Name: Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-10T12:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 15 s
Description: Lernen Sie die intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen. Dieses Modell ermöglicht die Analyse immunologischer und angiogener Reaktionen nach Lungentransplantation.

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Die Autoren danken Jerome Valero für die Bearbeitung dieses Manuskripts. Abbildung 1 und Abbildung 3I,J,L wurden mit BioRender.com erstellt.

Alle Tiere wurden gemäß den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care im Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren behandelt. Das Versuchsprotokoll wurde vom Animal Care Committee des Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network, genehmigt.
1. Spender-Chirurgie
HINWEIS: BALB/c-Mäuse werden als Beispiel für Spender für das Experiment verwendet. Alle Eingriffe müssen mit einer sterilen Technik durchgeführt werden.
<ol><li>Notieren Sie vor dem Eingriff das Gewicht jeder Maus.</li>
	<li>Euthanasieren Sie die Maus mit einer CO2 - Kammer.</li>
	<li>Sobald der Tod bestätigt ist, positionieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern Sie die Gliedmaßen mit Klebeband.</li>
	<li>Bereiten Sie den Operationsbereich vor, indem Sie ihn mit 70%igem Isopropylalkohol sterilisieren. HINWEIS: Bei Bedarf und wie von der örtlichen Tierethikkommission empfohlen, schneiden Sie das Fell von der Einschnittsstelle ab.</li>
	<li>Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Haut, beginnend am Mittelbauch bis zur vorderen Halsregion.</li>
	<li>Greifen Sie auf die Luftröhre zu, indem Sie die Fettpolster vorsichtig zurückziehen, die Bandmuskeln seitlich bewegen und die Luftröhre vom umgebenden Bindegewebe trennen. Verwende eine Pinzette, um Platz zwischen der Luftröhre und der Speiseröhre zu schaffen.</li>
	<li>Heben Sie das Xiphoid an und schneiden Sie das Zwerchfell durch.</li>
	<li>Heben Sie das Brustbein an und sorgen Sie für einen freien Weg vom Brustbein in die Halsregion, indem Sie ein Hämostat einführen. Klemmen Sie den Brustkorb auf beiden Seiten und schneiden Sie durch das Brustbein, wobei Sie sich durch die Nackenmuskulatur nach oben erstrecken.</li>
	<li>Entfernen Sie den Thymus und jegliches Fett oder Muskel, das die Luftröhre blockiert, um die Trachealverzweigung freizulegen.</li>
	<li>Durchtrennen Sie beide Hauptbronchien und trennen Sie vorsichtig die Atemwege von der Speiseröhre.</li>
	<li>Schneiden Sie den Kehlkopf ab und entfernen Sie ihn.</li>
	<li>Besprühen Sie die präparierte Luftröhre mit steriler Kochsalzlösung oder Konservierungslösung mit steriler Gaze, die in steriler Kochsalzlösung oder Konservierungslösung getränkt ist, und legen Sie sie auf Eis, um ihre Lebensfähigkeit zu erhalten.</li>
</ol>2. Operation des Empfängers
HINWEIS: C57BL/6-Mäuse werden als Beispiel für Empfänger für das Experiment verwendet.
<ol><li>Verabreichen Sie Buprenorphin mit verzögerter Freisetzung subkutan in einer Dosis von 1 mg/kg am Morgen des Operationstages.</li>
	<li>Eine Anästhesie in einer Induktionskammer mit 5%igem Isofluran einleiten.</li>
	<li>Sobald die Maus leicht betäubt ist, wird intraperitoneal ein Cocktail aus (0,1 mg/g) Xylazin und (0,01 mg/g) Ketamin injiziert.</li>
	<li>Bringen Sie die Maus mit 2-3% Isofluran in die Induktionskammer zurück.</li>
	<li>Rasieren Sie das Fell an der Operationsstelle. Außerdem ist Bupivacain als Linienblock subkutan entlang der geplanten Einschubstelle in einer Dosis von 7 mg/kg zu verabreichen.</li>
	<li>Vergewissern Sie sich, dass vor der orotrachealen Intubation keine Reflexreaktion auf ein Einklemmen des Zehs vorliegt. Die Maus wird orotracheal mit einem 20-G-intravenösen Katheter intubiert und an ein Beatmungsgerät mit einem Tidalvolumen von 500 μl, einer Atemfrequenz von 120 bpm, 100 % Sauerstoff und 2 % Isofluran angeschlossen. Verwenden Sie einen Ständer mit einer Klemme an der Zunge und halten Sie das Tier in vertikaler Position mit ausgestrecktem Hals, um diesen Vorgang zu erleichtern.</li>
	<li>Aktivieren Sie ein Heizkissen und positionieren Sie die Maus in einer rechten Seitenposition auf dem Pad, wobei der Kopf vom Chirurgen weg und der Schwanz zum Chirurgen zeigt (Abbildung 2). Befestigen Sie die Gliedmaßen mit Klebeband. Tragen Sie Tiersalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern.</li>
	<li>Schrubben Sie den Operationsbereich mit 7,5 % Povidonjod, sterilisieren Sie mit 70 % Isopropylalkohol und schrubben Sie erneut mit 10 % Povidonjod. Legen Sie sterile OP-Abdecktücher an, um den Operationsbereich abzudecken.</li>
	<li>Während dieser Zeit wird die Spendertrachea in einen intravenösen 16-G-Katheter geladen (Abbildung 3C,D).</li>
	<li>Verwenden Sie ein Skalpell, um einen Schnitt in die Haut des Empfängers zu machen und den Muskel und das Bindegewebe zu verätzen.</li>
	<li>Öffnen Sie den fünften oder sechsten Zwischenrippenraum und halten Sie den Brustkorb mit zwei Retraktoren offen.</li>
	<li>Sezieren Sie das untere Lungenband mit Wattestäbchen und einer Schere.</li>
	<li>Simulieren Sie die Erstellung des Signalwegs für die Spendertrachea (Abbildung 3G,H).</li>
	<li>Sichern Sie den Auslassschlauch des Beatmungsgeräts, indem Sie ihn teilweise mit einem Drei-Wege-Absperrhahn verschließen, um das Aufblasen der linken Lunge zu erleichtern.</li>
	<li>Schaffen Sie einen Pfad, indem Sie den linken Lungenflügel mit einer 20-G-Nadel punktieren. Sicherstellen, dass die Einstichtiefe in etwa der Länge des Tracheal-Allotransplantats entspricht. Wählen Sie die Einstichstelle am Lungenrand aus (wie in Abbildung 3I dargestellt) und stellen Sie sicher, dass der Weg parallel zur Tischplatte verläuft (wie in Abbildung 3J durch einen blauen Kreis gekennzeichnet). HINWEIS: Ein nach oben gerichteter Einführwinkel führt zu einer Durchdringung der Pleuraschicht, während ein tieferer Winkel zu Blutungen aus großen Gefäßen führen kann (wie in Abbildung 3J durch rote Kreuze gekennzeichnet).</li>
	<li>Führen Sie den intravenösen 16-G-Katheter in die linke Lunge ein und extrudieren Sie die Spenderluftröhre in die linke Lunge. Nach dem Einsetzen des Tracheal-Allotransplantats wird der Drei-Wege-Absperrhahn freigegeben, um einen ungehinderten exspiratorischen Fluss durch den Ausflussschlauch zu ermöglichen.</li>
	<li>Verschließen Sie die Pleura-Injektionsstelle mit einem Clip (Abbildung 3K,L). Positionieren Sie den Clip genau auf der Einstichstelle, wobei die Kante so ausgerichtet ist, dass sie der Kontur des Lungenrandes entspricht (gekennzeichnet durch den blauen Kreis in Abbildung 3L). HINWEIS: Eine falsche Position für die Clip-Stelle kann zu einer unwirksamen Abdichtung und Luftleckagen führen, während eine unzureichende Cliptiefe dazu führen kann, dass sich der Clip nach der Operation löst (wie durch die roten Kreuze in Abbildung 3L dargestellt).</li>
	<li>Füllen Sie die Brusthöhle mit Kochsalzlösung und nehmen Sie die Kochsalzlösung mit einer Gaze auf.</li>
	<li>Den linken Lungenflügel wieder aufblasen und die Rippen mit einer Laufnahttechnik verschließen.</li>
	<li>Schließen Sie den Muskel und die Haut mit unterbrochenen Nähten.</li>
	<li>Verabreichen Sie Meloxicam Analgetikum subkutan in einer Dosis von 5 mg/kg am Ende der Operation.</li>
	<li>Beobachten Sie die Empfängermaus, bis sie wach ist. Entfernen Sie dann den Trachealtubus und setzen Sie die Empfängermaus in einen Käfig. HINWEIS: Die Empfängermäuse sollten einzeln untergebracht werden.</li>
	<li>Verabreichen Sie Meloxicam (5 mg/kg) einmal täglich als subkutane Injektion, beginnend 24 Stunden nach der Operation und 3 Tage postoperativ.</li>
</ol>3. Entnahme von Proben von Empfängermäusen
<ol><li>Eine Anästhesie in einer Induktionskammer mit 5%igem Isofluran einleiten.</li>
	<li>Vergewissern Sie sich, dass vor der orotrachealen Intubation keine Reflexreaktion auf das Einklemmen der Zehen vorliegt. Die Intubationsmethode und die Einstellung des Beatmungsgeräts sind die gleichen wie bei der Empfängerchirurgie.</li>
	<li>Positionieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern Sie die Gliedmaßen.</li>
	<li>Bereiten Sie den Operationsbereich vor, indem Sie ihn mit 70%igem Isopropylalkohol sterilisieren.</li>
	<li>Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Haut, beginnend am Mittelbauch bis zur vorderen Halsregion.</li>
	<li>Die Maus wird mit einer 1-ml-Spritze, die an eine 25-G-Nadel angeschlossen ist, über die untere Hohlvene exsanguiniert, was zu einer Euthanasie führt.</li>
	<li>Öffnen Sie den Brustkorb und greifen Sie wie bei einer Spendermaus auf die Luftröhre zu. Binden Sie die Luftröhre mit 7-0 Seide um den Intubationsschlauch zusammen.</li>
	<li>Entferne die Thymusdrüse, das Fett und die Muskeln, um das Herz freizulegen.</li>
	<li>Durchtrennen Sie den linken Vorhof, den rechten Vorhof und die untere Hohlvene. Die Lunge wird mit 3 ml steriler Kochsalzlösung über die rechte Herzkammer durchblutet.</li>
	<li>Für die histologische Analyse wird die Lunge über einen Intubationsschlauch mit 10% Formalin aufgeblasen.</li>
	<li>Extubieren Sie den Beatmungsschlauch und binden Sie die Luftröhre mit 7-0 Seide ab.</li>
	<li>Teilen Sie den Kehlkopf und die Speiseröhre. Ziehen Sie sie in eine untere Richtung und extrahieren Sie dann den Herz- und Lungenblock, indem Sie ihn in 10% Formalin geben.</li>
</ol>

Erforschung der obliterativen Atemwegserkrankung bei Lungentransplantationen

<ol><li>Chambers, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+International+Thoracic+Organ+Transplant+Registry+of+the+International+Society+for+Heart+and+Lung+Transplantation%3A+Thirty-fifth+adult+lung+and+heart-lung+transplant+report-2018%3B+Focus+theme%3A+Multiorgan+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation.</a> J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).</li>
<li>Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproduction+of+the+obliterative+bronchiolitis+lesion+after+heterotopic+transplantation+of+mouse+airways%5BTitle%5D)+AND+%22American+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways.</a> American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).</li>
<li>Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+re-growth+is+associated+with+inhibition+of+obliterative+airway+disease+in+orthotopic+tracheal+allografts+in+non-immunosuppressed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats.</a> Transplantation. 70 (6), 857(2000).</li>
<li>Dutly, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+for+post-transplant+obliterative+airway+disease+reveals+angiogenesis+from+the+pulmonary+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation.</a> Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).</li>
<li>Wagnetz, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rejection+of+tracheal+allograft+by+intrapulmonary+lymphoid+neogenesis+in+the+absence+of+secondary+lymphoid+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs.</a> Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).</li>
<li>Hirayama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+long-term+expression+of+lentivirally+delivered+IL-10+in+the+lung+attenuates+obliteration+of+intrapulmonary+allograft+airways%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways.</a> Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).</li>
<li>Watanabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recipient+bone+marrow-derived+IL-17+receptor+A-positive+cells+drive+allograft+fibrosis+in+a+mouse+intrapulmonary+tracheal+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Immunol%22%5BJournal%5D)">Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model.</a> Transpl Immunol. 69, 101467(2021).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spleen+tyrosine+kinase+modulates+fibrous+airway+obliteration+and+associated+lymphoid+neogenesis+after+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation.</a> Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).</li>
<li>Suzuki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+CTLA4-Ig+on+Obliterative+bronchiolitis+in+a+mouse+intrapulmonary+tracheal+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model.</a> Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).</li>
<li>Watanabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potent+anti-angiogenic+factor%2C+vasohibin-1%2C+ameliorates+experimental+bronchiolitis+obliterans%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans.</a> Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).</li>
<li>Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphoid+neogenesis+in+chronic+inflammatory+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases.</a> Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).</li>
<li>Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+secondary+and+tertiary+lymphoid+structures+in+the+skin%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin.</a> Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).</li>
<li>Sato, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+intrapulmonary+de+novo+lymphoid+tissue+in+obliterative+bronchiolitis+after+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation.</a> J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).</li>
<li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+airway+epithelium+in+acutely+rejection+orthotopic+vascularized+mouse+lung+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22A+J+Resp+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants.</a> A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).</li>
<li>Yamada, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+airway+fibrosis+in+orthotopic+mouse+lung+transplantation+models-an+experimental+reappraisal%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal.</a> Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).</li>
<li>Watanabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+B+cell-dependent+pathway+drives+chronic+lung+allograft+rejection+after+ischemia-reperfusion+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice.</a> Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).</li>
<li>Guo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vendor-specific+microbiome+controls+both+acute+and+chronic+murine+lung+allograft+rejection+by+altering+CD4%2BFoxp3%2B+regulatory+T+cell+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels.</a> Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).</li>
</ol>

Die Autoren dieses Manuskripts haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Das murine IPTT-Verfahren umfasst kritische Schritte. In Bezug auf die Anästhesie ist der erste entscheidende Schritt die endotracheale Intubation. Es ist wichtig, die Maus mit den Beinen auf dem Tisch auf einer angemessenen Höhe zu halten, um die Stimmbänder sichtbar zu machen und eine sofortige Intubation zu ermöglichen. Darüber hinaus ist eine sorgfältige Einstellung des Atemvolumens und des positiven endexspiratorischen Drucks (PEEP) erforderlich. Typischerweise sind ein Atemvolumen von 500 μl und ein PEEP von 2...

Die Lungentransplantation hat sich als wirksame Behandlung für Patienten mit Atemwegserkrankungen im Endstadium etabliert. Die mediane Überlebensrate für Empfänger menschlicher Lungentransplantate beträgt jedoch nur etwa 6 Jahre, wobei die Entwicklung einer obliterativen Bronchiolitis (OB), einer Art obstruktiver Atemwegserkrankung (OAD), eine der Haupttodesursachen nach dem ersten Jahr nach der Transplantation ist1.
Mehrere Tiermodelle wurden verwendet, um den Mechanismus zu untersuchen, der OAD zugrunde liegt. Ein solches Modell ist das Modell der heterotopen Trachealtransplantation (HTT)2. Bei diesem Modell werden Trachealtransplantate in das Unterhautgewebe oder Omentum des Empfängers implantiert. Es kommt zu einem Ischämie-induzierten Verlust von Trachealtransplantat-Epithelzellen, gefolgt von alloreaktiver Lymphozyteninfiltration und Apoptose von Spenderepithelzellen. Fibroblasten und Myofibroblasten wandern um die Luftröhre herum und produzieren eine extrazelluläre Matrix. Schließlich kommt es zu einer vollständigen fibrösen Verödung des Atemwegslumens. Das HTT-Modell ist technisch einfach, bietet eine In-vivo-Umgebung und bietet eine hohe Reproduzierbarkeit.
Ein weiteres Modell zur Untersuchung von OAD ist das Modell der orthotopen Trachealtransplantation (OTT) der Ratte, bei dem Trachealtransplantate in die Luftröhre des Empfängers eingesetzt werden, um die physiologische Beatmung aufrechtzuerhalten3. In diesem Modell führt die Ischämie-induzierte Depletion von Spenderepithelzellen dazu, dass diese durch Empfängerepithelzellen in der Luftröhre ersetzt werden, wodurch ein ungehinderter Atemweg entsteht, der von einer moderaten Fibrose begleitet wird. Obwohl diese Modelle zum Verständnis der Atemwegsobliteration nach Lungentransplantation beigetragen haben, haben sie Einschränkungen in Bezug auf die Rekapitulation der Lungenparenchymmikroumgebung.
Unsere Forschungsgruppe führte das Modell der intrapulmonalen Trachealtransplantation (IPTT) der Ratte ein, bei dem Trachealtransplantate in die Empfängerlunge implantiert werden4 (Abbildung 1). Das IPTT-Modell zeigt eine fibröse Verödung des Atemwegslumens in der Mikroumgebung der Lunge. Darüber hinaus wurde es erfolgreich bei Mäusen angewendet, die technisch anspruchsvoller sind als Ratten-IPTT 5,6,7,8,9,10. Diese Anpassung des murinen IPTT-Modells ermöglichte es uns, tiefer in die komplizierten Details der lungenimmunologischen Umgebung von OAD nach Lungentransplantation mit transgenen Mäusen einzutauchen.
Das IPTT-Modell verfügt über einige einzigartige Funktionen. Eine davon ist die Neoangiogenese, die durch die Lungenzirkulation begünstigt wird und eine entscheidende Rolle bei der Verödung der Atemwege spielt 4,10. Darüber hinaus weist das IPTT-Modell lymphatische Aggregate auf, von denen einige hohe endotheliale Venolen aufweisen, die peripheres Knotenadressin exprimieren, was darauf hindeutet, dass es sich um tertiäre lymphatische Organe (TLOs) handelt7,8. TLOs ähneln Lymphknoten und bestehen aus T-Zellen, B-Zellen und häufig einem Keimzentrum, das von follikulären dendritischen Zellen begleitet wird11,12. TLOs wurden bei verschiedenen chronisch entzündlichen Erkrankungen, einschließlich der Obliteration der Atemwege, beschrieben, so dass das IPTT-Modell für die Untersuchung der Rolle von TLOs bei der Verödung der Atemwege geeignet ist 7,8,11,12,13. In dieser Arbeit wird die Methodik des murinen IPTT-Modells vorgestellt, mit dem Ziel, Forscher mit diesem Modell vertraut zu machen und weitere Untersuchungen zur Atemwegsverödung nach Lungentransplantation zu ermöglichen.

<table><tbody><tr><td>BALB/cJ</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>8-10 Wochen 25-30 g</td><td>Male, Donor</td></tr><tr><td>BD 1 mL Spritze</td><td>Becton Dickinson</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide</td><td>Becton Dickinson</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture</td><td>Bovie</td><td>DEL1</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>8-10 Wochen 25-30 g</td><td>Rüde, Empfänger</td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinzette</td><td>F&middot; S&middot; T</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Ethicon Ligaclip Mehrfach-Clip-Applikatoren-Ethicon</td><td></td> <td>LX107</td><td></td></tr><tr><td>Extra feine Graefe Pinzette</td><td>f&middot; S&middot; T</td><td>11150-10</td><td></td></tr><tr><td>Glover Bulldog Klemme</td><td>Integra</td><td>320-127</td><td></td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostate</td><td>F&middot; S&middot; T</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Horizon Titan-Ligatur-Clips</td><td>Teleflex</td><td>001201</td><td></td></tr><tr><td>Leica M651 Manuelles Operationsmikroskop für mikrochirurgische Eingriffe</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Magnetix Fixator mit Federverschluss</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-001</td><td></td></tr><tr><td>Mikrochirurgische Schere</td><td>Jarit</td><td>277-051</td><td></td></tr><tr><td>Beatmungsgerät für Maus und perinatale Ratte Modell 687</td><td>Harvard</td><td>55-0001</td><td></td></tr><tr><td>Perfadex Plus</td><td>XVIVO</td><td>19850</td><td></td></tr><tr><td>Retractor Tip Blunt - 2,5 mm</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-011</td><td></td></tr><tr><td>Kleintiertisch</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-003</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Doppelarmig</td><td>Covidien</td><td>VP702X</td><td></td></tr><tr><td>Systane Salbe</td><td>Alconn</td><td>1444062</td><td></td></tr><tr><td>System Elastomer</td><td>CD+ LABS</td><td>ACD-007</td><td></td></tr><tr><td>Terumo Surflo IV Katheter, 20 G x 1 Zoll</td><td>Terumo Medical Corporation</td><td>SR-OX2025CA</td><td></td></tr><tr><td>VMT Tisch</td><td>Top Benson</td><td>91803300</td><td></td></tr></tbody></table>

intrapulmonale trachealtransplantation bei mäusen: ein modell zur untersuchung obliterativer atemwegserkrankungen nach lungentransplantation

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Die intrapulmonale Trachealtransplantation (IPTT) wird als Modell für obliterative Atemwegserkrankungen (OAD) nach Lungentransplantation verwendet. Dieses Modell, das ursprünglich von unserem Team berichtet wurde, hat sich aufgrund seiner hohen technischen Reproduzierbarkeit und Eignung für die Untersuchung immunologischer Verhaltensweisen und therapeutischer Interventionen in der Untersuchung von OAD durchgesetzt.
Im IPTT-Modell wird ein Nagetier-Trachealtransplantat durch das Rippenfell direkt in die Lunge des Empfängers eingeführt. Dieses Modell unterscheidet sich von der heterotopen Trachealtransplantation (HTT), bei der Transplantate in subkutane oder omentale Stellen transplantiert werden, und vom orthotopen Trachealtransplantationsmodell (OTT), bei dem die Spenderluftröhre die Luftröhre des Empfängers ersetzt. 
Die erfolgreiche Umsetzung des IPTT-Modells erfordert fortgeschrittene anästhetische und chirurgische Fähigkeiten. Zu den Anästhesiefähigkeiten gehören die endotracheale Intubation des Empfängers, die Einstellung geeigneter Beatmungsparameter und die zeitlich angemessen abgestimmte Extubation nach der Genesung von der Anästhesie. Chirurgische Fähigkeiten sind unerlässlich für die präzise Platzierung des Transplantats in der Lunge und für eine effektive Abdichtung des viszeralen Rippenfells, um Luftleckagen und Blutungen zu verhindern. In der Regel dauert der Lernprozess ca. 2 Monate.
Im Gegensatz zu den HTT- und OTT-Modellen entwickelt der Allotransplantat-Atemweg im IPTT-Modell eine Atemwegsobliteration in der relevanten Lungenmikroumgebung. Dies ermöglicht es den Forschern, lungenspezifische immunologische und angiogene Prozesse zu untersuchen, die an der Verödung der Atemwege nach einer Lungentransplantation beteiligt sind. Darüber hinaus ist dieses Modell auch insofern einzigartig, als es tertiäre lymphatische Organe (TLOs) aufweist, die auch in menschlichen Lungentransplantaten zu finden sind. TLOs bestehen aus T- und B-Zellpopulationen und zeichnen sich durch das Vorhandensein hoher endothelialer Venolen aus, die die Rekrutierung von Immunzellen steuern. Daher spielen sie wahrscheinlich eine entscheidende Rolle bei der Annahme und Abstoßung von Transplantaten. Wir kommen zu dem Schluss, dass das IPTT-Modell ein nützliches Werkzeug ist, um intrapulmonale Immun- und profibrotische Signalwege zu untersuchen, die an der Entwicklung der Atemwegsobliteration im Lungentransplantat-Allotransplantat beteiligt sind.

Basierend auf unserer Erfahrung erfordert die Beherrschung dieses Modells in der Regel eine ca. 2-monatige Schulung. Sobald die Beherrschung erreicht ist, dauern die Spenderverfahren in der Regel 15 Minuten, während die Empfängerverfahren etwa 30 Minuten dauern. Die erwartete Sterblichkeitsrate für einen geschulten Bediener liegt bei 0 %.
In Abbildung 4A weist ein Tracheal-Allotransplantat eine vollständige Obstruktion mit fibroblastischem Gewebe auf, und die Epit...

Das Modell der intrapulmonalen Trachealtransplantation (IPTT) ist wertvoll für die Untersuchung der obliterativen Atemwegserkrankung (OAD) nach Lungentransplantation. Es bietet Einblicke in das lungenspezifische immunologische und angiogene Verhalten bei der Atemwegsobliteration nach Allotransplantation mit hoher Reproduzierbarkeit. Hier beschreiben wir das IPTT-Verfahren und die zu erwartenden Ergebnisse.

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

Unsere Forschung untersucht die chronische Dysfunktion von Lungentransplantaten nach Lungentransplantation. Wenn Sie eine Lunge transplantieren, entwickeln mehr als die Hälfte der Patienten eine fibröse Verödung oder Anomalien der Atemwege. Dies zu verstehen, ist wirklich der Schlüssel zum Verständnis des langfristigen Überlebens nach einer Lungentransplantation.Die Bedeutung dieses Modells der intrapulmonalen Trachealtransplantation besteht darin, dass die transplantierte Luftröhre in die Umgebung der Lunge selbst platziert wird, und daher kann man ein Allotransplantat im Vergleich zu einem Isotransplantat in Bezug auf seine Reaktion nach einer Transplantation betrachten. Am faszinierendsten ist die Tatsache, dass sich ein Isotransplantat, obwohl es die gleiche Ischämie und die gleiche Verletzung hatte, vollständig erholt und eine normale Anatomie hat, aber ein Allotransplantat eine fibröse Obliteration entwickelt, und zu verstehen, warum dies bei einem Allotransplantat geschieht, ist der Schlüssel zum Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen der Fibrose bei der Lungentransplantation.

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Dieses Video zeigt und vergleicht zwei experimentellen Modellen zur Entwicklung von obliterative Atemwegserkrankung (OAD) bei Mäusen, die heterotopen und orthotopen Transplantation Tracheal-Modell zu studieren.

Heterotope und orthotopen Tracheal Transplantation in Mäuse als Modelle benutzt, um die Entwicklung von obliterans Airway Disease Study

Bronchiolitis obliterans ist der Schlüssel Hindernis für die langfristige Überleben der Lunge Transplantatempfänger und das Fehlen einer robusten präklinischen Modell schließt die Prüfung Bronchiolitis obliterans Immunpathogenese. Im Gegensatz zu anderen Organtransplantationen hat vaskularisierten Maus Lungentransplantation erst vor kurzem entwickelt worden. Hier zeigen wir unser eigenständig entwickeltes Modell Bronchiolitis obliterans nach murinen orthotopen Single-Lungen-Transplantation.

Entwicklung einer Bronchiolitis obliterans in einem Mausmodell der orthotopen Lungentransplantation

Die Verwendung eines Modells, das den Zustand von Lungenerkrankungen in Menschen nachahmt, ist für die Untersuchung der Pathophysiologie und / oder Ätiologie von bestimmten Krankheiten und für die Entwicklung von therapeutischen Eingriff. Hier eine nicht-invasive Methode, die intratracheale Intubation direkt liefern kann exogene Materialien Maus Lunge wird vorgestellt.

Nichtinvasive Intratracheale Intubation, die Pathologie und Physiologie der Maus Lung Study

Dieser Artikel stellt eine schnelle und einfache Methode zur Bleomycin direkt in die Luftröhre Maus über Intubation verabreicht wird. Die wichtigsten Vorteile dieser Methode sind, dass sie in hohem Maße reproduzierbar, leicht zu beherrschen ist, und nicht spezialisierte Ausrüstung oder langwierige Wiederherstellungszeiten erfordern.

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Transplantat Stenose stellt eine kritische Hindernis Gewebezüchtungen Atemwege Ersatz. Um zellulären Mechanismen, die Stenose zu untersuchen, verwenden wir ein Mausmodell entwickelt trachealen Gewebeersatz mit kernigen Knochenmark mononukleären Zellen (BM-MNC). Hier zeigen wir unsere Protokoll, einschließlich Gerüst Herstellung, BM-MNC Isolierung Transplantat Aussaat und Implantation.

Aussaat und Implantation von einem biosynthetischen Tissue-Engineering trachealen Transplantat in einem Mausmodell

Verschiedene Tiermodelle der angeborenen zwerchmatischen Hernie und fetalen Trachealverschluss stellen Vor- und Nachteile in Bezug auf ethische Fragen, Kosten, chirurgische Schwierigkeiten, Größe, Überlebensraten und Verfügbarkeit genetischer Werkzeuge dar. Dieses Modell bietet ein neues Werkzeug, um die Auswirkungen von Trachealokklusion und erhöhtem Luminaldruck auf die Lungenentwicklung zu untersuchen.

Transuterine Fetal Tracheal Okklusion Modell bei Mäusen

Das Ziel dieses Manuskripts ist es, die mikrochirurgischen Schritte zu beschreiben, die erforderlich sind, um eine heterotope Kehlkopftransplantation bei Mäusen durchzuführen. Die Vorteile dieses Mausmodells im Vergleich zu anderen Tiermodellen der Kehlkopftransplantation sind seine Kosteneffizienz und die Verfügbarkeit immunologischer Assays und Daten.

Ein heterotopisches Mausmodell zur Untersuchung der Kehlkopftransplantation

Ein chirurgisches Mausmodell zur Erzeugung einer Reperfusionsverletzung der linken Lunge (IR) bei gleichzeitiger Aufrechterhaltung der Beatmung und Vermeidung von Hypoxie.

Ein Mausmodell der orotrachealen Intubation und der beatmeten Lungenischämie-Reperfusionschirurgie

Die Transplantation von isolierten Inseln wurde vorgeschlagen, eine potenzielle Behandlungsoption für Typ-1-Diabetes sein. Hier beschreiben wir eine Methode, um kleine Inseln aus Maus Bauchspeicheldrüsen zu isolieren und verpflanzen sie in die subkapsulären Raum der Niere.

Eine Methode zur Murine Islet Isolation und subkapsulären Nierentransplantation

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Lernen Sie die intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen. Dieses Modell ermöglicht die Analyse immunologischer und angiogener Reaktionen nach Lungentransplantation.

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation (Video) | JoVE Journal

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation

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