Entwicklung eines neuartigen internen Fixationsmodells für Rattenradialfrakturen: Bruchheilungsbewertung und Isolierung des dorsalen Wurzelganglions

Radialfrakturen sind weltweit sehr verbreitet und eine der Hauptursachen für lange Knochenbrüche an Extremitäten. Das Modell der radialen Rattenfraktur ist entscheidend für die Untersuchung der Bruchheilung, des Medikamentenscreenings und der Biomaterialbewertung in der orthopädischen Forschung. Da der Radius der Ratten relativ dünn ist, sind die derzeit in der klinischen Praxis verwendeten Stahlplatten und Schrauben nicht für die Behandlung von Radialfrakturen bei Ratten geeignet.

Um diese Einschränkung zu überwinden, kombiniert das Protokoll innovativ Naht- und Titannadelfixierung und etabliert so ein stabiles Modell der radialen Fraktur für die Forschung an der internen Fixation. Im Protokoll stellten wir außerdem den Einsatz des lebenden Tier-Mikro-CT-Bildgebungssystems vor, um die Bruchheilung bei Ratten zu klären. Wir zeigten außerdem die Extraktion und Kultur des DRG im Rattenbruchmodell, das zur Untersuchung des Mechanismus von Nervenschäden und -reparaturen bei Brüchen verwendet wird.

Zu den chirurgischen Instrumenten der Rattenfraktur gehören die Skalpellklinge, der Skalpellgriff, die Operationsschere, der Nadelhalter, die hämostatische Pinzette und die Zahngewebezange. Die männliche Sprague-Dawley-Ratte, etwa 8 Wochen alt und etwa 200 Gramm schwer. Betäuben Sie die Ratte mit einer Isoflurangas-Anästhesiemaschine und halten Sie während des gesamten chirurgischen Eingriffs die Belüftungsanästhesie aufrecht.

Halten Sie die Operationstemperatur bei 28 °C. Setzen Sie die Ratte in die seitliche Position. Legen Sie das rechte Vordergliedmaß frei und rasieren Sie die Haare mit einem Haarschneider ab. Decken Sie ein steriles Laken ab und wickeln Sie ein Tourniquet um den proximalen rechten Vorderarm, um die chirurgische Blutung zu reduzieren.

Bereiten Sie die Haut vor, indem Sie dreimal abwechselnd Alkohol und Betadine-Peelings verwenden. Machen Sie einen 1,5 cm langen Längsschnitt auf der dorsalen radialen Seite des rechten Unterarms. Trennen Sie die Muskelräume und legen Sie den rechten Vordergliedradius vollständig frei.

Verwenden Sie eine Bedienschere, um den Radius zu schneiden und so einen Querbruch zu erzeugen. Die Richtung der Schere bildet einen 90-Grad-Winkel zum Radius. Nehmen Sie eine 0,8 mm durchmessernde, 10 mm lange Titannadel und führen Sie sie entlang ihrer Längsachse in den radialen Bruch ein.

Fixiere den Radius und die Titannadel mit Naht. Die Naht wurde mit drei aufeinanderfolgenden Knoten verbunden, und die Titannadel wurde durch vier unterbrochene Nähte am Radius befestigt. Nähen Sie die Hautfarbe der überschüssigen Naht und schließen Sie das Holz.

Desinfizieren Sie die Haut mit Betadine-Peelings. Decken Sie die Wunde mit steriler Mull ab und sichern Sie sie mit Verbänden. Die Ratte kam nach der Narkose wieder zu Bewusstsein und ihr Zustand erholte sich gut.

Betäuben Sie die Ratte mit einer Isoflurangas-Anästhesiemaschine. Legen Sie die Ratte in eine Bauchlage in der Scankammer. Stellen Sie die Position von Gliedmaßen und Kopf so an, dass der Zielbereich im Sichtfeld zentriert wird, und halten Sie während des gesamten Eingriffs kontinuierliche Beatmung und Anästhesie aufrecht.

Schiebe das feste Tierbett in die Scankammer und schließe die Kammertür. Die Mikro-CT-Scan-Parameter wurden wie folgt eingestellt: Scanmodus: Standard, Belichtungszeit: zwei Minuten, Sichtfeld: 72 mm, Voxelgröße: 144 m, Kilovolt: 90; Mikroampere: 88, Filter: 3D-weich. Die Scandaten werden automatisch an die Software übertragen und ein dreidimensionales CT-Bild erzeugt.

Trennen Sie das Zielgewebe. Exportiere die verarbeiteten Bilder. Wirbelsäule durchtrennen, die Wirbelkörper von C1 bis C7 entfernen.

Schneiden Sie die Halswirbelsäule entlang der vorderen und hinteren Mittellinien, die in linke und rechte Hälfte unterteilt sind. Verwenden Sie eine Zange mit Zahngewebe, um die DRG aufzuheben, heben Sie sie vorsichtig an und schneiden Sie dann mit einer Operationsschere die Nervenfasern durch. Übertragen Sie extrahierte DRGs in ein 1,5-mL Zentrifugenrohr mit Extraktionsmedium.

Leg sie auf Eis. Langsam aspirieren und das Extraktionsmedium entsorgen. Fügen Sie 1 ml gemischte Verdauungs- und Enzym-Wirksamkeitslösung hinzu.

Verdauen Sie es in einem 37-C-Wasserbad für 60 bis 70 Minuten. Pipettieren Sie eine angemessene Menge der Fibronektin-Arbeitslösung in eine Petrischale und überziehen Sie sie eine Stunde lang in einem 37-C-Inkubator. Nach der Verdauung aspirieren und entsorgen Sie die gemischte Verdauungsenzym-Arbeitslösung.

Filtrat sammeln, bei 70 x g für 8,5 Minuten zentrifugieren. Nach der Zentrifugation wird das Überleitungsmittel in der Zentrifugenröhre abgesaugt und entsorgt. Fügen Sie 1 ml vollständiges Medium hinzu, um den Niederschlag wieder zu suspendieren.

Nimm die Petrischale raus. Entsorge die Fibronektin-Arbeitslösung und wasche zweimal mit PBS. Inokulieren Sie die Zellen in eine Petrischale und fügen Sie 1 ml vollständiges Medium hinzu.

Stellen Sie sie für 8-12 Stunden in einen Inkubator bei Konstanttemperatur bei 37 °C mit 5 % Kohlendioxid. Die Mikro-CT-Bildgebung bestätigte die erfolgreiche Etablierung von radialen Frakturrattenmodellen und interner Fixationsmodelle für radiale Rattenfrakturen. 20 Tage nach der Modellierung ergab eine Mikro-CT-Analyse der SD-Ratten in der Frakturmodellgruppe eine günstige Prognose.

Eine Kallusbildung wurde beobachtet, die die Bruchenden überbrückt, mit fortschreitender Versteifung und allmählicher Aufhebung der Bruchlinie, was mit der frühen Phase der Knochenunion übereinstimmt. Bilder zeigten eine verschwommene Bruchlinie im modellierten Bereich, was darauf hindeutet, dass das Knochengewebe an der Bruchstelle weitgehend verheilt war. Am 5. bis 6. Tag nach der DRG-Isolierung zeigen neuronale Zellen eine umfangreiche zytoplasmatische Exposition.

In diesem Stadium sind die gesamten neuronalen Zellkörper und ihre umliegenden Synapsen klar zu unterscheiden. Die Immunfluoreszenzmikroskopie wurde verwendet, um Neuronalzellen am 6. Kulturtag zu fotografieren. Wie in Abbildung 9 gezeigt, wurde Beta-III-Tubulin als grüne Fluoreszenz dargestellt.

Beta-III-Tubulin-positive Zellen, einschließlich sowohl DRG-Zellkörper als auch Axone, wurden grün gefärbt, und die blaue Fluoreszenz repräsentiert die Kerne der durch DAPI gefärbten Neuronen. Ratten sind ein klassisches Modell zur Untersuchung des Mechanismus der Bruchheilung aufgrund ihres klaren genetischen Hintergrunds und kurzen Fortpflanzungszyklus. Der kleine Durchmesser von etwa 1–1,5 mm macht es jedoch unmöglich, ein klinisches internes Fixierungsgerät zu vergleichen, was dessen Nutzen in der Forschung zur Heilung von Nervenknochen stark einschränkt.

Als Antwort auf dieses Problem schlug diese Studie innovativ die kombinierte Naht-Titan-Nadel-Innenfixierungsmethode vor. Die Kernlogik besteht darin, die starre Fixierung der Schrauben durch die flexible Ligatur der Nähte zu ersetzen, was die iatrogene Nervenverletzung verringern und eine stabile mechanische Umgebung schaffen könnte. Dieses Protokoll bot Wiederholbarkeit und Standardisierung für den Bau des Modells.

Die Nähte und Titannadeln werden für die innere Fixierung in Ratten-Radialbruchmodellen verwendet. Die Bruchheilung wird mittels Mikro-CT beurteilt. Die primären DRG-Neuronen werden nach Bruchheilungsuntersuchungen isoliert und kultiviert.

Im Protokoll kombinieren wir innovativ Nähte und Titannadeln für eine stabile innere Fixation im Rattenradialbruchmodell. Die Bruchheilung wurde mittels Mikro-CT untersucht, und primäre DRG-Neuronen wurden isoliert und für weitere Untersuchungen kultiviert.