Name: Kontrollierte reversible viszerale arterielle Ischämie, venöse Stauung und kombinierte Malperfusion mittels Midline-Laparotomie bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-07-05T14:50:00.000+00:00
Duration: 4 min 57 s
Description: Lernen Sie eine standardisierte Methode zur induzierten reversiblen viszeralen Malperfusion bei Ratten mittels Mikrogefäßklammern. Diese Technik ermöglicht kontrollierte Ischämie- und Reperfusionsstudien mit hyperspektraler Bildgebung.

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Alle hier beschriebenen Tieraktivitäten wurden in akkreditierten Einrichtungen durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Regierungspräsidiums Baden-Württemberg in Karlsruhe (35-9185.81/G-62/23) genehmigt. Die Versuchstiere wurden nach institutionellen Standards, den deutschen Gesetzen zur Verwendung und Pflege von Tieren, den Richtlinien des Rates der Europäischen Gemeinschaft (2010/63/EU) und den ANARRIVE-Richtlinien gehalten. Männliche Sprague Dawley-Ratten mit einem Bestellgewicht von 400 Gramm wurden nach einer einwöchigen Akklimatisierung verwendet. Die Einzelheiten zu den Reagenzien und der Ausrüstung, die in dieser Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Anästhesie und Analgesie
<ol><li>Betäuben Sie die Ratte mit dem Medikament gemäß den institutionellen Protokollen. Isofluran wird zur Einleitung einer Sedierung empfohlen, gefolgt von einer i.p. Injektion von 100 mg/kg Ketamin mit Körpergewicht und 4 mg/kg Xylazin mit Körpergewicht. Eine zusätzliche Analgesie kann mit einer s.c.-Injektion von 5 mg/kg Carprofen Körpergewicht erreicht werden. Für Details verweisen wir auf Studier-Fischer et al.13.</li>
	<li>Tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit zu verhindern.</li>
	<li>Gewährleisten Sie die richtige analgetische Tiefe mit dem Zehenquetschtest mit chirurgischer Pinzette.</li>
	<li>Bewerten Sie die Narkosetiefe während der Operation regelmäßig und passen Sie sie an.</li>
</ol>2. Vorbereitung des Eingriffs
<ol><li>Bereiten Sie den Scheuertisch mit allen erforderlichen Materialien und Instrumenten vor, einschließlich lösbarer mikrovaskulärer Klemmen und des Applikators (Abbildung 2A-C), einer stumpfen Überholtklemme, einer Feinpräparationsschere und einer Pinzette.<ol><li>Bereiten Sie die chirurgischen Präparationshaken vor, indem Sie die Kanülen in einem Winkel von 135° in einem Abstand von 1 cm zur Spitze falten und über einen Luer-Lock mit Kunststoff-Perfusionsschläuchen verbinden, um mit einer chirurgischen Moskitoklemme Spannung aufzubringen (Abbildung 2D,E).</li>
	</ol></li>
	<li>Bereiten Sie eine chirurgische Expositionsvorrichtung für Nagetiere vor, einschließlich Y-förmiger Fixierungsstäbe und eines Heizkissens, wie in Studier-Fischer et al.13 beschrieben.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass eine ordnungsgemäße Sauerstoffversorgung durch Inhalation von 100 % Sauerstoff mit einer Gesichtsmaske für Neugeborene erreicht wird (Abbildung 2F).</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig02.jpg"> Abbildung 2: Versuchs- und Tieraufbau. (A) Erforderliche chirurgische Instrumente und Materialien. (B,C) Lösbare mikrovaskuläre Klemme und Applikator. (D,E) Eine gefaltete Kanüle, die mit einem Perfusionsschlauch verbunden ist, wird als chirurgischer Vorbereitungshaken verwendet. (F,G) Das Rattenmodell wurde mit einer Gesichtsmaske mit Sauerstoff versorgt und rasiert. (H) Hautschnitt über die gesamte Bauchlänge. (I-M) Resektion des Xiphoids und Hämostase. (N-Q) Lebermobilisation und Dissektion des falciformen Bandes (Pfeil 1). (R) Anwendung von Präparationshaken und Metallständern für die Freilegung von Organen nach Laparotomie. (S) Vollständige viszerale Freilegung der großen abdominalen Gefäße mit stumpfen Haken (Pfeil 2), Silikongefäßschlaufen (Pfeil 3) und chirurgischer Kompresse (Pfeil 4). (T,U) Bauchaorta und Kavalvene. (V) Atraumatische Präparationsinstrumente. (W) Befeuchteter Wattestäbchen (Pfeil 5). (X) Befeuchtete Kompresse in der Pinzette (Pfeil 6) und stumpfe Überholtklemmen (Pfeil 7). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
3. Chirurgische Vorbereitung
<ol><li>Rasieren Sie die chirurgische Zugangsstelle für eine Mittellinien-Laparotomie (Abbildung 2G). Führen Sie einen Hautschnitt über die gewünschte Bauchlänge von ca. 7 cm durch (Abbildung 2H), fahren Sie mit der Laparotomie fort, indem Sie die Faszie präparieren, und nähen Sie die chirurgischen Vorbereitungshaken mit angebrachten Kunststoffschläuchen und chirurgischen Mückenklemmen durch die Haut. Legen Sie den chirurgischen Situs mit den chirurgischen Vorbereitungshaken frei und üben Sie Spannung auf das Gewebe aus.</li>
	<li>Achten Sie darauf, dass das Bauchfell nur bis zu einigen Millimetern unterhalb des Brustbeinbeginns kranial präpariert wird und ein Teil des Bauchfells intakt bleibt. Legen Sie einen Teil einer chirurgischen Kompresse unterhalb des Brustbeins (Abbildung 2I) und resezieren Sie das Xiphoid mit einer starken Materialschere. Üben Sie mit der chirurgischen Kompresse Druck auf den Resektionsbereich aus, um eine ausreichende Blutstillung dieser gut durchbluteten Region zu erreichen (Abbildung 2I-M).</li>
	<li>Mobilisieren Sie die Leber dorso-kaudal, um das falciforme Band freizulegen (Abbildung 2N) und das Band zu präparieren (Abbildung 2O-Q).</li>
	<li>Zur hämostatischen Kontrolle führen Sie, je nachdem, wo die Klemmung der großen Gefäße durchgeführt werden soll, eine vollständige viszerale Freilegung der abdominalen großen Gefäße (Abbildung 2R) und der mit Silikongefäßschlaufen befestigten Gefäße durch (Abbildung 2S-U). Es sollten nur atraumatische Präparationsinstrumente verwendet werden (Abbildung 2V), wie z. B. befeuchtete Wattestäbchen (Abbildung 2W), befeuchtete Kompressen in einer Pinzette und stumpfe Überholklemmen (Abbildung 2X).</li>
</ol>4. Vorbereitung und Abklemmen der Bauchschlagader bei arterieller Ischämie
<ol><li>Führen Sie eine linke Medialisierung der oberen Bauchorgane mit atraumatischen Präparationsinstrumenten durch, um Zugang zur linken Nebennierenarterie zu erhalten (Abbildung 3A-D).</li>
	<li>Identifizieren Sie die pulsierende Stelle, die typischerweise medial zur kranialen Verlängerung der linken Nebennierenarterie liegt und den Verlauf der Aorta anzeigt (Abbildung 3E). Schieben Sie sich mit Overholt-Klemmen für eine stumpfe Dissektion durch das Weichgewebe vor, um Zugang zur Bauchaorta zu erhalten (Abbildung 3F,G).</li>
	<li>Tunneln Sie die Bauchschlagader am schädelreichsten Ende mit stumpfen Überholklemmen (Abbildung 3H-L) und schlingen Sie die Aorta mit einer Silikongefäßschlaufe (Abbildung 3M-T).</li>
	<li>Bringen Sie eine geeignete mikrovaskuläre Aneurysmaklemme an, indem Sie die Silikonschlaufe verwenden, um die Aorta ventral leicht zu luxieren, und führen Sie die mikrovaskuläre Aneurysmaklemme entlang der Silikonschlaufe, um eine isolierte Aortenklemmung zu gewährleisten (Abbildung 3U). Je nach Fragestellung kann die mikrovaskuläre Klemme wieder gelöst werden.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig03.jpg"> Abbildung 3: Präparation und Klemmung der Bauchschlagader (A) Freilegung viszeraler Organe. (B-E) Linke Medialisierung der oberen Bauchorgane mit atraumatischen Präparationsinstrumenten, um Zugang zur linken Nebennierenarterie zu erhalten. (F,G) Stumpfe Dissektion medial der linken Nebennierenarterie an der pulsierenden Stelle (grauer Pfeil), um Zugang zur Bauchschlagader zu erhalten. (H-L) Tunnelung der Bauchschlagader mit stumpfen Overholt-Klemmen. (M-T) Schleudern der Aorta mit einer Silikongefäßschlaufe. (U) Anlegen einer lösbaren Aneurysma-Mikrovaskulärklemme unter Verwendung der Silikonschlaufe als Anleitung. (V-Z) Visualisierung der Arteria coeliacus (orange) in Bezug auf die Aorta (rot) und die Silikongefäßschlinge. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
5. Präparation und Klemmung der suprahepatischen Bauchvene bei venöser Stauung
<ol><li>Mobilisieren Sie die Leber mit atraumatischen Präparationsinstrumenten nach rechts, präparieren Sie die Leberbänder scharf und lateralisieren Sie die Leber weiter (Abbildung 4A-C).</li>
	<li>Öffnen Sie den retrohepatischen Raum an den linken Crus des Zwerchfells mit stumpfen Overholt-Klemmen (Abbildung 4D-G).</li>
	<li>Tunneln Sie die Kavalvene mit stumpfen Überholtklammern (Abbildung 4H-K) und schlingen Sie die Kavalvene mit Silikongefäßschlaufen (Abbildung 4L-O).</li>
	<li>Bringen Sie eine geeignete mikrovaskuläre Aneurysmaklemme an, indem Sie die Kavalvene ventral leicht luxieren, und führen Sie die mikrovaskuläre Aneurysmaklemme entlang der Silikonschlaufe, um eine isolierte Klemmung der Kavalvene zu gewährleisten (Abbildung 4R).</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig04.jpg"> Abbildung 4: Präparation und Klemmung der suprahepatischen Vena cavale abdominal. (A) Freilegung der kranialen viszeralen Organe. (B) Gewebeschonende Mobilisation der Leber und scharfe Dissektion der Leberbänder mit atraumatischen Präparationsinstrumenten. (C) Lateralisierung der Leber. (D-G) Die Öffnung des retrohepatischen Raumes und die Präparation an den linken Crus des Zwerchfells. (H-K) Tunnelung der Vena cavale (blau) mit stumpfen Overholt-Klemmen. (v.l.n.r.) Schleudern der Vena cavale mit Hilfe von Gefäßschlaufen aus Silikon. (P,Q) Anstrengung von Spannung, um den Blutfluss der Kavale zaghaft einzuschränken. (R) Anlegen einer lösbaren mikrovaskulären Aneurysmaklemme unter Verwendung der Silikonschlaufe als Anleitung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
6. Abklemmen der Bauchschlagader und der suprahepatischen Bauchhöhle bei kombinierter Malperfusion
<ol><li>Führen Sie die obigen Schritte aus, bis sowohl die Aorta als auch die Kavalvene mit Silikongefäßschlaufen versehen sind. Fahren Sie mit der Anwendung der Aneurysma-Mikrovaskulärklemme für beide Gefäße fort, wieder mit der Silikonschlaufe zur Führung. Es empfiehlt sich, zuerst die Aorta zu klemmen und die Zeit bis zur anschließenden Kavalklemmung auf wenige Sekunden zu minimieren. HINWEIS: Abhängig vom gewünschten Szenario und Forschungszweck kann die Malperfusion über eine definierte Zeitspanne fortgesetzt oder nach einer bestimmten Zeitspanne freigegeben werden, und die Tiere können entweder durch eine scharfe Kardiektomie (nach institutionell anerkannten Protokollen) für Nicht-Überlebensanwendungen euthanasiert werden oder im Falle geplanter Nachuntersuchungen und Überlebensexperimente einen schrittweisen Bauchverschluss mit chirurgischen Nähten erhalten. Für die vorliegende Studie wurden die Tiere eingeschläfert.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Rattenmodell für Untersuchungen zur Malperfusion viszeraler Organe

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<li>Cruz, R. J., Garrido, A. G., Ribeiro, C. M., Harada, T., Rocha-E-Silva, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+blood+flow+distribution+and+oxygen+metabolism+during+mesenteric+ischemia+and+congestion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Regional blood flow distribution and oxygen metabolism during mesenteric ischemia and congestion.</a> J Surg Res. 161 (1), 54-61 (2010).</li>
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<li>Boys, J. A., Toledo, A. H., Anaya-Prado, R., Lopez-Neblina, F., Toledo-Pereyra, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+dantrolene+on+ischemia-reperfusion+injury+in+animal+models%3A+A+review+of+outcomes+in+heart%2C+brain%2C+liver%2C+and+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Investig+Med%22%5BJournal%5D)">Effects of dantrolene on ischemia-reperfusion injury in animal models: A review of outcomes in heart, brain, liver, and kidney.</a> J. Investig Med. 58 (7), 875-882 (2010).</li>
<li>Orihashi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenteric+ischemia+in+acute+aortic+dissection%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Today%22%5BJournal%5D)">Mesenteric ischemia in acute aortic dissection.</a> Surg Today. 46 (5), 509-516 (2016).</li>
<li>Byard, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+mesenteric+ischemia+and+unexpected+death%5BTitle%5D)+AND+%22J+Forensic+Leg+Med%22%5BJournal%5D)">Acute mesenteric ischemia and unexpected death.</a> J Forensic Leg Med. 19 (4), 185-190 (2012).</li>
<li>Łagosz, P., Sokolski, M., Biegus, J., Tycinska, A., Zymlinski, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+intra-abdominal+pressure%3A+A+review+of+current+knowledge%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Clin+Cases%22%5BJournal%5D)">Elevated intra-abdominal pressure: A review of current knowledge.</a> World J Clin Cases. 10 (10), 3005-3013 (2022).</li>
</ol>

Während die Auswirkungen von Gewebeperfusionsentzug in Form von lokalen oder systemischen Gewebemalperfusionszuständen seit langem anerkannt sind, sind sie nach wie vor eine der Hauptursachen für Morbidität und Mortalität sowohl in den Vereinigten Staaten als auch in Europa1. Diese Malperfusionszustände sind nach Malignität und septischen Entzündungen die dritthäufigste Ursache für den Gewebeabbau, haben aber im Vergleich zu den beiden letztgenannten ein weitaus breiteres Ursprungsspektrum2.
Dieses Spektrum reicht von lokalen Mechanismen wie Vorhofflimmern mit thromboembolischem Verschluss, Vasokonstriktion und iatrogener oder traumatischer Dissektion bis hin zu systemischen Mechanismen wie Herzinsuffizienz oder -schock, Sepsis, Hypovolämie und Steal-Phänomenen. Diese vielfältigen Mechanismen liegen einer Vielzahl von medizinischen und chirurgischen Erkrankungen zugrunde. Die signifikante Morbidität und Mortalität, die mit diesen Erkrankungen verbunden ist, hat die medizinische Aufmerksamkeit im Laufe der Jahrzehnte auf Verfahren zur Wiederherstellung des Blutflusses in malperfundiertem Gewebe gelenkt, um Nekrosen vorzubeugen und die Organfunktion wiederherzustellen3.
Diese Forschungsanstrengungen haben zu einer Vielzahl von pharmazeutischen, medizinischen und chirurgischen Lösungen zur Wiederherstellung der physiologischen Organperfusion geführt, darunter Fortschritte in der Bypass-Chirurgie4, endovaskulären Verfahren5, der extrakorporalen Membranoxygenierung 6,7, der Perfusion von Organmaschinen während der Transplantation8 und künstlichen Blutersatzstoffen9.
Trotz dieser bedeutenden Entwicklungen bleibt die Malperfusion, insbesondere der viszeralen Organe, ein drängendes Problem in der Patientenversorgung, und der Bedarf an weiterer Forschung zu biomedizinischen Prozessen und Rettungsstrategien ist hoch. Valide biologische Modelle sind von größter Bedeutung, um diese Art von Forschung zu ermöglichen. Aufgrund der multifaktoriellen Aspekte der Gewebeperfusionsforschung, die nicht nur die Zellbiologie, sondern auch die vaskuläre Mikroanatomie und Rheologie umfassen, erfordert ein geeignetes Modell einen Grad an biologischer Komplexität, den nur ein vollständiger Modellorganismus bieten kann, so dass Nagetiere das offensichtliche Modell der Wahl sind.
Die Gewebemalperfusion kann in drei verschiedene Zustände unterschieden werden: isolierte arterielle Ischämie, isolierte venöse Stauung und kombinierte Malperfusion10. Klinisch relevante Szenarien für diese Erkrankungen sind (1) Arterielle Ischämie: Vorhofflimmern mit thromboembolischem Verschluss, septische Embolien, Vasokonstriktion, iatrogene oder traumatische Gefäßdissektion oder -klemmung, Herzinsuffizienz oder -schock, Aortendissektion, Sepsis und Hypovolämie, extreme arterielle Obstruktion aufgrund einer äußeren Verengung, Lungenarterienembolie, chronische arterielle Gefäßverschlusserkrankungen oder Steal-Phänomene; (2) Venöse Stauung: iatrogene oder traumatische Gefäßdissektion oder -klemmung, Herzinsuffizienz, Leberfibrose oder Leberzirrhose, Venenobstruktion aufgrund äußerer Verengung, Venenthrombose, Veneninsuffizienz und Budd-Chiari-Syndrom; (3) Kombinierte Malperfusion: Kombinationen der oben genannten Zustände und fortgeschrittene Stadien der oben genannten Erkrankungen, wie z. B. sekundäre venöse Stauung aufgrund einer ischämieinduzierten Fibrose oder sekundäre arterielle Ischämie aufgrund einer stauungsinduzierten Retention, sowie spezifische Organerkrankungen wie ischämische Entzündungen (z. B. ischämische Kolitis)11,12.
Dieser Artikel zielt daher darauf ab, ein Schritt-für-Schritt-Modell zur Induktion einer kontrollierten, reversiblen viszeralen arteriellen Ischämie, einer venösen Stauung und einer kombinierten Malperfusion über Mittellinien-Laparotomie bei Ratten sowohl für Überlebens- als auch für Nicht-Überlebensanwendungen bereitzustellen, wie in Abbildung 1 dargestellt. Das experimentelle Modell bietet eine kontrollierte Umgebung für die Untersuchung der vielschichtigen Dynamik von arterieller Ischämie, venöser Stauung und ihren kombinierten Folgeerscheinungen und emuliert klinisch relevante Szenarien, die unter verschiedenen Bedingungen auftreten.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig01.jpg"> Abbildung 1: Überblick über das Protokoll. Schematische Darstellung der vaskulären Anatomie der Ratte und Darstellung der Klemmstelle (grauer Pfeil). (A) Physiologische Durchblutung. (B) Arterielle Ischämie. (C) venöse Stauung. (D) Kombinierte Malperfusion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

<table><tbody><tr><td>Atraumatische Präparationszange</td><td>Aesculap</td><td>FB395R</td><td>DE BAKEY ATRAUMATA atraumatische Zange, gerade</td></tr><tr><td>stumpfe Überholklemme</td><td>Aesculap</td><td>BJ012R</td><td>BABY-MIXTER Präparations- und Ligaturklemme, gebogen, 180 mm</td></tr><tr><td>Kanüle</td><td>BD (Beckton, Dickinson)</td><td>301300</td><td>BD Mikrolanze 3 Kanüle 20 G</td></tr><tr><td>Fixierstäbe</td><td>legefest</td><td>500343896</td><td>Stimmgabeln als Y-förmige Befestigungsstäbe aus Metall</td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Royal Gardineer</td><td>IP67</td><td>Royal Gardineer Heizkissen Größe S, 20 Watt</td></tr><tr><td>Kunststoff-Perfusorrohr</td><td>M. Schilling GmbH</td><td>S702NC150</td><td>Verbindungsrohr COEX 150 cm</td></tr><tr><td>Silikongefäß Schlaufenbinder</td><td>SERAG WIESSNER</td><td>SL26</td><td>Silikongefäß Schlaufenbinder 2,5 mm rot</td></tr><tr><td>Spraque Dawley rat</td><td>Janvier Labs</td><td>RN-SD-M</td><td>Spraque Dawley rat</td></tr><tr><td>Stahlblech</td><td>Maschinenbau Feld GmbH</td><td>C010206</td><td>Verzinktes Blech, 40 x 50 cm, Dicke 4,0 mm</td></tr><tr><td>Yasargil Clip</td><td>Aesculap</td><td>FE795K</td><td>YASARGIL Aneurysma Clip System Phynox Temporary (Standard)</td></tr><tr><td>Clip Yasargil Clip Applikator</td><td>Aesculap</td><td>FE558K</td><td>YASARGIL Aneurysma Clip Applikator Phynox (Standard)</td></tr></tbody></table>

kontrollierte reversible viszerale arterielle ischämie, venöse stauung und kombinierte malperfusion mittels midline-laparotomie bei ratten

Controlled Reversible Visceral Arterial Ischemia, Venous Congestion and Combined Malperfusion via Midline Laparotomy in Rats

Dieses Protokoll wurde an 10 männlichen Ratten (Durchschnittsgewicht 403 g ± 26 g) in einer Nicht-Überlebensumgebung durchgeführt. Die Erfolgsrate wurde durch das Überleben über 20 Minuten nach arterieller Klemmung, venösem Klemmen und kombiniertem Klemmen für 5 Minuten mit 10 Minuten Reperfusion definiert, von denen jedes 100% betrug. Die mittlere Dauer der Präparation von der Hautinzision bis zur Bestückung beider Gefäße mit Silikonschlingen betrug 11 min 45 s ± 3 min 23 s.
Zur Validierung der 4 verschiedenen Malperfusionszustände wurden die Indexparameter für die Oxygenierung (StO2) und die Perfusion (NIR) mittels hyperspektraler Bildgebung (HSI) an 5 viszeralen Organen gemessen (Abbildung 5).
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig05.jpg"> Abbildung 5: Validierung des Malperfusionsmodells. (A,B) Quantifizierung der HSI-Oxygenierungs- und Perfusionswerte über vier verschiedene Perfusionszustände und fünf verschiedene viszerale Organe mit n = 10 Tieren. (C-F) RGB- und farbcodierte Indexbilder von HSI-Aufnahmen, die viszerale Organe über 4 verschiedene Perfusionszustände enthalten. Fehlerbalken zeigen die Standardabweichung an. Der Maßstabsbalken zeigt 5 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur anzuzeigen.</a>
Die Werte wurden in beliebigen Einheiten angegeben und zeigten eine signifikante Abnahme der Malperfusionszustände im Vergleich zum physiologischen Organzustand (Tabelle 1). Die hyperspektralen Ergebnisse stimmten mit neueren Veröffentlichungen überein, die darauf hindeuteten, dass die Lebensfähigkeit und Perfusion von Gewebe anhand von organspezifischen HSI StO 2-Cut-off-Werten bewertet werden kann, die mit den in dieser Studie beobachteten Werten übereinstimmten 14,15. Exemplarisch für den Magen waren dies 64,1 % (±9,4 %) für die physiologische Durchblutung, 43,1 % (±7,4 %) für die arterielle Ischämie, 40,5 % (±5,4 %) für die venöse Stauung und 39,3 % (±4,5 %) für die kombinierte Malperfusion.
Da es sich um Nicht-Überlebensexperimente handelte, gibt es keine experimentellen Daten über die Langzeitergebnisse der Tiere. Andere Studien berichten jedoch über ein Überleben von 100 % und 57 % über 24 Stunden für Ratten, die sich 30 Minuten und 60 Minuten einer oberen Mesenterialarterienklemmung unterzogen haben16,17 und dies erfolgreich mit den Serumspiegeln des Hitzeschockproteins 70 korreliert haben. Folglich könnte dies eine mögliche Methode sein, um die Ergebnisse in zukünftigen Überlebensstudien anhand unterschiedlicher Klemmzeiten zu bewerten.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Parameter</td>
			<td>Orgel</td>
			<td>Grundlinie</td>
			<td>Arterielle Ischämie</td>
			<td>Venöse Stauung</td>
			<td>Kombinierte Malperfusion</td>
		</tr><tr><td rowspan="5">StO2</td>
			<td>Magen</td>
			<td>64,1 % (±9,4 %)</td>
			<td>43,1 % (±7,4 %)</td>
			<td>40,5 % (±5,4 %)</td>
			<td>39,3 % (±4,5 %)</td>
		</tr><tr><td>Dünndarm</td>
			<td>78,4 % (±5,1 %)</td>
			<td>44,8 % (±5,5 %)</td>
			<td>38,0 % (±7,9 %)</td>
			<td>41,9 % (±6,9 %)</td>
		</tr><tr><td>Doppelpunkt</td>
			<td>74,6 % (±5,0 %)</td>
			<td>56,0 % (±6,3 %)</td>
			<td>51,3 % (±4,1 %)</td>
			<td>51,8 % (±2,9 %)</td>
		</tr><tr><td>Leber</td>
			<td>39,5 % (±9,7 %)</td>
			<td>16,9 % (±2,6 %)</td>
			<td>9,5 % (±0,8 %)</td>
			<td>9,3 % (±1,1 %)</td>
		</tr><tr><td>Niere</td>
			<td>71,0 % (±3,8 %)</td>
			<td>26,3 % (±3,0 %)</td>
			<td>18,6 % (±2,5 %)</td>
			<td>21,2 % (±2,6 %)</td>
		</tr><tr><td rowspan="5">NIR</td>
			<td>Magen</td>
			<td>20,0 % (±9,3 %)</td>
			<td>8,3 % (±6,7 %)</td>
			<td>6,8 % (±5,1 %)</td>
			<td>7,5 % (±8,1 %)</td>
		</tr><tr><td>Dünndarm</td>
			<td>38,6 % (±17,4 %)</td>
			<td>12,9 % (±11,0 %)</td>
			<td>6,3 % (±6,5 %)</td>
			<td>5,7 % (±5,9 %)</td>
		</tr><tr><td>Doppelpunkt</td>
			<td>12,6 % (±13,7 %)</td>
			<td>5,3 % (±8,7 %)</td>
			<td>3,8 % (±7,5 %)</td>
			<td>2,6 % (±4,7 %)</td>
		</tr><tr><td>Leber</td>
			<td>40,4 % (±13,1 %)</td>
			<td>0,3 % (±0,7 %)</td>
			<td>0,0 % (±0,1 %)</td>
			<td>0,0 % (±0,0 %)</td>
		</tr><tr><td>Niere</td>
			<td>10,4 % (±5,2 %)</td>
			<td>0,0 % (±0,0 %)</td>
			<td>0,0 % (±0,1 %)</td>
			<td>0,0 % (±0,0 %)</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 1: Gewebeparameter. HIS, StO,2 , Oxygenierungs- und NIR-Perfusionswerte in beliebigen Einheiten über 5 viszerale Organe und 4 verschiedene Perfusionszustände.

Kontrollierte reversible viszerale arterielle Ischämie, venöse Stauung und kombinierte Malperfusion mittels Midline-Laparotomie bei Ratten

Besides sepsis and malignancy, malperfusion is the third leading cause of tissue degradation and a major pathomechanism for various medical and surgical ...

controlled-reversible-visceral-arterial-ischemia-venous-congestion

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

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Kontrollierte reversible viszerale arterielle Ischämie, venöse Stauung und kombinierte Malperfusion mittels Midline-Laparotomie bei Ratten (Video) | JoVE Journal

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