Name: Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-11T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 37 s
Description: Lernen Sie die Methode zur Ableitung von Einzelneuronen aus dem Hirnstamm fixierter Mäuse. Dieses Protokoll ermöglicht die Messung neuronaler Erregbarkeit während Allgemeinanästhesie und liefert Einblicke in schlafbezogene neuronale Aktivität.

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<meta charset="utf8"></head><body>Abgewinkelte Silizium-Multielektroden-Aufzeichnungen für tiefe Hirnstammstrukturen bei Mäusen

<ol><li>Wu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolithically+integrated+%C2%B5LEDs+on+silicon+neural+probes+for+high-resolution+optogenetic+studies+in+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Monolithically integrated µLEDs on silicon neural probes for high-resolution optogenetic studies in behaving animals.</a> Neuron. 88 (6), 1136-1148 (2015).</li>
<li>Hong, G., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+electrode+technologies+for+neural+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Novel electrode technologies for neural recordings.</a> Nat Rev Neurosci. 20 (6), 330-345 (2019).</li>
<li>Li, N., Daie, K., Svoboda, K., Druckmann, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Robust+neuronal+dynamics+in+premotor+cortex+during+motor+planning%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Robust neuronal dynamics in premotor cortex during motor planning.</a> Nature. 532 (7600), 459-464 (2016).</li>
<li>Kipke, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces%3A+New+horizons+and+clinical+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: New horizons and clinical opportunities.</a> J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).</li>
<li>Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+and+opportunities+for+large-scale+electrophysiology+with+Neuropixels+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opinion+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes.</a> Curr Opinion Neurobiol. 50, 92-100 (2018).</li>
<li>Nunez-Elizalde, A. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+correlates+of+blood+flow+measured+by+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural correlates of blood flow measured by ultrasound.</a> Neuron. 110 (10), 1631-1640.e4 (2022).</li>
<li>Yang, L., Lee, K., Villagracia, J., Masmanidis, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open+source+silicon+microprobes+for+high+throughput+neural+recording%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Open source silicon microprobes for high throughput neural recording.</a> J Neural Eng. 17 (1), 016036(2020).</li>
<li>Jun, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+integrated+silicon+probes+for+high-density+recording+of+neural+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity.</a> Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).</li>
<li>Augustinaite, S., Kuhn, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+cranial+window+for+imaging+cortical+activity+in+head-fixed+mice%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice.</a> STAR Protoc. 1 (3), 100194(2020).</li>
<li>Dias, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transection+of+the+superior+sagittal+sinus+enables+bilateral+access+to+the+rodent+midline+brain+structures%5BTitle%5D)+AND+%22eNeuro%22%5BJournal%5D)">Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures.</a> eNeuro. 8 (4), (2021).</li>
<li>Gao, Z. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tac1-expressing+neurons+in+the+periaqueductal+gray+facilitate+the+itch-scratching+cycle+via+descending+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Tac1-expressing neurons in the periaqueductal gray facilitate the itch-scratching cycle via descending regulation.</a> Neuron. 101 (1), 45-59.e9 (2019).</li>
<li>Atluri, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+substrates+of+rapid+eye+movement+sleep+rebound+in+a+rodent+model+of+post-sevoflurane+sleep+disruption%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Anatomical substrates of rapid eye movement sleep rebound in a rodent model of post-sevoflurane sleep disruption.</a> Anesthesiology. 140 (4), 729-741 (2023).</li>
<li>Weber, F., Dan, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circuit-based+interrogation+of+sleep+control%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Circuit-based interrogation of sleep control.</a> Nature. 538 (7623), 51-59 (2016).</li>
<li>Frontera, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bidirectional+control+of+fear+memories+by+cerebellar+neurons+projecting+to+the+ventrolateral+periaqueductal+grey%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Bidirectional control of fear memories by cerebellar neurons projecting to the ventrolateral periaqueductal grey.</a> Nat Commun. 11 (1234567890), (2020).</li>
<li>Weber, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+REM+and+Non-REM+sleep+by+periaqueductal+GABAergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Regulation of REM and Non-REM sleep by periaqueductal GABAergic neurons.</a> Nat Commun. 9 (1), 354(2018).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
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<li>Cecyn, M. N., Abrahao, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Where+do+you+measure+the+Bregma+for+rodent+stereotaxic+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22IBRO+Neurosci+Rep%22%5BJournal%5D)">Where do you measure the Bregma for rodent stereotaxic surgery.</a> IBRO Neurosci Rep. 15, 143-148 (2023).</li>
<li>Fiáth, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+insertion+of+silicon+probes+improves+the+quality+of+acute+neuronal+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings.</a> Sci Rep. 9, 111(2019).</li>
<li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcardiac+perfusion+of+the+mouse+for+brain+tissue+dissection+and+fixation%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-protocol%22%5BJournal%5D)">Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation.</a> Bio-protocol. 11 (5), e3988(2021).</li>
<li>Peters, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPeters%2C+A+%22petersaj%2FAP_histology%22">petersaj/AP_histology</a>. , https://github.com/petersaj/AP_histology (2024).</li>
<li>Pachitariu, M., Sridhar, S., Stringer, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPachitariu%2C+M+%22Solving+the+spike+sorting+problem+with+Kilosort%22">Solving the spike sorting problem with Kilosort</a>. , (2023).</li>
<li>Akam, T., Walton, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((pyPhotometry%3A+Open+source+Python+based+hardware+and+software+for+fiber+photometry+data+acquisition%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">pyPhotometry: Open source Python based hardware and software for fiber photometry data acquisition.</a> Sci Rep. 9 (1), 3521(2019).</li>
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<li>Guyenet, P. G., Bayliss, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+control+of+breathing+and+CO2+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural control of breathing and CO2 homeostasis.</a> Neuron. 87 (5), 946-961 (2015).</li>
<li>Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stab+injury+and+device+implantation+within+the+brain+results+in+inversely+multiphasic+neuroinflammatory+and+neurodegenerative+responses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses.</a> J Neural Eng. 9 (4), 046020(2012).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>1024 Kanal RHD Recording Controller</td><td>Intan Technologies, Los Angeles, California, USA</td><td>C3008</td><td>Siliziumsonde Aufzeichnung; Aufzeichnungshardware und -software</td></tr><tr><td>24 mm x 50 mm Nr. 1,5 VWR Deckglas</td><td>VWR, Radnor, Pennsylvania, USA</td><td>48393-081</td><td>Histologie</td></tr><tr><td>4% PFA in PBS</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA</td><td>J61899. AK</td><td>Histologie; Perfusionslösung</td></tr><tr><td>C& B Metabond</td><td>Patterson Dental, Richmond, Virginia, USA</td><td>Pulver: 5533559, schnelle Basis: 5533492, Katalysator: 55335007</td><td>Kopfplatte & Headset Implantation</td></tr><tr><td>C57/6J Mäuse 4-6 Wochen, Männchen</td><td>The Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine, USA</td><td>000664</td><td></td></tr><tr><td>Capnomac Ultima</td><td>Datex, Helsinki, Finnland&nbsp;</td><td>ULT-SVi-27-07</td><td>Gasanalysator; abgekündigt; alternativer Gasanalysator kann bei Bionet America erworben werden&nbsp;</td></tr><tr><td>CM-DiI</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA</td><td>V22888</td><td>Roter Fluoreszenzfarbstoff zur Beschichtung der Silikonsonde</td></tr><tr><td>Connector Header</td><td>DigiKey, Thief River Falls, Minnesota, USA</td><td>1212-1788-ND</td><td>ECoG Headset</td></tr><tr><td>DAPI Fluoromount-G</td><td>SouthernBiotech, Birmingham, Alabama, USA</td><td>0100-20</td><td>Histologie</td></tr><tr><td>iBOND Universal</td><td>Patterson Dental, Richmond, Virginia, USA</td><td>044-1113</td><td>Kopfplatte & Headset-Implantation; für&nbsp; Befestigung von Edelstahldrähten am Schädel</td></tr><tr><td>Silikonklebstoff mit geringer Toxizität</td><td>World Precision Instruments, Sarasota, Florida, USA</td><td>KWIK-SIL</td><td></td>Kopfplatten-Mikromanipulatorsystem</tr><tr><td></td><td>New Scale Technologies, Victor, New York, USA</td><td>Multi-Probe-Manipulator: XYZ-Tischmontage: 06464-0000, MPM-Systemkit: 06267-3-0001, MPM-Plattform-360, MPM-Ring für MPM-Handarme, MPM_Ring-72 DEG: 06262-3-0000</td><td>Aufzeichnung von Silikonsonden; Einführen der Sonde in das Gehirn</td></tr><tr><td>Mikrosonden</td><td>UCLA, Los Angeles, Kalifornien, USA</td><td>256 ANS, 64M</td><td>Nicht mehr erhältlich; alternative Silikonsonden können bei Neuropixels Mineral</td></tr><tr>Oil erworben werden<td>Mineralöl</td><td>Sigma Aldrich, Saint Luis, Missouri, USA</td><td>M8410-100ML</td><td>Aufzeichnung von Silikonsonden; Verhinderung des Austrocknens des Gewebes während der</td></tr><tr><td>Aufzeichnung Normale Kochsalzlösung</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA</td><td>Z1376</td><td>Kopfplatte & Headset-Implantation; Verhinderung des Austrocknens des Gehirns während der</td></tr><tr><td>Operation PFA-beschichteter Edelstahldraht mit einem Durchmesser von 0,008 Zoll beschichtet mit gestreiften Enden</td><td>A-M Systems, Sequim, Washington, USA</td><td>791400</td><td>ECoG Headset & Referenzelektrode für ECoG</td></tr><tr><td>Platindraht 24AWG&nbsp;</td><td>World Precision Instruments, Sarasota, Florida, USA</td><td>PTP201</td><td>Referenzelektrode für die Aufzeichnung von Siliziumsonden</td></tr><tr><td>Shandon Colorfrost Plus Objektträger</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA</td><td>99-910-01</td><td>Histologie</td></tr><tr><td>Edelstahl Kopfplatte</td><td>Star Rapid, China</td><td>Sonderanfertigung</td><td>Kopfplatte & Headset-Implantation; Design auf Anfrage erhältlich</td></tr><tr><td>Stereotaktisches Gerät</td><td>KOPF, Tujunga, Kalifornien, USA</td><td>Modell 940 Stereotaktisches Kleintierinstrument mit Digitalanzeigekonsole</td><td>Kopfplatte & Headset-Implantation</td></tr></tbody></table>

akute einzel-multi-elektroden-ableitungen aus dem hirnstamm von mäusen mit fixiertem kopf

Acute Single-Unit Multi-Electrode Recordings from the Brainstem of Head-Fixed Mice

Fünf männlichen C57BL/6J wurden ein ECoG-Headset und eine Kopfplatte implantiert (Abbildung 4A). Nach der Genesung wurden die Mäuse während zweier 1,5-stündiger Sitzungen an verschiedenen Tagen an die Kopffixation und das elektrophysiologische Aufzeichnungssystem gewöhnt (Abbildung 4B). Als nächstes wurde ein 2 mm x 2 mm großes Kraniotomiefenster erstellt (Abbildung 4C) und eine Silikonsonde eingeführt, während die Maus wach und mit festem Kopf befestigt war (Abbildung 4D). Es wurden zwei Arten von Silizium-UCLA-Sonden verwendet: (1) 64 M: eine Sonde mit einem Schaft und 64 Elektroden; und (2) 256 ANS: eine Sonde mit vier Schäften und 256 Elektroden. Sevofluran und Sauerstoff wurden mit einem Nasenkonus verabreicht, der an der Elektrophysiologie-Anlage befestigt war. Der Sauerstoff- und Sevoflurangehalt wurde alle 5 Minuten mit einem Inline-Gasanalysator überwacht. Nach der transkardialen Perfusion wurde das Gehirn entnommen (Abbildung 4E) und auf die Sondentrajektorie untersucht (Abbildung 4F). Die aufgezeichneten Aktionspotentiale wurden dann in Daten in einer einzigen Einheit kuratiert (Abbildung 4G).
Es wurden fünf Aufnahmen durchgeführt, bei denen die Sondenplatzierung mit verfügbaren Sondenrekonstruktionsalgorithmen validiert wurde, die in MATLAB23 entwickelt wurden. Mit Hilfe dieser Algorithmen wurde jede Elektrode der Siliziumsonde an einer spezifischen Gehirnstruktur lokalisiert, so dass eine dreidimensionale Perspektive der Sondenplatzierung im Gehirn gewonnen wurde (Abbildung 5). Diese Rekonstruktionsalgorithmen wurden mit immunhistochemischen Markern gekoppelt, um die Sondentrajektorien weiter zu validieren (Abbildung 6). Die Daten wurden dann mit kuratierten Einzeleinheiten abgeglichen (Abbildung 7).
Insgesamt wurden 64 einzelne Neuronen eingefangen, von denen 13 im vlPAG lokalisiert waren. Die restlichen 51 Neuronen befanden sich in benachbarten Kernen: Mittelhirn, Nucleus reticularis (Mittelhirn), Nucleus paratrochlea, Nucleus cuneiformis, Nucleus tegmentalis laterodorsdal, Nucleus parabrachialis (Nucleus parabrachialis) und Stiele superior cerebellär. Die Feueraktivität der Neuronen in jeder Maus wird als Heatmap dargestellt (Abbildung 7). Maus 3 wurde aufgrund der schlechten Qualität der Einzelaufzeichnung von der Analyse ausgeschlossen. Die meisten aufgezeichneten Neuronen verringerten ihr Feuern während der Sevofluran-Anästhesie.
Das mittlere Feuern von vlPAG-Neuronen wurde für jede Maus nach 5 Minuten zu Studienbeginn (d. h. 10-15 Minuten nach Beginn der Aufzeichnung) und 5 Minuten während der Sevofluran (d. h. 40-45 Minuten nach Beginn der Aufzeichnung) verglichen. Das vlPAG-Feuern war signifikant verringert (Abbildung 8A) und darüber hinaus war dieser Anstieg über alle vlPAG-Neuronen hinweg konsistent (Abbildung 8B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig01.jpg"> Abbildung 1: Berechnung der stereotaktischen Koordinaten für das Einführen der Sonde. Linker Bereich: Verwenden der Geometrie zum Berechnen des abgewinkelten Ansatzes für das Einführen der Sonde. Die folgenden Komponenten eines rechtwinkligen Dreiecks wurden identifiziert: (a) DV-Tiefe der Zielstruktur von der Gehirnoberfläche (erfasst mit dem stereotaktischen Atlas), (b) Abstand zwischen der AP-Koordinate unter der Annahme eines streng vertikalen Abstiegs und der AP-Koordinate der Zielstruktur. Rechtes Bild: Mit (a) und (b) kann man den Satz des Pythagoras verwenden, um den AP-Winkel (β) und die Länge (c) des Sondeneinstichs zu berechnen. Die folgenden Koordinaten wurden verwendet, um den vlPAG anzuvisieren: (AP) -3,6 mm, (ML) +0,5 mm, (DV) -4 mm. Es wurde ein AP-Winkel (β) von 20° verwendet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig02.jpg"> Abbildung 2: Implantation der Kopfplatte und Aufzeichnung einer einzelnen Einheit. (A) Platzierung des ECoG-Headset-Kabels während der Implantation. (B) Draufsicht auf den Schädel der Maus nach der Implantation des ECoG-Headsets und der Kopfplatte. (C) Silikonsondenschäfte, die in das Gehirn eingeführt werden. (D) Maus mit festem Kopf während der Aufnahme einer Silikonsonde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig03.jpg"> Abbildung 3: Platzierung des Schädelfensters relativ zu den großen Blutgefäßen. Schematische Darstellung des Gefäßsystems auf der Oberfläche des Mausgehirns mit markiertem Sinus sagittalis superior und Sinus transversamals. Das weiße Quadrat zeigt die Position des Schädelfensters an und der rote Punkt stellt den Einführpunkt der Sonde dar. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig04.jpg"> Abbildung 4: Versuchsaufbau. Fünf männliche C57BL/6J-Mäuse wurden mit ECoG-Headset und Kopfplatte (A) implantiert. Nach der Genesung waren sie an die Kopffixation und das Aufnahmegerät gewöhnt (B). Als nächstes wurde eine Kraniotomie durchgeführt (C) und eine Silikonsonde eingeführt, während die Maus wach und in einer kopffesten Position war. Flüchtige Anästhetika und Sauerstoff wurden über einen Nasenkonus (D) verabreicht. Nach der Aufzeichnung wurde das Gehirn entnommen (E) und mit immunhistochemischen Techniken analysiert, um die Flugbahn der Sonde (F) zu rekonstruieren. Die aufgezeichneten Aktionspotentiale wurden dann in Einzeleinheitsdaten (G) kuratiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig05.jpg"> Abbildung 5: 3D-Modell des Gehirns mit rekonstruierten Sondenspuren. Jede gerade farbige Linie stellt eine Sondenbahn dar. Jeder Punkt markiert die Position des DiI-Farbstoffs, der auf koronalen Hirnschnitten sichtbar ist. Die Sondenbahn wird für jeden Schaft der Siliziumsonde rekonstruiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig06.jpg"> Abbildung 6: Post-hoc-Rekonstruktion der Sondenplatzierung innerhalb des vlPAG. Repräsentativer koronaler Hirnschnitt für jede aufgezeichnete Maus (1-5), gefärbt mit DAPI (blau), zeigt Sondenspuren ((DiI, rot, markiert durch grüne Pfeile) mit einem Umriss der Hirnregionen. Maßstab: 500 μm. Maus 1-3 wurde mit Einschaft-Siliziumsonden (d.h. 64 Kanälen) aufgezeichnet, während Maus 4 und 5 mit Vierschenkel-Siliziumsonden (d.h. 256 Kanäle) aufgezeichnet wurden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig07.jpg"> Abbildung 7: Binned firing-Aktivität vor und während der Sevofluran-Anästhesie. Heatmaps stellen die Anzahl der abgefeuerten Aktionspotentiale von 64 einzelnen Neuronen in Ein-Minuten-Intervallen dar. Einzelnen Neuronen wurde eine Ursprungsstruktur zugewiesen, die auf der Rekonstruktion der Sondenbahn basierte. Die weiße gestrichelte Linie zeigt den Beginn der Verabreichung von Sevofluran an, n = 4 Mäuse. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig08.jpg"> Abbildung 8: Abschaffung des Feuerns von vlPAG-Neuronen während der Sevofluran-Anästhesie. (A) Mittlere Anzahl der Aktionspotentiale, die vor und während der Anästhesie für jede Maus ausgelöst werden. (B) Anzahl der Aktionspotentiale, die von jedem vlPAG-Neuron abgefeuert werden (B). Gepaarter t-Student-Test, **P = 0,0036, P = 0,0053. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig08large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig09.jpg"> Abbildung 9: Beispiel dafür, wie sich eine ungleichmäßige Platzierung der Kopfplatte auf die Flugbahn der Sonde auswirken kann. (A) Ungleichmäßige Platzierung der Kopfplatte auf dem Mauskopf. (B,C) 3D-Rekonstruktion des Mausgehirns mit gerenderter Sondenbahn, bei der ein unbeabsichtigter mediolateraler Winkel auftritt, der durch eine ungleichmäßige Platzierung der Kopfplatten auf dem Mauskopf verursacht wird. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig09large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf

Silicon multielectrode-based recordings are increasingly popular for studying neuronal activity at the temporal resolution of action potentials in many ...

acute-single-unit-multi-electrode-recordings-from-brainstem-head

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Forschung

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Neuroscience

Neurowissenschaften

In diesem Artikel beschrieben wir die Chirurgie Verfahren und Handhabung Tipps für die Implantation von ultra-dünnen Polyimid-Basis Mikroelektroden-Array (PBM-array) auf der Maus Schädel für den Erwerb von High-Density-Encephalographie (EEG) in einem Mausmodell.

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

Elektrophysiologische Charakterisierung von neuronalen Antworten ist für das Verständnis der Gehirnfunktion und für das Führen der Anordnung von Farbstoffen für die Ablaufverfolgung Weg wichtig. Allerdings sind viele Studien an narkotisierten Tieren durchgeführt. Um die Hirnfunktion ohne Betäubung zu verstehen, entwickelten wir eine Methode, um neuronale Antwort Eigenschaften zu erfassen und zu injizieren Farbstoffe in wach-Maus.

Die Erstellung eines Awake Mausklick für Aufnahme neuronalen Antworten und Einspeisen von Tracer

Das Video zeigt die Injektion von Mesh-Elektroniksonden in ein Mausgehirn für stabile Langzeitaufzeichnungen auf Einzelneuronenebene. Eine anästhesierte Maus mit freiliegendem Schädel wird auf einem stereotaktischen Rahmen befestigt, und die Netzregion der Sonde wird durch gebohrte Löcher in das Gehirn injiziert. Die Ein- und Ausgangspads der Sonde sind mit einer Schaltung verbunden, und die Aufzeichnungen werden mit Hilfe eines Datenerfassungssystems erstellt.

Injizierbare Netzelektronik für stabile Einzelneuronen-Aufzeichnungen in einem Mäusegehirn

Dieses Video zeigt die In-vivo-Aufzeichnung des lokalen Feldpotentials (LFP) aus bilateralen M2-Bereichen des Mäusegehirns. Eine betäubte Maus wird gesichert und für den Eingriff vorbereitet. Um LFPs aufzunehmen, führen Sie Mikroelektroden in die Zielkoordinaten der bilateralen M2-Bereiche ein, die für komplexe motorische Bewegungen verantwortlich sind.

Aufzeichnung des lokalen Feldpotentials aus beiden Hemisphären des Mausgehirns

Um die neuronalen Substrate des Verhaltens zu verstehen, ist die Aufzeichnung von Gehirnschaltkreis-Ensembles erforderlich. Aufgrund ihrer genetischen Rückverfolgbarkeit bietet die Maus ein Modell für die Dissektion von Schaltkreisen und die Nachahmung von Krankheiten. Hier wird ein Verfahren zum Entwerfen und Herstellen miniaturisierter Sonden beschrieben, das geeignet ist, die tiefe Hirnstruktur in der Maus gezielt zu untersuchen.

Design und Fertigung von Ultraleichtgewicht, verstellbare Multi-Elektroden-Sonden für elektrophysiologischen Ableitungen in Mäuse

Anweisungen für die kostengünstige Konstruktion und chirurgische Implantation einer chronischen transkraniellen Elektroenzephalographie-Montage mit hoher Dichte in Mäuse werden bereitgestellt. Techniken zur Aufzeichnung, Extraktion und Verarbeitung von Signalen werden ebenfalls beschrieben.

Mit hoher Dichte Elektroenzephalographische Acquisition in einem Nagetiermodell unter Verwendung von Low-Cost-und Open-Source-Ressourcen

Dieses Protokoll stellt ein Open-Source-, kompiliertes MATLAB-Programm bereit, das Multitaper-Spektrogramme für elektroenzephalografische Daten generiert.

Computerbasiertes Multitaper-Spektrogrammprogramm für elektroenzephalographische Daten

Das Protokoll beschreibt die Methodik der extrazellulären Aufzeichnung im motorischen Kortex (MC), um extrazelluläre elektrophysiologische Eigenschaften in frei beweglichen bewussten Mäusen aufzudecken, sowie die Datenanalyse von lokalen Feldpotentialen (LFPs) und Spikes, die für die Bewertung der neuronalen Netzwerkaktivität nützlich ist, die dem interessierenden Verhalten zugrunde liegt.

Mehrkanalige extrazelluläre Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

Ein kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule wird vorgeschlagen, um die transkranielle Magnetstimulation des Mäusegehirns in vivo zu steuern. Unter Verwendung herkömmlicher Schraubenelektroden mit einem speziell angefertigten, flexiblen Multielektroden-Array-Substrat kann als Reaktion auf die transkranielle Magnetstimulation eine Multi-Site-Aufzeichnung aus dem Mäusegehirn durchgeführt werden.

Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mäusegehirns in vivo

Dieses Protokoll beschreibt die manuelle Herstellung und chirurgische Implantation von elektromyographischen (EMG) Elektroden in die Vordergliedmaßenmuskulatur von Mäusen, um die Muskelaktivität während kopffixierter Verhaltensexperimente aufzuzeichnen.

Aufzeichnung der Muskelaktivität der Vordergliedmaßen bei Mäusen mit fixiertem Kopf mit chronisch implantierten EMG-Elektroden

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um ein zuverlässiges und leicht zugängliches System zur Aufzeichnung von frei beweglichen Nagetier-EEGs zu schaffen.

Ein kostengünstiges und minimal-invasives Protokoll für die chronische Multi-Site-Elektroenzephalographie-Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

Lernen Sie die Methode zur Ableitung von Einzelneuronen aus dem Hirnstamm fixierter Mäuse. Dieses Protokoll ermöglicht die Messung neuronaler Erregbarkeit während Allgemeinanästhesie und liefert Einblicke in schlafbezogene neuronale Aktivität.

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf

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