20. März 2026
Diese Studie etabliert zwei standardisierte Maus-Xenotransplantationsmodelle, um gezielt akute zelluläre Abstoßung und akute antikörpervermittelte Abstoßung zu replizieren. Diese Modelle dienen als verlässliche Plattform zur Untersuchung von Mechanismen der Xenograft-Immunabstoßung, zur Bewertung immunsuppressiver Strategien und zur Weiterentwicklung präklinischer Xenotransplantationsforschung.
Unsere Forschung konzentriert sich auf standardisierte Xenotransplantationsmodelle an kleinen Tieren, um die Mechanismen der akuten zellulären und antikörpervermittelten Abstoßung zu untersuchen. Bestehende Modelle leiden häufig unter operativen Schwierigkeiten und Lungenverfahren. Dieses Protokoll stellt einen schnellen, standardisierten und reproduzierbaren Arbeitsablauf bereit.
Diese Abbildung veranschaulicht den standardisierten Dreier-Arbeitsablauf für die murine Xenotransplantation, bei dem die Operateure gleichzeitig die Vorbereitung des Empfängers, die Entnahme des Spenderherzens und die Anastomose des Spenderherzens durchführen. Beschaffen Sie zunächst 10 bis 12 Tage alte neugeborene gesprenkelte Dolly-Ratten sowie sieben bis acht Wochen alte C57 Black six- oder BALB/c-Mäuse. Unterbringen Sie alle Spenderratten und Empfängermäuse in einer umweltkontrollierten, spezifisch pathogenfreien Haltung.
Desinfizieren Sie den thorakoabdominalen Bereich der anesthetisierten Ratte mit mit Povidon-Jod getränkten Wattebäuschchen. Öffnen Sie den Bauchraum mit einer Schere. Verlagern Sie dann vorsichtig mit einem Wattestäbchen die Därme, um die untere Hohlvene freizulegen.
Verwenden Sie eine Insulinspritze, um 0,2 bis 0,5 Milliliter heparinisiertes Kochsalz in die untere Hohlvene zu injizieren. Drücken Sie die Injektionsstelle vorsichtig mit einem Wattebausch zusammen, um Blutungen zu verhindern. Inzisionieren Sie das Zwerchfell.
Schneiden Sie die Brustwand beidseitig durch und klappen Sie sie zurück, um das Herz vollständig freizulegen. Entfernen Sie anschließend den Thymus und durchtrennen Sie die obere Hohlvene, um den Druck zu entlasten. Spülen Sie ein Milliliter University of Wisconsin-Lösung in die Aorta ein, um einen Herzstillstand auszulösen.
Setzen Sie die Perfusion fort, bis das Herz von rot auf blass wechselt. Legen Sie einen mit eiskalter Kochsalzlösung getränkten Mullverband über das Herz, um dessen Temperatur zu senken und Austrocknung zu verhindern. Ligieren Sie die obere und untere Hohlvene mit einer 8,0-Seidennaht.
Durchtrennen Sie beide Gefäße. Anschließend schneiden Sie die Aorta am Aortenbogen durch. Durchtrennen Sie die Lungenarterie an ihrer Gabelung.
Ligieren Sie alle Lungenvenen mit der 8-O-Seidenlitze. Entfernen Sie dann das Spenderherz. Legen Sie das entnommene Herz zur vorübergehenden Konservierung in eiskalte Kochsalzlösung.
Entfernen Sie mit einer Enthaarungscreme die Haare aus dem Nackenbereich der anästhesierten Empfängermaus. Desinfizieren Sie die Haut durch dreimaliges Wechseln von Povidon-Iod und Alkohol. Führen Sie mit einem chirurgischen Skalpell einen zwei Zentimeter langen Längsschnitt etwa einen Zentimeter rechts der Mittellinie am Hals durch.
Führen Sie eine stumpfe Dissektion durch, um die subkutanen Fett- und Muskelgewebe zu entfernen. Resektieren Sie die Submandibularglandula. Nachdem die Vena jugularis externa freigelegt ist, verwenden Sie einen Elektrokauterpenn, der auf niedrige Koagulationsleistung eingestellt ist, um die Äste einzeln zu koagulieren.
Platzieren Sie zwei 8,0-Seidennähte nahe dem distalen Ende der Vene zur Ligatur. Durchtrennen Sie dann mit mikrochirurgischen Scheren die Vena jugularis externa zwischen den beiden Ligaturen. Führen Sie die Vena jugularis externa durch die venöse Manschette und schieben Sie die Manschette bis zur Basis der Vene vor.
Befestigen Sie es anschließend mit einer vaskulären Klemme. Entfernen Sie die Ligaturen mit mikrochirurgischen Scheren. Spülen Sie dann das verbleibende Blut aus der Vene mit heparinisiertem Kochsalzlösung aus.
Mit einem Paar mikrochirurgischer Pinzetten die Vena jugularis externa über die Manschette stülpen und mit einer 8.0-Seidennaht sichern. Hinter dem Musculus sternocleidomastoideus eine stumpfe Präparation durchführen, um die Arteria-carotis-Hülle zu finden. Die Arteria-carotis-Hülle öffnen.
Trennen Sie vorsichtig die Arteria carotis communis von der Vena jugularis interna und dem Nervus vagus. Danach ligieren und durchtrennen Sie die Arteria carotis. Anschließend führen Sie das distale Ende der durchtrennten Arterie durch die arterielle Manschette.
Stülpen Sie die Arterie über die Manschette und befestigen Sie sie an Ort und Stelle. Sichern Sie die Spenderaorta über der arteriellen Manschette an der Empfänger-Arteria carotis. Fixieren Sie sie mit der 8,0-Seidenligatur.
Erstellen Sie eine lose Schlaufe um die pulmonale Arterie des Spenders. Führen Sie die pulmonale Arterie über die venöse Manschette an der Vena jugularis externa des Empfängers. Befestigen Sie sie anschließend mit der Seidenligatur.
Lösen Sie die Vaskularklammern an der Carotis und der Vena jugularis externa des Empfängers, um den Blutfluss wiederherzustellen. Beobachten Sie, wie das Spenderherz starke Kontraktionen aufnimmt und innerhalb von 10 Sekunden rasch rot wird. Sobald das Spenderherz einen stabilen Rhythmus wiedererlangt hat, passen Sie dessen Position an.
Schließen Sie den Hals-Schnitt mit 4,0-Nähten. Desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Povidon-Iod. Stellen Sie die Maus auf eine warme, weiche Unterlage, die auf 37 bis 38 Grad Celsius gehalten wird, um die Körpertemperatur zu bewahren.
Überwachen Sie die Maus, bis sie das Bewusstsein wiedererlangt. Stellen Sie die Maus nach vollständigem Erwachen einzeln in einen Käfig mit ausreichendem Zugang zu Nahrung und Wasser. Die mediane Transplantatüberlebenszeit bei BALB/c-Empfängern betrug vier Tage.
Während es bei C57 Black 6-Empfängern signifikant auf 6,5 Tage verlängert war. In der SD-zu-BALB/c-Gruppe zeigte die Hämatoxylin- und Eosin-Färbung eine schwere myokardiale Zerstörung mit weit verbreiteter Erythrozytenextravasation. In der SD-zu-C57 Black 6-Gruppe zeigte die Hämatoxylin- und Eosin-Färbung eine myokardiale Schädigung, die hauptsächlich durch inflammatorische Infiltrate gekennzeichnet war.
In der SD-zu-BALB/c-Gruppe zeigte die immunfluoreszenzgefärbte Probe eine minimale Infiltration CD3-positiver T-Zellen, eine minimale Infiltration CD68-positiver Makrophagen und intensive, weitverbreitete Ablagerung von C4d. In der SD-zu-C57 Black 6-Gruppe zeigte die immunfluoreszenzgefärbte Probe eine starke Infiltration CD3-positiver T-Zellen, ein moderates Vorkommen CD68-positiver Makrophagen und eine moderate C4d-Ablagerung. Die durchschnittliche Erfolgsrate betrug in der Dreiergruppe 93,3 %, verglichen mit 86,7 % in der Einzelgruppe.
Die Hauptaufgabe bei der Teamkorrelation, der Erwerbspraxis, der Zirkularisierung und der Sicherstellung einer stabilen und geformten modernen Einrichtung. Zukünftige Studien können dieses standardisierte Modell nutzen, um xenotransplante Immunmechanismen zu untersuchen und normale immunsuppressive oder toleranzinduzierende Abschnitte zu bewerten.
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In diesem Artikel wird die Entwicklung zweier standardisierter muriner Xenotransplantationsmodelle beschrieben, die darauf ausgelegt sind, die akute zelluläre Abstoßung (ACR) und die akute antikörpervermittelte Abstoßung (AMR) nachzuahmen. Diese Modelle beheben die Einschränkungen von Studien an großen Tieren, indem sie eine reproduzierbare, effiziente und praktikable Plattform zur Untersuchung der Mechanismen der Immunabstoßung sowie zur Prüfung immunsuppressiver Therapien in der Xenotransplantationsforschung bereitstellen.
Die akute Abstoßung bleibt ein kritisches Engpassproblem in der Xenotransplantation und behindert damit den translationellen Fortschritt sowie die Weiterentwicklung des Forschungsportfolios. Standardisierte murine Modelle für die akute zelluläre und antikörpervermittelte Abstoßung bieten eine reproduzierbare, skalierbare Plattform zur mechanistischen Risikominimierung und zur Bewertung immunsuppressiver Strategien. Dieser arbeitsablaufbasierte Ansatz ermöglicht eine verlässliche Validierung von Zielstrukturen und beschleunigt die präklinische Entscheidungsfindung in der Transplantationsforschung.&D.
Dieses standardisierte murine Modell verbindet die frühe Entdeckung, die Identifizierung von Leitstrukturen und die präklinische Validierung in der Xenotransplantationsforschung.