Name: Isolierung von Zellkernen aus humanem intermuskulärem Fettgewebe und nachgeschaltete Einzelkern-RNA-Sequenzierung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-05-03T14:35:00.000+00:00
Duration: 5 min 59 s
Description: Erfahren Sie die Isolierung von Zellkernen aus humanem intermuskulärem Fettgewebe und die Einzelkern-RNA-Sequenzierung. Diese Methode ermöglicht die Analyse zellspezifischer Transkriptomik von IMAT bei metabolischen Erkrankungen.

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Die Autoren danken Bryan Bergman, PhD an der University of Colorado, für die Bereitstellung des Bildes der IMAT-Biopsie in Abbildung 1C aus der MoTrIMAT-Studie (R01AG077956). Wir sind dankbar für die Study of Muscle, Mobility and Aging, die die IMAT-Stichprobe zur Verfügung gestellt hat, deren Daten im Abschnitt "Repräsentative Ergebnisse" gezeigt werden. Das National Institute on Aging (NIA) finanzierte die Study of Muscle, Mobility and Aging (SOMMA; R01AG059416) und deren Nebenstudien SOMMA AT (R01AG066474) und SOMMA Knee OA (R01AG070647). Die Unterstützung der Studieninfrastruktur wurde teilweise von NIA Claude D. Pepper, den Older American Independence Centers an der University of Pittsburgh (P30AG024827) und der Wake Forest University (P30AG021332) sowie den Clinical and Translational Science Institutes, finanziert vom National Center for Advancing Translational Science, an der Wake Forest University (UL1 0TR001420) finanziert.

Die für dieses Protokoll verwendete Stichprobe war Teil der Study of Muscle, Mobility, and Aging (SOMMA)15, die vom Institutional Review Board der Western IRB-Copernicus Group (WCG) genehmigt wurde und in Übereinstimmung mit der Deklaration von Helsinki durchgeführt wurde. Die Teilnehmer gaben eine schriftliche Einverständniserklärung für ihre Teilnahme an der Studie ab.
HINWEIS : Dieses Protokoll wurde von einem früheren Protokoll adaptiert, bei dem 100 mg subkutanes Fettgewebe des menschlichen Abdomens auf einer Nanowell-basierten Plattform16 verwendet wurden. Das aktuelle Protokoll ist für 50 mg humane IMAT und Bibliotheksvorbereitung unter Verwendung einer tröpfchenbasierten Plattform optimiert. Eine weitere Optimierung dieses Protokolls für die Zellkernisolierung aus nicht-humanen IMAT oder anderen Fettdepots könnte erforderlich sein.
1. Herstellung von Puffern und Reagenzien (Tabelle 1 und Tabelle 2)
HINWEIS: Bereiten Sie die Puffer am Tag des Versuchs frisch vor und verwenden Sie sie nicht wieder.
<ol><li>Eine Zentrifuge auf 4 °C vorkühlen.</li>
	<li>Bereiten Sie den Homogenisierungspuffer und das Kernisolationsmedium vor.<ol><li>Besorgen Sie sich zwei Eimer Eis und kühlen Sie 2 x 15 mL konische Röhrchen vor.</li>
		<li>Mischen Sie alle Reagenzien für den Homogenisierungspuffer (HB) in einem konischen 15-ml-Röhrchen in der in Tabelle 1 aufgeführten Reihenfolge. Bleiben Sie auf Eis. Durch Vortexen mischen.</li>
		<li>Mischen Sie alle Reagenzien für das Kernisolationsmedium (NIM) in einem konischen 15-ml-Röhrchen in der geordneten Liste in Tabelle 2. Bleiben Sie auf Eis. Durch Vortexen mischen.</li>
		<li>Bereiten Sie 10% Triton-X vor, indem Sie 100 μl Triton X-100 auf 900 μl nukleasefreies Wasser hinzufügen. Vortex, um das richtige Mischen zu gewährleisten. Bei Raumtemperatur (RT) aufbewahren.</li>
	</ol></li>
</ol>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td rowspan="2">Reagenz</td>
			<td colspan="2">Volumen (μL)</td>
			<td rowspan="2">Endkonzentration (mM)</td>
		</tr><tr><td>1x</td>
			<td>2x</td>
		</tr><tr><td>1 M MgCl2</td>
			<td>10</td>
			<td>20</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>1 M Tris-Puffer, pH 8,0</td>
			<td>20</td>
			<td>40</td>
			<td>10</td>
		</tr><tr><td>2 M KCl</td>
			<td>25</td>
			<td>50</td>
			<td>25</td>
		</tr><tr><td>1,5 M Saccharose (-4°C)</td>
			<td>334</td>
			<td>668</td>
			<td>250</td>
		</tr><tr><td>1 mM DVB-T</td>
			<td>2</td>
			<td>4</td>
			<td>0,001 (~1 μM)</td>
		</tr><tr><td>100x Protease-Hemmer</td>
			<td>20</td>
			<td>40</td>
			<td>1x</td>
		</tr><tr><td>Superasin 20 U/μL</td>
			<td>40</td>
			<td>80</td>
			<td>0,4 U/μL</td>
		</tr><tr><td>Nukleasefreies Wasser</td>
			<td>1549</td>
			<td>3098</td>
			<td>-</td>
		</tr><tr><td>Gesamtvolumen</td>
			<td>2000</td>
			<td>4000</td>
			<td>-</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 1: Homogenisierungspuffer (HB). Bleiben Sie auf Eis. Durch Vortexen mischen.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td rowspan="2">Reagenz</td>
			<td colspan="2">Volumen (μL)</td>
			<td rowspan="2">Endkonzentration (mM)</td>
		</tr><tr><td>1x</td>
			<td>2x</td>
		</tr><tr><td>EDTA</td>
			<td>0.4</td>
			<td>0.8</td>
			<td>0.1</td>
		</tr><tr><td>Ribolock-RNAse-Inhibitor (40U/μL)</td>
			<td>40</td>
			<td>80</td>
			<td>0,8 U/μL</td>
		</tr><tr><td>1% BSA-PBS (-/-)</td>
			<td>1959.6</td>
			<td>3919.2</td>
			<td>-</td>
		</tr><tr><td>Gesamtvolumen</td>
			<td>2000</td>
			<td>4000</td>
			<td>-</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 2: Kernisolationsmedium (NIM). Bleiben Sie auf Eis. Durch Vortexen mischen.
2. Pulverisierung von gefrorenem Gewebe (Abbildung 2A)
<ol><li>Richten Sie den Arbeitsplatz für die Homogenisierung ein.<ol><li>Füllen Sie den Kanister mit flüssigem Stickstoff (LN2). ACHTUNG: Tragen Sie bei der Arbeit mit LN2 immer eine Schutzbrille und Kryohandschuhe.</li>
		<li>Besorge dir 2x Mörser, 1x Stößel, 1x Mikroschaufelspatel, 1x Glasspachtel und 1x Edelstahlstößel für den automatischen Douncer.</li>
		<li>Richten Sie den automatischen Douncer ein.</li>
		<li>Füllen Sie ein Becherglas mit Eis und kühlen Sie das Glas vor.</li>
	</ol></li>
	<li>Füllen Sie die 2 Mörser (mit Stößel und Spatel) mit LN2 , um die Instrumente abzukühlen. Lassen Sie den LN2 verdampfen und wiederholen Sie den Vorgang.</li>
	<li>Während die Instrumente abkühlen, geben Sie 1 mL HB in den Glasdounce.</li>
	<li>Füllen Sie beide Mörser ein letztes Mal mit LN2 und gießen Sie die 50 mg IMAT-Probe in einen der Mörser.</li>
	<li>Pulverisieren Sie den IMAT mit dem Stößel, indem Sie ihn vorsichtig auf das Stück Taschentuch drücken, um es in kleine Stücke zu brechen. Stellen Sie sicher, dass alle Teile pulverisiert sind.</li>
	<li>Der LN2 verdampft langsam, während das Gewebe pulverisiert wird. Wenn das Gewebe ordnungsgemäß pulverisiert ist und noch 1/4 - 1/2 Mörser LN2 übrig ist, kippen Sie den Mörser in Richtung der Lippe des Mörsers, um das pulverisierte Gewebe an der Lippe zu sammeln. Lassen Sie den LN2 vollständig verdampfen.</li>
	<li>Unmittelbar nachdem das letzte LN2 verdampft ist, wird das pulverisierte Gewebe in den Glasdounce mit 1 ml HB geschöpft.</li>
</ol>3. Homogenisierung von pulverisiertem Gewebe
<ol><li>Homogenisieren Sie das pulverisierte Gewebe mit dem automatischen Douncer. Bringen Sie das Glas auf dem Edelstahlstößel für 10 Hübe in Vorwärtsrichtung auf und ab, gefolgt von 10 Hüben in umgekehrter Richtung.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass die Lösung nach der Homogenisierung trüb ist und keine sichtbaren Gewebestücke enthält. Oft wird eine hellrosa Farbe aufgrund der Kontamination mit Muskelgewebe erwartet.</li>
	<li>Übertragen Sie das Homogenat in ein vorgekühltes 1,7-ml-Röhrchen mit geringer Bindung auf Eis.</li>
	<li>Verwenden Sie 400 μl HB, um den Dounce zu spülen, um sicherzustellen, dass das gesamte Material übertragen wird, und geben Sie es in das Röhrchen. HINWEIS: Es können zwei Proben gleichzeitig verarbeitet werden. Verdoppeln Sie dazu die Menge an HB und NIM. Pulverisieren und homogenisieren Sie eine Gewebeprobe und unmittelbar danach pulverisieren und homogenisieren Sie die zweite Gewebeprobe, um die Isolations- und Reinigungsschritte parallel durchführen zu können.</li>
</ol>4. Isolierung und Reinigung von Zellkernen (Abbildung 2B)
<ol><li>14 μl Triton-X (10 %) zum Homogenat hinzufügen, um eine Konzentration von 0,1 % zu erhalten.</li>
	<li>Halten Sie die Tube 10-15 Minuten lang auf Eis und im Dunkeln, während Sie alle 3 Minuten vortexen.</li>
	<li>Befeuchten Sie ein 100 μm und ein 40 μm Zellsieb (pro Probe) mit jeweils 100 μl RT DPBS in einem konischen 50 mL Röhrchen.</li>
	<li>Filtrieren Sie das Homogenat durch das 100 μm Zellsieb.</li>
	<li>Spülen Sie das 1,7 mL Röhrchen mit 400 μl HB und filtrieren Sie es durch das 100 μm Zellsieb.</li>
	<li>Filtrieren Sie anschließend die Lösung durch das 40 μm Zellsieb.</li>
	<li>Übertragen Sie die gleiche Menge Lösung in zwei vorgekühlte 1,7 mL Low-Bind-Röhrchen, was ~900 μl in jedem Röhrchen entspricht.</li>
	<li>Die Röhrchen 10 min bei 2700 x g bei 4 °C zentrifugieren. Nach der Zentrifugation sollte ein kleines Pellet sichtbar sein.</li>
	<li>Entfernen und verwerfen Sie die oberste Lipidschicht und den verbleibenden Überstand, wobei ~50 μl Lösung aus dem ersten Röhrchen übrig bleiben.</li>
	<li>Wiederholen Sie den Vorgang für die zweite Tube.</li>
	<li>Resuspendieren Sie das Pellet im ersten Röhrchen gründlich, indem Sie es 20x vorsichtig auf und ab pipettieren und in ein neues 1,7-ml-Röhrchen mit geringer Bindung umfüllen. Vermeiden Sie die Bildung von Blasen.</li>
	<li>Wiederholen Sie diesen Vorgang für das zweite Röhrchen und übertragen Sie die resuspendierte Lösung in dasselbe Röhrchen.</li>
	<li>500 μl NIM zugeben und durch Pipettieren mischen.</li>
	<li>Das Röhrchen mit einer Waage bei 1000 x g für 10 min bei 4 °C zentrifugieren.</li>
	<li>Entfernen Sie den Überstand, lassen Sie ~50 μl übrig und pipettieren Sie vorsichtig auf und ab, bis das Pellet wieder suspendiert ist. Optional können Sie das resuspendierte Pellet in ein neues, sauberes Röhrchen umfüllen, wenn etwas Lipidrest an der Seite des Röhrchens verbleibt.</li>
	<li>200 μl NIM zugeben und durch Pipettieren mischen.</li>
</ol>5. Färbung und Zählung von Zellkernen (Abbildung 2C und Abbildung 3)
HINWEIS : Um die Zählung zu erleichtern, richten Sie ein Protokoll zur "Kernzählung" auf einem automatisierten Zellzähler ein, da die Anpassung des Hellfelds und der DAPI-Kanäle die Zählung stark beeinflussen kann. Passen Sie die Kanäle so an, dass nur Kerne und keine Trümmer erfasst werden. Stellen Sie sicher, dass der Hellfeldkanal nur "Objekte" markiert, die auch einen DAPI-Fleck aufweisen.
<ol><li>Fügen Sie 1 Tropfen der Färbelösung für lebende Zellen hinzu und lassen Sie sie 15 Minuten lang im Dunkeln auf Eis.</li>
	<li>Die Lösung durch ein 30 μm Zellsieb filtrieren.</li>
	<li>Mischen Sie die Zellkernlösung durch Pipettieren und geben Sie 10 μl der Lösung in einen Objektträger der Zellzählkammer.</li>
	<li>Zählen Sie die Zellkerne mit einem automatisierten Zellzähler. HINWEIS: Die optimale Konzentration beträgt 1000 Kerne/μL, was 1,0 x 106/ml entspricht.<ol><li>Stellen Sie sicher, dass keine Klumpen von Kernen vorhanden sind, da dies den Chip zur Erzeugung von Einzelkerntröpfchen verstopfen könnte (Abbildung 3).</li>
		<li>Wenn die Kernkonzentration nicht hoch genug ist, schleudern Sie die Lösung bei 1000 x g für 10 min bei 4 °C herunter, um ein Pellet zu erhalten, entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie sie in einem kleineren Volumen.</li>
		<li>Wenn der Schmutzgrad in der Lösung hoch ist, resuspendieren Sie die Kernlösung in einem größeren Volumen NIM (d. h. 1 mL) und filtrieren Sie erneut durch ein 30-μm-Zellsieb. Dann bei 1000 x g für 10 min bei 4 °C herunterschleudern und in einem angemessenen Volumen im Verhältnis zur Kernkonzentration resuspendieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Nachdem Sie die Kernkonzentration erhalten haben, fahren Sie direkt mit dem ersten Schritt der Bibliotheksvorbereitung fort.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66784/66784fig03.jpg"> Abbildung 3: Färbung von isolierten Zellkernen. Bild vom Zellzähler von Zellkernen, die mit NucBlue/DAPI gefärbt wurden (linkes Bild) und das entsprechende Hellfeldbild (rechtes Bild). Das Vorhandensein geringer Mengen an Schmutz ist im Hellfeldbild offensichtlich. Der hier verwendete automatische Zellenzähler verfügt nicht über eine Option zum Einschließen von Maßstabsleisten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66784/66784fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
6. Parameter für die Bibliotheksvorbereitung und -sequenzierung
<ol><li>Es wird auf ein gründliches Protokoll für die Bibliotheksvorbereitung unter Verwendung des tröpfchenbasierten Einzelkernansatzes verwiesen, das auf der Webseite17 des Anbieters verfügbar ist.<ol><li>Streben Sie eine angestrebte Zellkernrückgewinnung von 10.000 an. Bei Proben mit einem hohen Gehalt an Trümmern oder zerbrechlichen Kernen wird jedoch eine geringere Anzahl der gewonnenen Kerne erwartet.</li>
		<li>Die Proben werden nach Schritt 2.3 bis zu 72 h bei 4 °C gelagert. im Protokoll zur Bibliotheksvorbereitung, um die parallele Verarbeitung mehrerer Proben zu kombinieren. Verarbeiten Sie dazu zwei Proben bis Schritt 2.3 an zwei aufeinanderfolgenden Tagen und verarbeiten Sie am dritten Tag die 4 Proben zusammen aus Schritt 3 und weiter im Protokoll zur Bibliotheksvorbereitung.</li>
	</ol></li>
	<li>Sequenzierungsparameter: Sequenzierung auf einer Sequenzierungsplattform mit dem Ziel von 50.000 Paired-End-Reads pro Kern. HINWEIS: Die in diesem Protokoll präsentierten Daten wurden auf der NovaSeq 6000-Plattform sequenziert, mit dem Ziel, 50.000 Paired-End-Reads pro Kern zu erreichen.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66784/66784fig02.jpg"> Abbildung 2: Protokoll-Workflow. Schematische Darstellung des Arbeitsablaufs in (A) Schritten 2 und 3, (B) Schritt 4 und (C) Schritt 5 des Protokolls. Die Figur ist mit BioRender.com entstanden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66784/66784fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
7. Datenverarbeitung und -analyse
HINWEIS : In diesem Protokoll werden einige der empfohlenen Software- und R-Pakete, die zur Verarbeitung der resultierenden Sequenzierungsdaten verwendet werden, kurz vorgestellt, wobei der Schwerpunkt auf den Schritten nach der anfänglichen Vorverarbeitung liegt (Tabelle 3). Diese Studie enthält allgemeine Metriken zur Qualitätskontrolle (QC) und ein Beispiel für eine einheitliche Mannigfaltigkeitsapproximation und -projektion (UMAP) in Abbildung 4. Eine detaillierte Beschreibung der bioinformatischen Analyse würde jedoch den Rahmen dieses Protokolls sprengen. Daher können sich die Leser auf die kürzlich erschienene Übersichtsarbeit zu Best Practices für die Einzelzellanalyse von Heumos et al.18 beziehen.
<ol><li>Vorverarbeitung von Sequenzierungsdaten<ol><li>Ordnen Sie die einzelnen Kernlesevorgänge dem humanen Referenzgenom GRCh38 zu.</li>
		<li>Beziehen Sie die Intron-Lesevorgänge in die Zählung ein.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie die Qualitätskontrolle und Filterung der Daten mit dem Seurat R-Paket 19 durch.<ol><li>Berechnen Sie einen Zellkomplexitätswert, indem Sie die log(10)-Anzahl der nachgewiesenen Gene durch die log(10)-Anzahl der erkannten Lesevorgänge dividieren.</li>
		<li>Stellen Sie die wichtigsten QC-Metriken mithilfe eines Histogramms oder Violin-Diagramms dar, einschließlich der Anzahl der pro Zellkern nachgewiesenen Gene, des prozentualen Anteils der mitochondrialen Lesevorgänge und der Zellkomplexitätsbewertung.</li>
		<li>Filtern Sie Zellkerne mit weniger als 200 oder mehr als 10.000 Genen pro Zellkern, mehr als 10 % mitochondrialen Lesevorgängen und einem Komplexitätswert von unter 0,8 heraus.</li>
	</ol></li>
	<li>Normalisieren Sie Daten und führen Sie eine Dimensionalitätsreduzierung durch.<ol><li>Verwenden Sie die SCTransform-Funktion von Seurat, um die Daten anhand von 2000 variablen Features zu normalisieren.</li>
		<li>Cluster-Daten mit den folgenden Funktionen aus dem Seurat R-Paket: RunPCA, FindNeighbors, FindClusters und RunUMAP.</li>
		<li>Plotten Sie eine UMAP, um das Clustering der Daten zu visualisieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Filtern Sie vorhergesagte Dubletten mit dem DoubletFinder R-Paket 20 heraus und gruppieren Sie die Daten neu.</li>
	<li>Annotation von Clustern unter Verwendung bekannter Genmarker der Zelltypen, von denen erwartet wird, dass sie im Gewebe vorhanden sind (überwachter Ansatz) oder basierend auf den Top 5 unterschiedlich exprimierten Genen zwischen den Clustern (unüberwachter Ansatz).</li>
	<li>Verwenden Sie decontX21, um den Grad der Kontamination von Ambient-RNA zu bestimmen und die Genexpressionsmatrix für Ambient-RNA anzupassen.<ol><li>Fügen Sie die rohe Genmatrix als Hintergrund hinzu.</li>
	</ol></li>
	<li>Speichern Sie das Seurat-Objekt für die zukünftige Erkundung der Daten. HINWEIS: Der Code für die QC- und Clustering-Analyse ist in der Zusatzdatei 1 verfügbar.</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Software/R-Pakete, die im Datenworkflow verwendet werden</td>
			<td>Alternative Software/Pakete</td>
			<td>Verarbeitungsschritt</td>
		</tr><tr><td>CellRanger</td>
			<td>STARsolo, kallisto</td>
			<td>Trimmen, Ausrichten, Mapping</td>
		</tr><tr><td>Seurat</td>
			<td>SingleCellExperiment, Cellranger</td>
			<td>QC, Analyse und Datenexploration</td>
		</tr><tr><td>DoubletFinder</td>
			<td>scds, scdblFinder, Scrublet</td>
			<td>Dublett-Erkennung</td>
		</tr><tr><td>DecontX</td>
			<td>SoupX, CellBender</td>
			<td>Anpassung der Umgebungs-RNA</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 3: Software/Tools für den Daten-Workflow.

Isolierung von Einzelzellkernen aus IMAT zur Untersuchung von Genexpressionsprofilen 

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Arbeit mit IMAT ist mit mehreren Herausforderungen verbunden. Neben der eingeschränkten Zugänglichkeit ist die Ausbeute an Probenmaterial oft sehr gering, und eine "Kontamination" der Skelettmuskulatur ist fast unmöglich zu vermeiden. Um die beste Probenqualität zu erhalten, sollte man beim Einführen der Biopsienadel in die Muskelfaszie eindringen (um sicherzustellen, dass kein subkutanes Fettgewebe entnommen wird) und so viel Muskelgewebe wie möglich entfernen, indem man die Probe unmittelbar nach der Entnahme unter einem Mikroskop präpariert, gefolgt von einer anschließenden Verarbeitung für Histologie, Schnappfrosten usw. Dies ist die erste Methode, bei der IMAT-Proben verwendet werden, die prospektiv aus der Skelettmuskulatur entnommen und präpariert wurden. Im Vergleich dazu wurden frühere snRNA-seq-Daten bei IMAT durch Zellkernisolierungen einer Mischung von Skelettmuskelbiopsien mit bekannter Fettinfiltration und nicht durch die IMAT allein durchgeführt.
IMAT ist von Natur aus dichter als subkutanes Fettgewebe, so dass eine ordnungsgemäße Pulverisierung des Gewebes während der Kernisolierung unerlässlich ist, um Kerne aus der Gewebestruktur freizusetzen. Eine unsachgemäße Pulverisierung kann zu einer geringeren Kernausbeute führen, was bei einer begrenzten Gewebemenge ungünstig ist. Darüber hinaus ist die Berechnung der korrekten Anzahl von Kernen in der vorbereiteten Kernlösung ein kritischer Schritt, um sicherzustellen, dass genügend (aber nicht zu viele) Kerne für die GEM-Erzeugung auf den Chip geladen werden können. Zu viele Kerne oder das Vorhandensein von großen Kernclustern oder Ablagerungen können zu einer Verstopfung führen, die sich auf die endgültige cDNA-Konzentration und letztendlich auf die Sequenzierungsleistung auswirkt. Die Umgehung von Kernverklumpungen und Ablagerungen bei der Einzelkernpräparation ist schwierig und wird von der Qualität der Probe beeinflusst. Die Verklumpung von Zellkernen und/oder das Vorhandensein von Ablagerungen kann reduziert werden, indem dem 30-μm-Zellsieb ein zusätzlicher Filterschritt beigefügt wird.
Es ist wichtig, Proben schnell zu verarbeiten, um das Risiko eines RNA-Abbaus zu verringern. Das Halten von Lösungen auf Eis oder gekühlt während aller möglichen Schritte der Zellkernisolierung sowie die Zugabe einer ausreichenden Menge an RNAse-Inhibitoren können den Abbau minimieren. Aufgrund der Bedeutung der Verarbeitungszeit für jede Probe empfehlen wir, maximal zwei Proben gleichzeitig durchzuführen. Darüber hinaus muss die Kernlösung mit Vorsicht behandelt werden, um die Kerne nicht zu zerbrechlich zu machen. Fragile Zellkerne sind anfällig für Platzen bei der GEM-Generierung, was zu großen Mengen an Umgebungs-RNA in der Probe führen kann. In diesem Protokoll wurde der Filterschritt mit einer Spritze (beschrieben im STAR-Protokoll16) ausgeschlossen, um die Integrität der Zellkerne zu erhalten.
Die Wahl der Methode der Bibliotheksvorbereitung hängt von der Forschungsfrage ab. Wir haben sowohl mit einem tröpfchenbasierten als auch mit einem Nano-Well-basierten Einzelkernansatz gearbeitet. Der Nano-Well-basierte Ansatz profiliert 1200-1600 Zellkerne und etwa 3000-6000 nachgewiesene Gene pro Zellkern16. Darüber hinaus unterstützt dieser Ansatz die Transkriptomik in voller Länge, die die Untersuchung von strukturellen Variationen, Pseudogenen und Spleißvarianten ermöglicht27. Im Vergleich dazu können mehr als 10.000 Zellkerne mit dem tröpfchenbasierten Ansatz profiliert werden, jedoch auf Kosten einer geringeren Anzahl von Genen, die pro Zellkern nachgewiesen werden (2-3-fach niedriger). Für dieses Protokoll haben wir uns für eine der tröpfchenbasierten Plattformen entschieden, da wir durch die größere Anzahl der profilierten Zellkerne eine größere Kapazität haben, seltene Zelltypen mit einer geringen Abundanz zu erkennen28.
Die Haupteinschränkung von snRNA-seq ist der Verlust des zytosolischen Gehalts, wodurch die Expressionsanalyse auf nukleäre Transkripte beschränkt wird. Der Zellkern enthält 10-100-mal weniger mRNA als die der gesamten Zelle29, was für die Aufdeckung aller Zelltypen in einem Gewebe von Belang sein könnte. Eine aktuelle Studie von Gupta et al. ergab jedoch, dass die nukleäre Transkriptomik - im Vergleich zur Ganzzell-Transkriptomik29 - ähnliche Zellpopulationen und Expressionsprofile biologisch relevanter Gene in kultivierten Präadipozyten und reifen Adipozyten nachweist. Ähnliche Ergebnisse wurden bei anderen Zelltypen gefunden30,31.
Die Isolierung von Einzelkernen hat ihre Vorteile bei der Bereitstellung von Genexpressionsmustern für fragile Zellen mit Einzelzellauflösung (sc), die mit scRNA-seq nicht kompatibel sind. Darüber hinaus können gefrorene Biobankproben verwendet werden, und die Zellkernisolierung erfordert keinen enzymatischen Verdau des Gewebes, der eine Stressreaktion in den Zellen hervorrufen kann, die das Transkriptombeeinflusst 32. Durch die Verwendung von snRNA-seq konnten wir Adipozyten und andere Zelltypen, die in IMAT vorhanden sind, transkriptionell profilieren, was mit scRNA-seq nicht möglich wäre, da Adipozyten lipidbeladen und mit dem tröpfchenbasierten Ansatz inkompatibel sind.
Eine wichtige Anwendung von snRNA-Seq von IMAT ist die Entschlüsselung der Zellzusammensetzung und der transkriptionellen Unterschiede von IMAT in verschiedenen Stoffwechselzuständen. Darüber hinaus können snRNA-seq-Datensätze verwendet werden, um RNA-seq auf IMAT zu dekonvolutieren, um Unterschiede in der Zellzusammensetzung auf einer größeren Skala zu bewerten33. Darüber hinaus kann die Pseudo-Zeitanalyse von snRNA-seq-Daten dazu dienen, Verläufe der Zellreifung zu identifizieren, was insbesondere in Geweben wie IMAT von Interesse ist, in denen die zelluläre Herkunft der reifen Adipozyten noch diskutiert wird.

Intermuskuläres Fettgewebe (IMAT) ist ein ektopisches Fettdepot, das sich zwischen und um die Muskelfasern befindet1. Wie in einer kürzlich erschienenen Übersichtsarbeit von Goodpaster et al. ausführlich beschrieben, kann IMAT mittels hochauflösender Computertomographie (CT) und Magnetresonanztomographie (MRT) nachgewiesen werden (Abbildung 1A,B) und befindet sich um und in Muskelfasern im gesamten Körper1. Die Menge der IMAT variiert stark zwischen den Individuen und wird durch BMI, Alter, Geschlecht, Rasse und Bewegungsmangel beeinflusst 2,3,4. Darüber hinaus wird die IMAT-Ablagerung häufig bei pathologischen Zuständen beobachtet, die mit Muskeldegeneration verbunden sind5, und zahlreiche Studien haben eine erhöhte IMAT-Masse bei Personen mit Fettleibigkeit, Typ-2-Diabetes, metabolischem Syndrom und Insulinresistenz dokumentiert 6,7,8,9. Nichtsdestotrotz stehen die zellulären und biologischen Eigenschaften von IMAT erst am Anfang der Entschlüsselung. Die eingeschränkte Zugänglichkeit und die Variation der IMAT-Lokalisationen und des IMAT-Gehalts im gesamten Körper haben die Entnahme von Proben aus diesem einzigartigen Fettdepot2 erschwert. Darüber hinaus können die Proben bei der Entnahme leicht mit der Skelettmuskulatur (SM) "kontaminiert" werden, was die Trennung zwischen dem biologischen Beitrag der verschiedenen Gewebe schwer zu entschlüsseln macht (Abbildung 1C). Zu diesem Zweck dient die Einzelkern-RNA-Sequenzierung (snRNA-seq), die in den letzten zehn Jahren stark an Aufmerksamkeit gewonnen hat, als ideale Methode, um die Trennung von IMAT- und SM-abgeleiteten Genexpressionsmustern mit Einzelzellauflösung zu ermöglichen. Darüber hinaus ist die Isolierung von Zellkernen besonders nützlich für Fettgewebe, da es sich um große lipidbeladene Adipozyten handelt, die nicht in Einzelzellsuspension dissoziiert werden können, ohne die Integrität der Zellen zu beeinträchtigen. Schließlich birgt diese Technologie das Potenzial, neuartige Marker für IMAT-spezifische Adipozyten zu entdecken und die Zusammensetzung und das Vorhandensein verschiedener Vorläuferzellpopulationen aufzudecken sowie die Variation der Zellzusammensetzung unter pathologischen und normalen Bedingungen zu untersuchen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66784/66784fig01.jpg"> Abbildung 1: Bilder von IMAT. Repräsentatives Magnetresonanzbild (MRT) der IMAT von (A) einer schlanken Frau mittleren Alters und (B) einem Mann mittleren Alters mit Adipositas. Rot: subkutanes Fettgewebe, gelb: intermuskuläres Fettgewebe, grün: Skelettmuskulatur, blau: Knochen. Bild mit freundlicher Genehmigung von Heather Cornnell, AdventHealth Translational Research Institute. (C) Frische Gewebeprobe mit IMAT (eingezehrt durch eine gestrichelte schwarze Linie). Bild mit freundlicher Genehmigung von Meghan Hopf, AdventHealth Translational Research Institute und Bryan Bergman, University of Colorado. Diese Abbildung wurde mit Genehmigung von Goodpaster et al.1 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66784/66784fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Aus der Viehwirtschaft wurde eine Reihe von Studien veröffentlicht, die die Marmorierung von Fleisch (insbesondere IMAT) bei Schweinen, Hühnern und Rindern mit Einzelzell- (sc) und snRNA-seq10 untersuchen. Diese Studien haben mehrere Subpopulationen von Adipozyten und Marker potenzieller Vorläuferzellen von IMATidentifiziert 11,12,13; ob sich diese zellulären Zusammensetzungen auf die humane IMAT übertragen lassen, ist jedoch nicht bekannt. Unseres Wissens hat nur eine Studie die zelluläre Heterogenität von menschlichen Muskeln mit Fettinfiltration untersucht, die von männlichen Patienten mit Hüftarthrose unter Verwendung von snRNA-seq14 gewonnen wurden. Die Forscher berichteten über eine kleine Adipozytenpopulation und mehrere fibro-adipogene Vorläuferpopulationen (FAP) innerhalb der großen Population von Myonuklei14. Unsere Studie ist die erste, die eine Methode entwickelt, um IMAT, das manuell aus menschlichen Muskeln seziert wurde, mittels snRNA-seq direkt auf die zelluläre Zusammensetzung zu untersuchen.
Wichtig ist, dass die Protokolle für snRNA-seq für das untersuchte Gewebe angepasst werden müssen, da die Menge des verfügbaren Gewebes und die physikalischen Eigenschaften des spezifischen Gewebes die optimalen Verarbeitungsschritte bestimmen. Die Gewebeausbeute für IMAT ist in der Regel gering und überschreitet oft nicht 50 mg, selbst wenn ultraschallgesteuerte Biopsien durchgeführt werden. Daher ist die richtige Verarbeitung dieses knappen Gewebes unerlässlich. Wir glauben, dass dieses Protokoll als wertvolle Ressource für Forscher dienen wird, die die IMAT beim Menschen untersuchen.

<table><tbody><tr><td>0,2 &Mikro; M Corning Spritzenvorsatzfilter&nbsp;</td><td>Millipore Sigma</td><td>CLS431229</td><td></td></tr><tr><td>1,7 mL DNA-LoBind-Röhrchen</td><td>Eppendorf</td><td>22431021</td><td>Low-Bind-Röhrchen</td></tr><tr><td>10% Tween 20</td><td>Bio-Rad</td><td>1662404</td><td></td></tr><tr><td>100x Proteaseinhibitor</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>78437</td><td></td></tr><tr><td>10X Magnetseparator</td><td>10X Genomics</td><td>230003</td><td></td></tr><tr><td>10X Vortex Adapter</td><td>10X Genomics</td><td></td><td></td>330002</tr><tr><td>15 mL kanonische Röhrchen</td><td>Sarstedt</td><td>6,25,54,502</td><td></td></tr><tr><td>2100 Bioanalysator&nbsp;</td><td>Agilent</td><td>G2939BA</td><td></td></tr><tr><td>50 mL konische Röhrchen</td><td>Sarstedt</td><td>6,25,47,254</td><td></td></tr><tr><td>CellRanger</td><td>Genomics</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Chromium iX Zubehörkit</td><td>10X Genomics</td><td>PN1000323</td><td></td></tr><tr><td>Chromium iX Controller</td><td>10X Genomics</td><td>PN1000326</td><td></td></tr><tr><td>Chromium Next GEM Chip G Einzelzell-Kit&nbsp;</td><td>10X Genomics</td><td>PN1000127</td><td></td></tr><tr><td>Chrom Next GEM Einzelzelle 3' Gel Bead Kit v3.1&nbsp;</td><td>10X Genomics</td><td>PN1000129</td><td></td></tr><tr><td>Chrom Next GEM Einzelzell-GEM Kit v3.1</td><td>10X Genomics</td><td>PN1000130</td><td></td></tr><tr><td>Countess 3 Automatisierter Zellzähler</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AMQAX2000</td><td>Automatisierter Zellzähler</td></tr><tr><td>Countess Zellzählkammer Objektträger</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C10228</td><td></td></tr><tr><td>DoubletFinder</td><td>R&nbsp;</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (kein Calcium, kein Magnesium)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14190144</td><td></td></tr><tr><td>DTT</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>R0861</td><td></td></tr><tr><td>Dual Index Kit TT Set A, 96 rxns</td><td>10X Genomics</td><td>PN1000215</td><td></td></tr><tr><td>Dynabeads MyOne SILANE&nbsp;</td><td>10X Genomics</td><td>PN2000048</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 100 & micro; m Zellsieb</td><td>Corning Life Science</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 40 &micro; m Zellsieb</td><td>Corning Life Science</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin (Glycerin), 50% (v/v) Wässrige Lösung</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>3290-32</td><td></td></tr><tr><td>KCL</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AM9640G</td><td></td></tr><tr><td>Library Construction Kit v3.1</td><td>10X Genomics</td><td>PN1000196</td><td></td></tr><tr><td>MACS SmartStrainers (30&Mikro; m)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-098-458</td><td></td></tr><tr><td>Mastercycler Nexus Gradient Thermocycler</td><td>Eppendorf</td><td>6331000017</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Ambion</td><td>AM9530G</td><td></td></tr><tr><td>Mörser und Stößel</td><td>Logistik im Gesundheitswesen&nbsp;</td><td>14075</td><td></td></tr><tr><td>NucBlue Live Ready Sonden Reagenz</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>R37605</td><td></td></tr><tr><td>Nukleasefreies Wasser (nicht DEPC-behandelt)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AM9930</td><td></td></tr><tr><td>Probumin Rinderserum Albumin Albumin ohne Fettsäuren, Pulver</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>820024</td><td></td></tr><tr><td>Qiagen Puffer EB</td><td>Qiagen</td><td>19086</td><td></td></tr><tr><td>Ribolock RNAse Inhibitor</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>EO0382</td><td></td></tr><tr><td>Seurat</td><td>R&nbsp;</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S0389</td><td></td></tr><tr><td>SUPERasin 20 U/&micro; L</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AM2695</td><td></td></tr><tr><td>ThermoMixer C</td><td>Eppendorf</td><td>&nbsp; </td><td></td>5382000015</tr><tr><td>Gewebehomogenisator</td><td>Glass-Col</td><td>099C K54</td><td></td></tr><tr><td>Tris-Puffer pH 8,0</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AM9855G</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AC327372500</td><td></td></tr><tr><td>UltraPure 0,5M EDTA pH 8,0</td><td>Gibco</td><td>15575020</td><td></td></tr></tbody></table>

isolierung von zellkernen aus humanem intermuskulärem fettgewebe und nachgeschaltete einzelkern-rna-sequenzierung

Isolation of Nuclei from Human Intermuscular Adipose Tissue and Downstream Single-Nuclei RNA Sequencing

Intermuskuläres Fettgewebe (IMAT) ist ein relativ wenig untersuchtes Fettdepot, das sich zwischen Muskelfasern befindet. Der IMAT-Gehalt steigt mit dem Alter und dem BMI und wird mit Stoffwechsel- und Muskeldegenerativen Erkrankungen in Verbindung gebracht. Das Verständnis der biologischen Eigenschaften von IMAT und seines Zusammenspiels mit den umgebenden Muskelfasern fehlt jedoch erheblich. In den letzten Jahren haben uns die Einzelzell- und Zellkern-RNA-Sequenzierung zelltypspezifische Atlanten verschiedener menschlicher Gewebe geliefert. Die zelluläre Zusammensetzung der humanen IMAT ist jedoch aufgrund der inhärenten Herausforderungen ihrer Zugänglichkeit aus der Biopsieentnahme beim Menschen weitgehend unerforscht. Neben der begrenzten Menge an entnommenem Gewebe ist die Verarbeitung der menschlichen IMAT aufgrund ihrer Nähe zu Skelettmuskelgewebe und Faszien kompliziert. Die lipidbeladene Natur der Adipozyten macht sie mit der Einzelzellisolierung unvereinbar. Daher ist die Einzelkern-RNA-Sequenzierung optimal für die Erlangung hochdimensionaler Transkriptomik mit Einzelzellauflösung und bietet das Potenzial, die Biologie dieses Depots aufzudecken, einschließlich der genauen zellulären Zusammensetzung von IMAT. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll für die Zellkernisolierung und die Bibliotheksvorbereitung von gefrorenen humanen IMAT für die Einzelkern-RNA-Sequenzierung vor. Dieses Protokoll ermöglicht die Profilierung von Tausenden von Zellkernen unter Verwendung eines tröpfchenbasierten Ansatzes und bietet so die Möglichkeit, seltene und wenig häufige Zelltypen zu erkennen.

Dieser Arbeitsablauf wurde entwickelt, um die Verarbeitung von gefrorenen humanen IMAT-Proben zu steuern, um Genexpressionsprofile mit Einzelkernauflösung zu erhalten und so die Identifizierung von Zelltypen zu ermöglichen. Hier wird eine repräsentative IMAT-Stichprobe eines Teilnehmers der SOMMA-Studie vorgestellt.
Der erste Schritt jeder Analyse von snRNA-seq-Daten besteht darin, die Qualität der Daten zu bewerten, um Zellkerne von schlechter Qualität zu identifizieren, die möglicherweise aus dem Datensatz entfernt werden sollten. Wichtig ist, dass die Filterschritte und Schwellenwerte für die spezifische Art der Probe und des Datensatzes bestimmt werden, die Sie zur Hand haben, da die häufig ausgewerteten Metriken je nach Gewebe und Zelltyp unterschiedlich sein können22,23. Abbildung 4A zeigt einige der wichtigsten Metriken, die zur Bewertung der Qualität der generierten snRNA-seq-Daten verwendet werden. Die Anzahl der pro Zellkern nachgewiesenen Gene hängt von der Sequenzierungstiefe und dem Zelltyp ab, wird jedoch bei Zellkernen guter Qualität auf über 200 geschätzt18,23. Es wurde festgestellt, dass die mit diesem Protokoll generierten Daten mit einem Median von 1134 Genen pro Zellkern von insgesamt 4662 Kernen im erwarteten Bereich liegen.
Der Prozentsatz der mitochondrialen Reads wird bewertet, da ein hoher Grad an mitochondrialer Kontamination durch beschädigte Zellkerne oder Umgebungs-RNA entstehen kann, die an die Zellkerne andocken, was auf Zellkerne von schlechter Qualität hinweist. In dem hier vorgestellten Datensatz wurde ein medianer mitochondrialer Leseprozentsatz von 2,65 gefunden, was deutlich unter der in der Literatur üblichen Schwelle von 5 % bis 20 % liegt 24,25,26. Der Prozentsatz der ribosomalen Reads unterscheidet sich je nach Zelltyp und Gewebe. Da jedoch große Anteile ribosomaler Gene das Clustering der Daten beeinflussen können, wird empfohlen, den ribosomalen Leseprozentsatz zu überprüfen und möglicherweise ribosomale Gene oder Zellkerne mit einem hohen Anteil an ribosomalen Genen aus dem Datensatz zu entfernen, bevor das Clustering erfolgt. Die mit diesem Protokoll generierten Daten zeigten ein niedriges Niveau an ribosomalen Reads mit einem Median von 2,46 % und einem Maximum von 16,5 %, weshalb wir nicht auf der Grundlage dieser Metrik gefiltert haben. Zuletzt wurde ein Zellkomplexitätswert berechnet, der sich aus der log(10)-Anzahl der nachgewiesenen Gene dividiert durch die log(10)-Anzahl der erkannten Reads zusammensetzt. Es wird erwartet, dass die Zellkerne von guter Qualität über 0,8 liegen, und in der in dieser Studie verwendeten Probe wurde ein Median von 0,92 erhalten. Basierend auf diesen QC-Metriken kann entschieden werden, welche Kerne aus dem Datensatz herausgefiltert werden sollen. Für die Analyse haben wir uns entschieden, Zellkerne mit weniger als 200 oder mehr als 10.000 Genen pro Zellkern, mehr als 10 % mitochondrialen Lesevorgängen und einem Komplexitätswert von unter 0,8 herauszufiltern.
Nach dem ersten Schritt der Qualitätsbewertung und Filterung kann ein UMAP generiert werden, um die Clusterbildung der Kerne zu visualisieren. Das Clustering wurde auf der Grundlage der 2000 variabelsten Gene unter Verwendung der SCT-Transformation durchgeführt. Die ersten Clustering-Schritte können verwendet werden, um zu überprüfen, ob eines der QC-Merkmale zusammengeclustert ist, z. B. Kerne mit hohen mitochondrialen Reads. Darüber hinaus sind Clustering-Informationen für einige Dublett-Erkennungsmethoden erforderlich, einschließlich DoubletFinder20, das in diesem Protokoll verwendet wurde. DoubletFinder wurde mit einer erwarteten Multilotrate von 4,8 % verwendet, wie von den Anbietern der tröpfchenbasierten Plattform vorgeschlagen. Nach der Dublettenentfernung wurde der Grad der RNA-Kontamination in der Umgebung abgeschätzt, was besonders häufig bei Einzelkernpräparationen der Fall ist, da RNA bei der Zelllyse aus dem Zytoplasma freigesetzt und in die Gel-Beads-in-Emulsion (GEMs) abgegeben und in den folgenden Bibliotheksvorbereitungsschritten amplifiziert wird. Daher wurden mehrere Instrumente entwickelt, um das inhärente Problem der RNA-Kontamination in der Umgebung zu beheben (siehe Tabelle 3). Wir haben das R-Paket decontX21 verwendet, in dem die rohe Hintergrundmatrix (einschließlich nur leerer Tröpfchen) verwendet wird, um die Genexpressionsmatrix anzupassen und so die reale Genexpressionssignatur zu verbessern.
Die Clusterbildung und die Fähigkeit, niedrig vorkommende Zelltypen zu erkennen, hängen von der Anzahl der Zellkerne ab. In dieser Studie wurden alle erwarteten Hauptzelltypen in IMAT (Abbildung 4B) von insgesamt 3817 Zellkernen nach QC-Filterung, Dublettenentfernung und Umgebungs-RNA-Anpassung nachgewiesen. Dazu gehörten Stammzellen, fibro-adipogene Vorläuferzellen (FAPs) und reife Adipozyten sowie Perizyten, glatte Muskelzellen, Immunzellen, Muskelvorläuferzellen und Myonuklei aus der Kontamination von Skelettmuskelzellen.
Insgesamt haben wir gezeigt, dass dieses Protokoll hochauflösende Einzelkerndaten liefert, die den Nachweis der Zelltyp-Annotation ermöglichen, die für die Entschlüsselung der Biologie und der zellulären Ursprünge von IMAT wichtig ist.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66784/66784fig04.jpg"> Abbildung 4: Qualitätsbewertung, Clustering und Zelltyp-Annotation von Sequenzierungsdaten. (A) Violindiagramme der wesentlichen Metriken für die Bewertung der Proben- und Sequenzierungsleistung, einschließlich der Anzahl der pro Zellkern nachgewiesenen Gene, des Prozentsatzes der mitochondrialen Reads, des Prozentsatzes der ribosomalen Reads und der Zellkomplexität, gemessen als log(10) Anzahl der nachgewiesenen Gene dividiert durch die log(10) Anzahl der nachgewiesenen Reads. Die Medianwerte für jede Metrik werden in geschlossenen Feldern angegeben. Gesamtzahl der Kerne: 4662. (B) UMAP, das die Clusterbildung einzelner Zellkerne und das entsprechende DotPlot zeigt, das die relative Genexpression von Zelltyp-Markergenen für jeden Cluster nach der Filterung zeigt. Anzahl der Kerne: 3817. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66784/66784fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Ergänzende Datei 1: Der Code für die QC- und Clustering-Analyse. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66784/Supplementary_File_1.zip" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>

Die Biologie des intermuskulären Fettgewebes (IMAT) ist aufgrund der begrenzten Zugänglichkeit von menschlichem Gewebe weitgehend unerforscht. Hier präsentieren wir ein detailliertes Protokoll für die Zellkernisolierung und die Bibliotheksvorbereitung von gefrorenen humanen IMAT für die Einzelkern-RNA-Sequenzierung, um die zelluläre Zusammensetzung dieses einzigartigen Fettdepots zu identifizieren.

Isolierung von Zellkernen aus humanem intermuskulärem Fettgewebe und nachgeschaltete Einzelkern-RNA-Sequenzierung

Intermuscular adipose tissue (IMAT) is a relatively understudied adipose depot located between muscle fibers. IMAT content increases with age and BMI and ...

Unsere Forschungsgruppe versucht, die Zellzusammensetzung und die zellspezifischen Transkriptionsprofile von intermuskulärem Fettgewebe (IMAT) beim Menschen zu verstehen. IMAT ist eigentlich ein ektopisches Fettdepot, das sich zwischen und um die Muskelfasern herum befindet. Computertomographie und MRT waren in der Lage, das IMAT-Volumen zu quantifizieren und haben kürzlich gezeigt, dass es sowohl mit dem Alter als auch mit dem BMI zunimmt und auch mit degenerativen Muskelerkrankungen in Verbindung gebracht wird.In-vitro-Sekretomstudien haben kürzlich gezeigt, dass IMAT-sekretierte Proteine die Fähigkeit haben, die Insulinsensitivität, Entzündungsprofile und auch die kontraktile Proteinexpression in der menschlichen Skelettmuskulatur zu beeinflussen. Die begrenzte Menge an IMAT-Gewebe, das bei Biopsien gesammelt wird, und die lipidbeladene Natur der Adipozyten machen dieses Gewebe unverträglich mit der Gewebeverdauung und der Einzelzell-RNA-Seq. Daher wollten wir ein Protokoll entwickeln, das die Zellkernisolierung an kleinen Gewebemengen durchführt, die dann in nachgeschalteter Einzelkern-RNA-Seq verwendet werden können.Dieses Protokoll wird es den Forschern ermöglichen, die Zusammensetzung und zellspezifischen Transkriptionsveränderungen zu bestimmen, die bei IMAT in verschiedenen metabolischen Krankheitszuständen und als Reaktion auf Eingriffe auftreten. Wir hoffen, dass diese Informationen für die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien zur Linderung von Stoffwechselerkrankungen von entscheidender Bedeutung sein werden, indem sie entweder direkt auf IMAT oder auf seine sezernierten Faktoren abzielen. Auf diesem Gebiet fehlen Daten über die Biologie von IMAT, seine zellulären Ursprünge und die Kommunikation mit anderen Zellen, die sowohl innerhalb als auch außerhalb von IMAT leben, sowie über seine molekularen Reaktionen auf Lifestyle-Interventionen wie Ernährung und Bewegung oder Pharmakotherapie.All dies sind zentrale Forschungsfragen für unsere Gruppe.

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Biology

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Hier präsentieren wir ein Protokoll, um schnell qualitativ hochwertige Kerne aus dem frischen oder gefrorenen Gewebe für die nachgelagerten massiv parallelen RNA Sequenzierung zu isolieren. Wir enthalten Waschmittel-mechanische und hypotone-mechanische Gewebe Störung und Zelle Lyse Optionen, die für die Isolierung von Kernen verwendet werden können.

Isolierung von Erwachsenen Rückenmark Kerne für massiv parallele Single-Kern-RNA-Sequenzierung

Diese Veröffentlichung beschreibt ein Protokoll zur Isolierung von Kernen aus ausgereiften Adipozyten, zur Reinigung durch fluoreszenzaktivierte Sortierung und zur einzelligen Transkriptomik.

Isolierung von Adipose-Gewebekernen für einzellige Genomanwendungen

Die Isolierung einzelner Kerne beruht auf der Dissoziation und der Waschmittel-basierten Permeabilisierung der Zellmembran, Schritte, die optimiert werden müssen und anfällig für die Einführung technischer Artefakte sind. Wir zeigen ein Waschmittel- und enzymfreies Protokoll zur schnellen Isolierung intakter Kerne direkt aus dem gesamten Gewebe, das Kerne liefert, die für Single-Nucleus RNA-seq (snRNA-Seq) oder ATAC-seq geeignet sind.

Kernisolierung aus ganzem Gewebe mit einer Waschmittel- und enzymfreien Methode

Intratumorale Heterogenität ist ein inhärentes Merkmal von Tumoren, einschließlich Gliomen. Wir haben ein einfaches und effizientes Protokoll entwickelt, das eine Kombination aus Puffern und Gradientenzentrifugation verwendet, um einzelne Kerne aus frischem gefrorenem Gliomgewebe für Einzelkern-RNA- und ATAC-Sequenzierungsstudien zu isolieren.

Kernisolierung aus frischen gefrorenen Hirntumoren für Einzelkern-RNA-seq und ATAC-seq

Hier stellen wir ein Protokoll zur Isolierung von Kernen aus schockgefrorenem, archiviertem Lebergewebe für Einzelkern-RNA-seq, ATAC-seq und Gelenk-Multiomics (RNA-seq und ATAC-seq) vor.

Isolierung von Zellkernen aus schockgefrorenem Lebergewebe für Einzelzell-Multiomics

Die Studie beschreibt ein einfaches, schnelles und teilautomatisiertes Protokoll zur Isolierung hochwertiger Zellkerne aus gefrorenem Säugetiergewebe für die nachgeschaltete Einzelkern-RNA-Sequenzierung.

Ein einfaches, schnelles und teilautomatisiertes Protokoll für die Isolierung von Einzelkernen aus gefrorenem Säugetiergewebe für die Einzelkernsequenzierung

Die zellulären Heterogenität von Hirngewebe stellt eine erhebliche Einschränkung für das Studium der epigenetischen Markierungen in Chromatin, da die meisten Assays einzelne Zelle Auflösung fehlt. Neuronen sind typischerweise mit Glia und andere nicht-neuronalen Zellen vermischt. Wir bieten ein Protokoll zu extrahieren und zu sammeln neuronale Kerne von menschlichen Gehirns.

Neuronale Kerne Isolation von Human Postmortem Gehirngewebe

Im Jahr 2001 beschrieben Forscher an der UCLA die Isolierung einer Population von adulten Stammzellen, sogenannte Fettgewebe gewonnene Stammzellen oder ASC, aus dem Fettgewebe. Dieser Artikel beschreibt die Isolierung des ASC aus lipoaspirates mit einem manuellen, enzymatische Verdauung mit Kollagenase-Protokoll.

Manuelle Isolierung von Fettgewebe gewonnene Stammzellen aus menschlichen Lipoaspirates

Die Myofibroblasten ist ein einfluss Stromazellen des Magen-Darm-Trakt, die wichtige physiologische Prozesse in normalen und Krankheitszustände regelt. Wir beschreiben eine Technik, die für die Isolierung von primären Myofibroblasten aus Maus und menschlichen Dickdarmgewebe, das für die in vitro Experimente verwendet werden können, ermöglicht.

Isolierung von Primär Myofibroblasten aus Maus und Mensch Colon Tissue

Wir berichten über ein Verfahren zur Isolierung von RNA mit hoher Integrität aus der Ribonuklease-reichen Bauchspeicheldrüse der Maus.

RNA-Isolierung aus Maus Pankreas: Eine Ribonuklease-reichen Gewebe

Erfahren Sie die Isolierung von Zellkernen aus humanem intermuskulärem Fettgewebe und die Einzelkern-RNA-Sequenzierung. Diese Methode ermöglicht die Analyse zellspezifischer Transkriptomik von IMAT bei metabolischen Erkrankungen.

Isolierung von Zellkernen aus humanem intermuskulärem Fettgewebe und nachgeschaltete Einzelkern-RNA-Sequenzierung

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