eine Zugkraft senkrecht zur sagittalen Naht erzeugt wurde. Darüber hinaus wurde die PEGASOS-Methode zur Gewebereinigung nach doppelter Markierung des mineralisierten Knochens nach der Expansion angewendet, um die Veränderungen der Knochenmodellierung nach der Nahtexpansion vollständig sichtbar zu machen.

<table><tbody><tr><td>37% Säureätzen</td><td>Xihubiom</td><td>E10-02/1807011</td><td></td></tr><tr><td>Alizarin rot</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A3882</td><td></td></tr><tr><td>AUSTRALIAN WIRE</td><td>A.J.WILCOCK</td><td>0,014''</td><td></td></tr> <tr><td>Benzylbenzoat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B6630</td><td></td></tr><tr><td>Calcein grün</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C0875</td><td></td></tr><tr><td>Kupfer(II)-sulfat, wasserfrei</td><td>Sangon Biotech</td><td>A603008</td><td></td></tr><tr><td>Dynamometer</td><td>Sanliang</td><td>SF-10N</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9884</td><td></td></tr><tr><td>EdU</td><td>Invitrogen</td><td>E104152</td><td></td></tr><tr><td>Konfokales Lasermikroskop</td><td>Leica</td><td>SP8</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Sangon Biotech</td><td>E607008</td><td></td></tr><tr><td>PEG-MMA 500</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td>447943</tr><tr><td>PFA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>pH-Messgeräte</td><td>Mettler Toledo</td><td>S220</td><td></td></tr><tr><td>Quadrol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>122262</td><td></td></tr><tr><td>Natriumascorbat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4034</td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat</td><td>Sangon Biotech</td><td>A500873</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Sangon Biotech</td><td>A610476</td><td></td></tr><tr><td>Natriumhydroxid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5881</td><td></td></tr><tr><td>Feder</td><td>TAOBAO</td><td>0,2 * 1,5 * 1 * 7</td><td></td></tr><tr><td>Sulfo-Cyanin3 Azid</td><td>Lumiprobe</td><td>A1330</td><td></td></tr><tr><td>tert-Butanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>360538&nbsp;</td><td>Vor Licht schützen. Nicht einfrieren.</td></tr><tr><td>Transbond MIP Feuchtigkeitsunempfindliche Grundierung</td><td>3M Unitek</td><td>712-025</td><td></td></tr><tr><td>Transbond XT Lichthärtende Klebepaste</td><td>3M Unitek</td><td>712-035</td><td></td></tr><tr><td>Triethanolamin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V900257</td><td></td></tr><tr><td>Tris-gepufferte Kochsalzlösung</td><td>Sangon Biotech</td><td>A500027</td><td></td></tr></tbody></table>

eine 3d-visualisierungstechnik für den knochenumbau in einem nahtexpansions-mausmodell

A 3-D Visualization Technique for Bone Remodeling in a Suture Expansion Mouse Model

kraniofaziale Nähte spielen eine entscheidende Rolle, die nicht nur fibröse Gelenke sind, die kraniofaziale Knochen verbinden. Sie dienen auch als primäre Nische für das Wachstum von Schädel- und Gesichtsknochen und beherbergen mesenchymale Stammzellen und Osteoprogenitoren. Da sich die meisten kraniofazialen Knochen durch intramembranöse Ossifikation entwickeln, fungieren die Randregionen der Nähte als Initiationspunkte. Aufgrund dieser Bedeutung sind diese Nähte zu faszinierenden Zielen in orthopädischen Therapien wie der federunterstützten Schädelgewölbeerweiterung, der schnellen Oberkiefererweiterung und der Oberkieferprotraktion geworden. Unter orthopädischer Rückverfolgungskraft werden die Stammzellen der Naht schnell aktiviert und werden zu einer dynamischen Quelle für den Knochenumbau während der Expansion. Trotz ihrer Bedeutung sind die physiologischen Veränderungen während des Knochenumbaus nach wie vor unzureichend verstanden. Herkömmliche Schnittmethoden, vor allem in sagittaler Richtung, erfassen nicht die umfassenden Veränderungen, die über die gesamte Naht auftreten. In dieser Studie wurde ein Standard-Mausmodell für die sagittale Nahtexpansion etabliert. Um die Veränderungen des Knochenumbaus nach der Nahtexpansion vollständig sichtbar zu machen, wurde die PEGASOS-Methode zur Gewebereinigung mit einer Whole-Mount-EdU-Färbung und einer Calcium-Chelat-Doppelmarkierung kombiniert. Dies ermöglichte die Visualisierung von stark proliferierenden Zellen und die Neubildung von Knochen über den gesamten Schädelknochen nach der Expansion. Dieses Protokoll bietet ein standardisiertes Nahtexpansionsmodell und eine 3D-Visualisierungsmethode, die Aufschluss über die mechanobiologischen Veränderungen in Nähten und den Knochenumbau unter Zugkraftbelastung gibt.

Mit Hilfe dieses Protokolls wurde ein Mausmodell für die sagittale Nahtexpansion etabliert (Abbildung 1-2). Für die 3-D-Visualisierung von Knochenmodellierungsveränderungen nach Nahtexpansion wurde die PEGASOS-Tissue-Clearing-Methode auf den gesamten Schädelknochen nach der Expansion angewendet. Nach der Perfusion wurden die Schädelknochen separiert (Abbildung 3A) und der entsprechende PEGASOS-Prozess fortgesetzt (Tabell...

Dieses Protokoll stellt ein standardisiertes Nahtexpansions-Mausmodell und eine 3D-Visualisierungsmethode vor, um die mechanobiologischen Veränderungen der Naht und des Knochenumbaus unter Zugkraftbelastung zu untersuchen.

Eine 3D-Visualisierungstechnik für den Knochenumbau in einem Nahtexpansions-Mausmodell

Craniofacial sutures play a crucial role beyond being fibrous joints connecting craniofacial bones; they also serve as the primary niche for calvarial and ...

Das Interesse an kraniofazialen Nähten wurde durch die klinischen Bedürfnisse angetrieben, die Mechanismen der kieferorthopädischen und orthopädischen Behandlung zu verstehen. Das Ziel unserer Studie ist die Etablierung eines standardisierten Nahtexpansions-Mausmodells und die 3D-Visualisierungsmethode, um die mechanobiologischen Veränderungen der Naht und des Knochenumbaus bei der Expansion zu untersuchen. Die PEGASOS-Gewebereinigungstechnik wurde mit verschiedenen Markierungsmethoden kombiniert, um vielseitige Informationen über die Naht- und Bindungsremodellierung im Weltraum zu erhalten.Dieses Modell eignet sich für verschiedene Stärken von transgenen Mäusen unterschiedlichen Alters. Es ist bequem, die Größe der Zugspannung anzupassen und die Kraft jederzeit zurückzuziehen. Mit der PEGASOS-Technik können wir die dreidimensionale räumliche zeitliche Verteilung von kranialen Nahtstammzellen während des Knochenumbaus beobachten.Mit der PEGASOS-Technik werden wir die Beziehung zwischen Nahtstammzellen und mechanischer Belastung sowie ihre spezifischen Mechanismen weiter erforschen.

a-3-d-visualization-technique-for-bone-remodeling-suture-expansion

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Kombinierte optische und μCT Bildgebung in einem Mausmodell der orthopädischen Implantatinfektion unter Verwendung eines Biolumineszenz-engineered Stamm von Staphylococcus aureus, sofern die Möglichkeit, die Dynamik der bakteriellen Infektion, sowie die entsprechende Entzündungsreaktion und anatomische Veränderungen in den nichtinvasiven und in Längsrichtung zu überwachen Knochen.

Kombiniert<em&gt; In-vivo-</em&gt; Optische und μCT Imaging-Infektion, Entzündung und Knochenanatomie in einem Orthopädie Implantat-Infektion in Mäuse Monitor

Die Auswertung der Gewebeentwicklung in Fraktur Kallus während Endochondral Knochenheilung ist wichtig, den Heilungsprozess überwachen. Wir berichten hier, die Verwendung von einer Magnetresonanztomographie (MRT)-kompatibel Fixateur externe für die Maus Femur erlauben MRI scans während Knochenregeneration bei Mäusen.

In Vivo Bewertung der Fraktur Kallus Entwicklung während der Knochenheilung bei Mäusen mit einem MRI-kompatiblen Osteosynthese Gerät für Maus Femur

Wir präsentieren eine tibiale Ablenkung Osteogenesis Mausmodell mit einem maßgeschneiderten Distraktor entwickelt. Die Verwendung einer Maus als ein Analyseziel ist vorteilhaft für die Förderung der Forschung.

Ein Mausmodell Ablenkung Osteogenesis

Das murine geschlossenen femoralen Fraktur-Modell ist eine leistungsfähige Plattform, Frakturheilung zu studieren und neue therapeutische Strategien zur Knochenregeneration zu beschleunigen. Das Ziel dieses chirurgischen Protokolls soll einseitige geschlossenen femorale Frakturen bei Mäusen mit einem intramedullären Stahl-Stab Femur zu stabilisieren.

Die Generation der geschlossenen femoralen Frakturen bei Mäusen: ein Modell zur Knochenheilung

Hier stellen wir ein Protokoll der erwachsenen Maus-Terminal-Phalanx-Amputation vor, um die Explosion von Säugetieren und die intramembranöse Ossifikation zu untersuchen, die durch fluoreszierende Immunhistochemie und sequenzielle In-vivo-Mikrocomputertomographie analysiert wird.

Adult Mouse Digit Amputation and Regeneration: A Simple Model to Investigate Mammalian Blastema Formation and Intramembranous Ossification

Hier beschreiben wir Berechnungswerkzeuge und -methoden, die die Visualisierung und Analyse von drei- und vierdimensionalen Bilddaten von Mausembryonen im Rahmen der axialen Dehnung und Segmentierung ermöglichen, die durch optische In-toto-Projektionstomographie und durch Live-Bildgebung und Ganzkörper-Immunfluoreszenzfärbung mittels Multiphotonenmikroskopie erhalten werden.

Drei- und vierdimensionale Visualisierungs- und Analyseansätze zur Untersuchung der axialen Dehnung und Segmentierung von Wirbeltieren

Dieses Protokoll beschreibt ein chirurgisches Verfahren zur Etablierung einer diaphysären Fraktur im Oberschenkelknochen von Mäusen, die mit einem Markdraht stabilisiert wird, für Frakturheilungsuntersuchungen.

Etablierung eines diaphysären Femurfrakturmodells bei Mäusen

Dieses Protokoll stellt eine kostengünstige und effiziente Methode zur quantitativen Bewertung der Knochenmikroarchitektur in einem Mausmodell der Osteoporose dar, indem Hämatoxylin-Eosin (HE)-Färbung und Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) kombiniert werden.

Bewertung der trabekulären Knochenmikroarchitektur in einem Osteoporose-Mausmodell

Hier beschreiben wir ausführlich eine Methode, die auf Mikrocomputertomographie basiert, um 3D-Modelle von kraniomaxillofazialen Knochen bei Mäusen zu segmentieren und zu vermessen, um die Entwicklung des kraniomaxillofazialen Knochens bei Mäusen besser beurteilen zu können, als dies mit aktuellen Methoden möglich ist.

Analyse von kraniomaxillofazialen Fehlbildungen bei Mäusen mittels dreidimensionaler Mikrocomputertomographie

Das murine Knochenmarkverletzungsmodell ist ein nützliches Werkzeug zur Untersuchung der postnatalen Osteogenese durch intramembranöse Ossifikation. Dieses vereinfachte chirurgische Protokoll beschreibt das Verfahren der Knochenmarkablation zur nachgelagerten Beurteilung der Knochenneubildung und der zellulären Reaktionen nach einer Verletzung.

Verbesserte Methodik zur Untersuchung der postnatalen Osteogenese durch intramembranöse Ossifikation in einem murinen Knochenmarkverletzungsmodell

Wir stellen eine Methode zur Analyse einer benutzerdefinierten Region of Interest (ROI) in einem longitudinalen in vivo Ratten-Radialdefektmodell vor. Diese Methode ermöglicht eine vergleichende Analyse zwischen verschiedenen Gerüsten, die zuvor durch Schwankungen des Sichtfelds des Scans mit Mikrocomputertomographie (μCT), der Probenorientierung und der Basislinienpräsenz des Gerüsts begrenzt waren.

Längsschnitt-Mikro-Computertomographie-Bildanalyse für benutzerdefinierte Region of Interest bei Knochendefekten kritischer Größe

Erfahren Sie die 3D-Visualisierung von Knochenumbau im Nahtexpansions-Mausmodell mittels PEGASOS-Tissue-Clearing und viraler Markierung. Diese Methode ermöglicht die räumlich-zeitliche Analyse von Stammzellverhalten unter mechanischer Belastung.

Eine 3D-Visualisierungstechnik für den Knochenumbau in einem Nahtexpansions-Mausmodell

Weitere Videos entdecken