Vergleichende Studie zu den Polysaccharidgehalten und antioxidativen Aktivitäten von Hippophae rhamnoides subsp. sinensis und Hippophae gyantsensis

In dieser Studie werden der Polysaccharidgehalt und die antioxidative Aktivität zwischen Hippophae rhamnoides sub. sinensis und Hippophae gyantsensis verglichen, um ihre Unterschiede zu verdeutlichen. Die Studie ist methodisch fundiert und adressiert eine Lücke in der Literatur bezüglich speziesspezifischer Unterschiede in den Polysaccharideigenschaften.

Die Ergebnisse dieser Studie sind von Bedeutung für die Qualitätsbewertung und die potenziellen pharmazeutischen Anwendungen. Zu Beginn geben Sie fünf Gramm Sanddornprobenpulver in einen 250-Milliliter-Rundkolben. Fügen Sie dann 50 Milliliter wasserfreies Ethanol hinzu und weichen Sie es bei einer Raumtemperatur von 25 Grad Celsius 24 Stunden lang ein.

Am nächsten Tag filtrieren Sie das eingeweichte Probenpulver mit einem Buchner-Trichter, um den Filterrückstand zu erhalten. Waschen Sie die Filterreste dreimal mit 50 Millilitern entionisiertem Wasser. Nun wird der entfettete Filterrückstand in einen getrockneten 250-Milliliter-Rundkolben überführt.

Fügen Sie 150 Milliliter deionisiertes Wasser in einem Fest-Flüssig-Verhältnis von eins bis 30 Gramm pro Milliliter hinzu. Führen Sie die Refluxextraktion in einem Wasserbad bei 80 Grad Celsius zweimal für zwei Stunden durch. Anschließend wird der Extrakt mit einem Rotationsverdampfer konzentriert.

Lagern Sie die konzentrierte Lösung für die spätere Verwendung bei vier Grad Celsius im Kühlschrank. Geben Sie anschließend das Sevag-Reagenz in einem Volumenverhältnis von eins zu vier zur rohen Polysaccharidlösung und geben Sie es auf einen Magnetrührer. Füllen Sie dann die Mischung in ein 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen um.

Die Suspension wird 15 Minuten lang bei 4.000 g zentrifugiert und der Überstand aufgefangen. Um den Polysaccharidextrakt nach der Proteinentfernung zu konzentrieren, fügen Sie wasserfreies Ethanol in einem Volumenverhältnis von eins zu drei hinzu, um Polysaccharide auszufällen. Stelle die Mischung über Nacht bei vier Grad Celsius auf.

Am nächsten Tag entfernen Sie die obere Schicht Ethanol. Die Mischung in ein 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen geben und wie zuvor zentrifugieren. Den Niederschlag gefriertrocknen, um Gesamtpolysaccharide zu erhalten.

Drei Gramm Phenol werden in einen braunen Messkolben gegeben. Fügen Sie 50 Milliliter entionisiertes Wasser hinzu, um das Phenol aufzulösen. Schütteln, bis eine homogene Masse entsteht, dann etikettieren und für den späteren Gebrauch aufbewahren.

Anschließend werden 10 Milligramm wasserfreie Glukose in einen 10-Milliliter-Messkolben überführt. Fügen Sie entionisiertes Wasser hinzu und schütteln Sie die Mischung gründlich. Beschriften Sie dann den Kolben.

Zur Herstellung der Probenlösung werden fünf Milligramm gefriergetrocknete Sanddorn-Polysaccharide in Messkolben gewogen. Fügen Sie entionisiertes Wasser hinzu, um jedes auf ein Endvolumen von 50 Millilitern zu bringen. Beschallen Sie jede Mischung 20 Minuten lang, bis sie sich vollständig aufgelöst hat.

Verdünnen Sie die Standardglukoselösung mit deionisiertem Wasser auf 0,1 Milligramm pro Milliliter. Übertragen Sie dann mit einer Mikropipette 200, 300, 400, 500, 600 und 700 Mikroliter in sechs saubere Reagenzgläser. Fügen Sie reines Wasser hinzu, um jedes auf ein Gesamtvolumen von einem Milliliter zu bringen, und mischen Sie jede Lösung vorsichtig, um eine gleichmäßige Verdünnung zu gewährleisten.

Geben Sie je einen Milliliter 6%ige Phenollösung und fünf Milliliter Schwefelsäure in jedes Reagenzglas und mischen Sie es gut. Füllen Sie die Proben in Küvetten um. Verwenden Sie reines Wasser als Blindwert und messen Sie die Absorption bei 490 Nanometern mit einem UV-sichtbaren Spektralphotometer in drei Replikaten.

Bereiten Sie für den Präzisionstest die Testlösung vor. Führen Sie eine Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie durch. Bestimmen Sie die Extinktion und wiederholen Sie den Vorgang sechsmal, um die relative Standardabweichung zu berechnen.

Bereiten Sie für den Stabilitätstest die Testlösung vor. Führen Sie die Farbmetrik bei null, zwei, vier, sechs, acht und 10 Stunden nach der Vorbereitung durch. Bestimmen Sie die Absorption zu den oben genannten Zeitpunkten, um die relative Standardabweichung zu berechnen.

Bereiten Sie für den Wiederholbarkeitstest sechs parallele Replikate der Probe vor. Führen Sie eine Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie durch und bestimmen Sie die Absorption nach dem festgelegten Verfahren. Bereiten Sie zum Durchführen des Wiederherstellungstests neun parallele Replikate der Testlösung vor.

Fügen Sie Referenzvolumina hinzu, die 80, 100 und 120 % des Gesamtpolysaccharidgehalts entsprechen. Führen Sie dann eine Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie durch. Für die Inhaltsbestimmung bereiten Sie die Beispiellösung vor.

Führen Sie die Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie nach der etablierten Methode durch. Bestimmen Sie dann die Absorption. Wiegen Sie 2,7 mg DPPH in einen leeren 50-Milliliter-Messkolben.

Fügen Sie 50 Milliliter wasserfreies Ethanol hinzu, um das DPPH aufzulösen, und bereiten Sie eine Stammlösung vor. Als nächstes lösen Sie fünf Milligramm Vitamin C in 10 Millilitern entionisiertem Wasser auf, um eine Lösung von 0,5 Milligramm pro Milliliter herzustellen. Verdünnen Sie diese Lösung nacheinander, um Vitamin-C-Testlösungen herzustellen.

Lösen Sie nun fünf Milligramm jeder Sanddorn-Polysaccharid-Probe in 10 Millilitern entionisiertem Wasser auf, um eine Lösung von 0,5 Milligramm pro Milliliter herzustellen. Diese Lösungen werden nacheinander verdünnt, um die Prüfkonzentrationen zu erhalten. Bereiten Sie die Testgruppen mit der DPPH-Lösung als Substrat in einer 96-Well-Platte vor.

Fügen Sie 150 Mikroliter Wasser und 50 Mikroliter DPPH für die Negativkontrollgruppe A0 hinzu. Geben Sie 150 Mikroliter der Probe oder Vitamin-C-Lösung und 50 Mikroliter DPPH für die Probengruppe A1 hinzu. Für die Probenkontrollgruppe A2 werden 150 Mikroliter Probe und 50 Mikroliter wasserfreies Ethanol zugegeben. Lassen Sie die Reaktion 30 Minuten lang im Dunkeln ablaufen. Messen Sie dann die Extinktion bei 517 Nanometern.

Die Standardkurve von Glukose zeigte eine starke lineare Beziehung zwischen Absorption und Konzentration im Bereich von 0,02 bis 0,07 Milligramm pro Milliliter. Die durchschnittliche Polysaccharidausbeute von Hippophae gyantsensis war signifikant höher als die von Hippophae rhamnoides subspecies sinensis. Der Präzisionstest zeigte über sechs Messungen hinweg eine minimale Variation der Absorption und einen RSD von 0,21 %, was auf eine hohe Präzision des Instruments hinweist.

Der Stabilitätstest zeigte, dass die Absorptionswerte über einen Zeitraum von 10 Stunden konstant blieben, wobei ein RSD-Wert von 0,45 % die Stabilität der Probenlösung bestätigte. Der Wiederholbarkeitstest ergab konsistente Absorptionswerte über sechs Replikate hinweg mit einem RSD von 0,5 %, was die Wiederholbarkeit der Methode bestätigte. Das Wiederfindungsexperiment für den Glukosegehalt ergab eine durchschnittliche Wiederfindungsrate von 99,18 %, was die Genauigkeit der Methode bestätigt.

Der durchschnittliche Polysaccharidgehalt von Hippophae rhamnoides subspecies sinensis war signifikant höher als der von Hippophae gyantsensis. Hippophae gyantsensis zeigte in allen getesteten Konzentrationen eine etwas höhere antioxidative Aktivität als Hippophae rhamnoides subspecies sinensis. Bei 0,5 Milligramm pro Milliliter erreichte die DPPH-Clearance-Rate von Hippophae gyantsensis 81,93 %, während die Unterart von Hippophae rhamnoides sinensis 75,17 % erreichte