Künstliches Lungengerät Priming für die Oberflächentransplantation von In-situ-Faserbündeln

Medizinprodukte mit Blutbarriere, die für die Intensivpflege unerlässlich sind, sind häufig mit Thrombusbildung konfrontiert, die die Funktion beeinträchtigt und das systemische Thromboserisiko erhöht. Klinische Antikoagulanzien mildern die Thrombose, erhöhen aber das Blutungsrisiko. Die Proteinabsorption auf den Oberflächen von Biomaterialien löst Gerinnung und Entzündungen aus.

Wir untersuchten den Einfluss der Zoura-Polymer-Wash-Through-Beschichtung auf die Proteinabsorption von ECMO-Schaltkreisen. Derzeit gibt es kein kommerzielles Antikoagulans, das Thrombosen in Medizinprodukten selektiv und effektiv hemmt, ohne den Patienten zu beeinträchtigen. Darüber hinaus ist es wichtig, die Wirksamkeit von Oberflächenbeschichtungen und Engineering über einen Zeitraum von Tagen über Wochen und sogar Monate für verschiedene Medizinprodukte zu optimieren und zu demonstrieren.

Zu unseren neuen wissenschaftlichen Zielen gehören die Bewertung des Einflusses verschiedener Vorverarbeitungsansätze auf die Beschichtungsauftrag, die Bewertung des Einflusses von Handhabungsmethoden für die Durchwaschlösung auf die Gleichmäßigkeit der Beschichtung, die Untersuchung der Auswirkungen alternativer Antifouling-Polymertransplantate auf unspezifisches Proteinfouling und die Bestimmung der Fähigkeit optimierter Beschichtungen, Thrombosen in vivo zu begrenzen. Um den Lungenkreislauf zu reinigen, zirkulieren Sie 30% Methanol 20 Minuten lang in deionisiertem Wasser. Anschließend werden 10 % Methanol in entionisiertem Wasser und dann weitere 20 Minuten lang nur in deionisiertem Wasser zirkuliert.

Trocknen Sie den Lungenkreislauf zwei Stunden lang mit gefilterter Hausluft auf niedrigen Durchfluss. Legen Sie den gereinigten und getrockneten Lungenkreislauf in den ultravioletten Ozonolyse-Plasmagenerator. Schließen Sie den Generator und schalten Sie das Gerät ein, um die Plasmabelichtung für 20 Minuten zu starten.

Fahren Sie nach Abschluss der Plasmabelichtung direkt mit dem Beschichtungsschritt fort, um eine Neuanordnung der Oberflächenkette und den Verlust von reaktiven Stellen, die durch die Plasmawechselwirkung erzeugt werden, zu verhindern. Während das Gerät einer Oberflächenmodifikation unterzogen wird, lösen Sie 1,2 Gramm Dopaminhydrochlorid in 600 Millilitern Tris-Puffer in einem Glasbecherglas. Anschließend lösen Sie das Sulfobetainmethacrylat-Monomer in einem Verhältnis von eins zu 15 Dopaminhydrochlorid zu Sulfobetainmethacrylat.

Geben Sie dann fünf Millimolare Natriumperiodat als Tröpfchen in die Beschichtungslösung. Verwenden Sie einen magnetischen Rührstab und eine Rührplatte, die auf 150 U/min eingestellt sind, um die Lösung gründlich zu mischen. Als nächstes grundieren Sie das Lungengerät mit der Beschichtungslösung, indem Sie eine große Spritze verwenden, um den Kreislauf zu ziehen und zu füllen.

Klemmen Sie ein Ende des Stromkreises und entlüften Sie ihn am anderen Ende, während Sie Luftblasen durch einen Stromkreiszugangsstecker nach außen leiten. Sobald der Stromkreis vollständig grundiert ist, stellen Sie das Gerät zwei Stunden lang unter eine ultraviolette Lichtquelle. Rühren Sie die Lösung, indem Sie die Enden des Hauptgeräts alle 10 Minuten auf und ab ausrichten.

Nach der Lichtbehandlung entleeren Sie den Kreislauf vollständig. Spülen Sie alle Proben vorsichtig mit deionisiertem Wasser, indem Sie sie wiederholt mit einer 60-Kubikzentimeter-Spritze ansaugen und abtropfen lassen, bis das Spülwasser klar ist. Lagern Sie das mit deionisiertem Wasser gefüllte Gerät schließlich in einem auf vier Grad Celsius eingestellten Kühlschrank für die Autopsie und Oberflächenanalyse.

Um den Fibrinogenabsorptionstest durchzuführen, übertragen Sie Fasermattenproben in einem Milliliter von drei Milligramm pro Milliliter Fibrinogenlösung in Well-Platten und inkubieren Sie die Platte 90 Minuten lang bei 37 Grad Celsius bei 60 U/min. Waschen Sie die Proben mit PBS. Übertragen Sie sie in neue Vertiefungen und geben Sie einen Milliliter eines Milligramms pro Milliliter BSA-Lösung in jede Vertiefung.

Weitere 90 Minuten inkubieren. Waschen Sie die Proben dann noch dreimal mit PBS-Lösung und geben Sie sie in neue Vertiefungen. Geben Sie als Nächstes einen Milliliter einer Verdünnung von 1 bis 1000 Meerrettichperoxidase konjugierten Fibrinogen-Antikörper in PBS-Lösung in jede Vertiefung.

Nachdem Sie die Proben 30 Minuten lang inkubiert und gewaschen haben, geben Sie sie in neue Vertiefungen. In den neuen Vertiefungen werden 500 Mikroliter Ophenylendiamin in Citratphosphatpuffer mit 0,03 % Wasserstoffperoxid gegeben, das im Abstand von 30 Sekunden auf einen pH-Wert von 5,0 eingestellt wird. Inkubieren Sie die Proben 30 Minuten lang ohne Licht.

Um die Reaktion von Peroxidase und Ophenylendiamin zu stoppen, geben Sie 500 Mikroliter einer normalen Salzsäure in jede Vertiefung. Den Überstand aus jeder Vertiefung in eine Küvette geben. Messen Sie die Absorption des Überstands bei 492 Nanometern mit einem UV-Spektralphotometer.

Tauen Sie das Laktatdehydrogenase-Assay-Kit 20 Minuten lang auf. Während das Assay-Kit auftaut, bereiten Sie gepooltes adultes menschliches Plasma vor, um plättchenreiches Plasma zu erhalten. Zur Herstellung von plättchenreichem Plasma werden aufgetaute Humanplasma-Probenröhrchen bei 483 g zentrifugiert, um das Plasma in zwei Bereiche zu unterteilen.

Identifizieren Sie das untere Drittel mit plättchenreichem Plasma und die oberen zwei Drittel mit plättchenarmem Plasma. Entfernen Sie vorsichtig die Thrombozytenpellets am Boden der Röhrchen und die oberen zwei Drittel, die plättchenarmes Plasma enthalten. Dispergieren Sie das Plättchenpellet vorsichtig im oberen Plasma, indem Sie die Röhrchen schütteln.

Fügen Sie vor dem Test Calciumchlorid zum plättchenreichen Plasma hinzu, um die Wirkung von Citraten umzukehren. Inkubieren Sie anschließend die Fasermattenproben 90 Minuten lang bei 37 Grad Celsius in 500 Mikrolitern plättchenreichem Plasma. Nach der Inkubation werden die Proben in neue Vertiefungen überführt und dreimal mit PBS-Lösung gespült.

Übertragen Sie die Proben erneut in neue Vertiefungen. Geben Sie 300 Mikroliter PBS-Lösung und 10 Mikroliter 10-fachen Lysepuffer in jede Vertiefung. Inkubieren Sie die Proben 45 Minuten lang, geben Sie dann 50 Mikroliter des Reaktionsgemisches in jede Vertiefung und inkubieren Sie sie 30 Minuten lang unter Lichteinfall.

Geben Sie 50 Mikroliter Salzsäure in jede Vertiefung, um die Reaktionen zu stoppen. Um die Aktivität der Laktatdehydrogenase aus Lysaten absorbierter Blutplättchen nachzuweisen, messen Sie die Lichtabsorption der entwickelten Well-Lösungen bei 490 Nanometern und 680 Nanometern. Die Fibrinogenverschmutzung wurde bei codierten PP-PDMS-Fasern im Vergleich zu unbeschichteten Kontrollen signifikant reduziert.

Es gab keinen signifikanten Unterschied in der Fibrinogenverschmutzung zwischen äußeren und inneren Bündeln in PP-PDMS-Fasern ohne Strömungsbedingungen. Unter einem 24-Stunden-PBS-Fluss blieb die Fibrinogenverschmutzung im äußeren und inneren Bündel gering und zeigte keine signifikanten Unterschiede. Die Thrombozytenverschmutzung war im äußeren Bündel der PP-PDMS-Fasern höher als im inneren Bündel und bei der unbeschichteten Kontrolle.

Die Thrombozytenverschmutzung war im äußeren Bündel signifikant höher als bei den im inneren Bündel kodierten PP-PDMS-Fasern ohne Strömungsexposition. Unter 24 Stunden PBS-Fluss wurde kein signifikanter Unterschied in der Thrombozytenverschmutzung zwischen äußeren und inneren Bündeln mit niedrigen Verschmutzungsgraden beobachtet.