Name: Isolierung von Anfang hämatopoetischen Stammzellen aus Murine Dottersack und AGM (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2008-06-27T19:56:00.000+00:00
Duration: 10 min 38 s
Description: Lernen Sie die Mikrodissektionstechnik zur Isolierung früher hämatopoetischer Stammzellen aus dem Dottersack und der AGM-Region von Mausembryonen. Diese Methode ermöglicht die Gewinnung reiner Zellpopulationen für die Hämatopoeseforschung.

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Dissection und Isolierung von frühen hämatopoetischen Stammzellen aus der Maus Dottersack und Aorta-Gonaden-Mesonephros Region <ol><li> Bevor Sie beginnen, ist es wichtig, alle Reagenzien und Instrumenten für die das Verfahren haben: <ul><li> Schere </li><li> Zange, Größe 4 und chirurgische grade gebogen Spitze Pinzette, Größe 5 / 45 (optional) </li><li> 30-Gauge-Nadel mit der Spritze </li><li> 35mm und 100mm Petrischalen </li><li> PBS mit 10% und 20% fötalem Rinderserum </li><li> und schließlich, Collagenase </li></ul></li><li> Zu Beginn der Dissektion, müssen wir die Uterushörner von einer schwangeren Frau auf 10,5 Tage post Konzeption Ernte. </li><li> Die Tiere sind gemäß den vereinbarten Verfahren eingeschläfert. Wir verwenden Kohlendioxid Ersticken, durch Genickbruch folgte. </li><li> Die weiblichen Bauch ist nass mit Ethanol und die Haut wird mit einer Schere geöffnet. </li><li> Halten Sie die Haut mit einer Pinzette, sind weitere Kürzungen vorgenommen, um das Peritoneum zu eröffnen. </li><li> Der Bauch wird geöffnet und der Uterushörner visualisiert werden können. Mit einer Pinzette die Uterushörner halten, schneiden Sie jeden distalen Ende und der Mitte der Verbrauchsteuer beiden Hörner. </li><li> Uterushörner werden dann in eine Petrischale mit kaltem PBS mit 10% FBS auf uterine Gewebe zu entfernen platziert. </li><li> Mit Größe 4 Zangen und Arbeiten unter dem Mikroskop, entfernen Sie vorsichtig das Endometrium aus um jeden Embryo conceptus, darauf achtend, nicht Punktion der Plazenta. </li><li> Nach dem Herausnehmen werden die Embryonen in einer frischen Schüssel mit kaltem PBS und 10% FBS platziert. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig das Plazentagewebe zu offenbaren, den Embryo umhüllt den Dottersack mit der Pinzette auf den Embryo-ummantelt Dottersack weg von der Plazenta bei ihrer Stelle geschnitten. Der Dottersack enthält vitelline Arterien, und ein Teil der Nabelschnur, kann sanft gehänselt werden vom Embryo und beiseite stellen auf Eis Dissoziation. </li><li> Der Embryo wird zu einer kleinen Petrischale mit minimalem Niveau von PBS mit 10% FBS bewegt - gerade genug, um den Embryo nass, aber nicht zu viel. Optimal Niveau zu halten den Embryo stationär, während die Platte langsam bewegt wird, hält der Embryo sicher an seinem Platz beim Präparieren. </li><li> Wechseln Sie auf die 30-Gauge-Nadeln, mit denen die oberen und unteren Teilen des Embryos, indem oberhalb der Vorderbeine und unterhalb der hinteren Gliedmaßen zu entfernen sind. Kennenlernen mit den Nadeln als schneidenden Instrumenten kann einige Übung. Ein Verfahren zur Verwendung wiederholt kleine Schnitte durch Kreuzung der Nadeln wird sezieren das Gewebe mit der Nadel in die dominante Hand als Schnittführung für die Nadel, die in der nicht-dominanten Hand gehalten wird, zu handeln. </li><li> Entfernen Sie den hinteren Teil des Embryos. Dies ist das Gewebe, das die Somiten enthält. Vorsichtig wegschneiden dorsal-die meisten Gewebe, während verbleibenden einen ausreichenden Abstand von der Aorta (rote Linie) auf einen Knicks zu verhindern. Schneiden der Aorta würde in den Blutverlust und die Unfähigkeit, einfach visualisieren seiner Lage führen. Auch hier macht kleine Schnitte mit den Nadeln ist wichtig für die Erhaltung einer präzisen Schneiden Lage. </li><li> Drücken Sie die zusätzlichen Gewebe entfernt aus der Sicht und drehen Sie den Embryo in der ventralen Gewebe geschnitten, wieder Schnitt möglichst nahe an der Aorta wie möglich, ohne knicking es. Cuts gemacht zu weit von der optimalen Lage wäre in Bauch-Gewebe vorhanden, die entfernt werden, sobald die Hauptversammlung ist isoliert werden können führen. </li><li> Position der Embryo mit seiner dorsalen Seite nach unten oder dem Rücken gegen die Platte. Gently splay des Embryos öffnen, indem Sie die Seiten nach unten und Visualisierung der Lage der Gonaden Grate. Diese sind leicht aus der Mitte, wie Rohr-ähnliche Strukturen auf beiden Seiten der Aorta befindet. </li><li> Füllen Sie die Dissektion durch das Entfernen der überschüssigen Seite Geweben unter Verwendung der gleichen Schnitt-Techniken wie zuvor. Sobald die Seite Gewebe des Embryos entfernt wird, dann wird der Embryo auf den Kopf, um die restlichen Seiten Gewebe zu entfernen eingeschaltet. </li><li> An diesem Punkt ist die Hauptversammlung für überschüssiges Gewebe, das leicht mit den Nadeln ohne Verletzung der Aorta oder Keimdrüsen entfernt werden inspiziert. Entfernen so viel wie möglich über Ergebnisse in eine bessere Isolierung der Stammzellen Bevölkerung, da wir nur auf ein paar Zelloberflächenmarker für die Reinigung zu verlassen. </li><li> Mit der gebogenen Spitze Pinzette vorsichtig schöpfen jeder Hauptversammlung und in kaltem PBS mit 10% FBS, bis sie zur Dissoziation. </li></ol> Dissoziation und FACS-Analyse <ol><li> Um distanzieren dem Gewebe, den ersten Platz Dottersäcke und Hauptversammlungen in getrennten Röhren. </li><li> Spin kurz Pellet Geweben und entsorgen PBS mit 10% FBS. </li><li> Resuspendieren Gewebe in 0,25% Kollagenase in PBS mit 20% FBS, mit genügend Volumen, um angemessen abdecken Gewebe. </li><li> Inkubieren des Gewebes bei 37 Grad. 25-30min für Hauptversammlungen und 35-40min für Dottersäcke. </li><li> Am Ende der Inkubationszeit, sanft Pipette Gewebe nach oben und unten, um die Dissoziation in einzelne Zell-Suspensionen. </li><li> Waschen Sie die Gewebe mit einem Überschuss an PBS with 10% FBS, Pellet der Zellen und Resuspension in frischem sterilem PBS mit 10% FBS. </li><li> Für FACS-Analyse werden die Zellen nach den Empfehlungen des Herstellers gefärbt. Wir verwenden eine FACSAria von BD Biosciences auf der Durchflusszytometrie durchgeführt. Aufgrund der Größe und Fragilität der embryonalen Zellen, wird die Sortierung Öffnung für einen größeren Durchmesser als bei Erwachsenen hämatopoetischen Zellen, die wir auch im Labor-Studie angepasst. Ebenso wird der Druck so eingestellt, daß weniger als die Bedingungen in der Erwachsenenbildung hämatopoetischen Zellen erforderlich. Zum Beispiel, Sortierung auf dem FACSAria, würde die Düsengröße 100 Mikrometer und die Art Druck 30 psi werden würde. </li><li> Für Stammzell-Analysen-, Dreibett-positive Zellen, die Marker CKIT, CD34, CD41 und werden isoliert und sortiert aus dem Dottersack und doppelt positiven (CKIT, CD34) sind von der Hauptversammlung via FACS isoliert. Ein typisches Grundstück würde wie folgt aussehen: CKIT positive Zellen sind für CD34 und CD41 gleichzeitig oder einzeln analysiert. Normalerweise Zellen zeigen eine Abstufung der Positivität für jeden Marker mit der Stammzell-Population als eine Teilmenge der positiven Populationen gefunden. Diese Diagramme zeigen uns, dass wir eine gute Zellausbeute mit 100-300 Zellen pro Dottersack und pro AGM erreicht. </li></ol>

isolierung von anfang hämatopoetischen stammzellen aus murine dottersack und agm

Isolation of Early Hematopoietic Stem Cells from Murine Yolk Sac and AGM

In der Maus-Embryo, tritt frühen Hämatopoese gleichzeitig in mehreren Organen, die den Dottersack und Aorta-Gonaden-Mesonephros Region umfasst. Diese Regionen sind entscheidend bei der Festlegung der Blutkreislauf in die Embryonen und führt zu den eventuellen Bewegung von Stammzellen in der fetalen Leber und dann die Entwicklung von adulten Stammzellen in der bonemarrow. Frühe hämatopoetischen Stammzellen können aus diesen Organen durch Mikrodissektion des Embryos durch durchflusszytometrische Sortierung gefolgt, um eine reine Population zu erhalten, isoliert werden. Es bleibt unklar, wie diese Stammzell-Populationen der fetalen und adulten Stammzellen-Pool beitragen. Auch untersucht unser Labor, wie früh Stammzellen funktionell unterscheiden sich von fetalen und adulten hämatopoetischen Stammzellen. Außerdem testen unsere Labor möglichen verschiedenen Populationen von hämatopoetischen Stammzellen und deren funktionelle Rolle im Kontext einer Vielzahl von genetischen Modellen. In diesem Video haben wir die Mikro-Dissektion Verfahren, das wir verwenden häufig und zeigen auch die Ergebnisse eines typischen FACS plotfter Isolierung dieser seltenen Populationen zeigen, ist es möglich, eine Vielzahl von funktionellen Assays darunter: Kolonie-Assays und Knochenmarktransplantationen.

Dieses Video zeigt, wie Mikro-sezieren den Dottersack und Aorta-Gonaden-Mesonephros Region aus Embryonen und die Verwendung der Durchflusszytometrie, um hämatopoetische Stammzellen zu sortieren.

Isolierung von Anfang hämatopoetischen Stammzellen aus Murine Dottersack und AGM

Im Mausembryo findet die frühe Hämatopoese gleichzeitig in mehreren Organen statt, darunter im Dottersack und in der Aorta-Gonaden-Mesonephros-Region. Diese ...

Beim Maus-Embryo tritt die frühe Hämatopoese gleichzeitig in mehreren Organen auf, darunter ein Dottersack, eine Aortenkeimzone und der Mesoblast. Noch wichtiger ist, dass sich aus diesen Organen frühe hämatopoetische Stammzellen isolieren lassen, indem der Embryo mikrochirurgisch präpariert und anschließend mittels Durchflusszytometrie sortiert wird, um eine reinere Zellpopulation zu erhalten.In diesem Video demonstrieren wir das Mikrodissektionsverfahren, das wir üblicherweise anwenden, und zeigen außerdem die Ergebnisse eines typischen FACS-Plots. Hallo, ich bin Kelly Morgan aus dem Labor von Dr. Gary Gilland am Howard Hughes Medical Institute und der Abteilung für Innere Medizin am Brigham and Women's Hospital und wurde ursprünglich von Elaine Dza am Medizinischen Zentrum der Rasmus-Universität in Rotterdam ausgebildet. Heute zeige ich Ihnen das Verfahren zur embryonalen Dissektion, um frühe hämatopoetische Stammzellen aus dem Dottersack sowie aus der Aorta-Gonaden-Mesonephros-Region, kurz AGM, zu gewinnen. Und ich bin Michael Care.Auch aus dem Go-Labor. Ich zeige Ihnen, wie man Einzelzell-Suspensionen von GM- und Dottersackzellen für HSCs unter Verwendung von FACS herstellt. Dieses Verfahren umfasst die Dissektion der frühen hämatopoetischen Organe aus E10,5-Mausembryonen, die Dissoziation des Gewebes und die Aufbereitung von Einzelzell-Suspensionen zur Isolierung hämatopoetischer Stammzellen.Beginnen wir also. Vor Beginn ist es wichtig, alle für das Verfahren erforderlichen Reagenzien und Werkzeuge bereitzustellen. Schere, Pinzette, gebogene chirurgische Pinzette der Größe vier, gebogene Spitzenpinzette der Größe fünf 40 Fünftel, 30-Gauge-Nadeln mit Spritze, 35-Millimeter- und 100-Millimeter-Petri-Schalen, PBS mit 10 % und 20 % fetalem Kälberserum sowie Kollagenase.Um die Dissektion zu beginnen, müssen wir zunächst die Uterushöcker einer trächtigen weiblichen Maus gewinnen. Am 10,5. Tag nach der Befruchtung wird der Bauch der weiblichen Maus mit Ethanol benetzt und anschließend mit einer Schere unter Zughalten der Haut mit einer Pinzette geöffnet. Weitere Schnitte werden vorgenommen, um das Peritoneum zu öffnen.Nun wird der Bauch geöffnet und die Gebärmutterhörner können sichtbar gemacht werden. Mit einer Pinzette, die die Gebärmutterhörner hält, wird jedes distale Ende und die Mitte durchtrennt, um beide Hörner zu entfernen. Die Gebärmutterhörner werden dann in eine Petrischale mit kaltem PBS und 10 % FBS gelegt.Entfernen Sie mithilfe einer Pinzette der Größe vier unter dem Mikroskop vorsichtig das Endometriumgewebe um jeden Embryo herum. Dabei ist darauf zu achten, dass das Plazentagewebe nicht verletzt wird. Nach der Entfernung werden die Embryonen in eine frische Schale mit kalter PBS und 10 % FDS gegeben. Anschließend wird das Plazentagewebe vorsichtig entfernt, um den im Dottersack befindlichen Embryo freizulegen.Dies erfolgt, indem mit der Pinzette der Embryo zusammen mit dem Dottersack vorsichtig von der Plazenta abgetrennt wird. An ihrer Verbindungsstelle kann der Dottersack, der Vilin-Arterien und einen Teil der Nabelschnur enthält, sanft vom Embryo gelöst und beiseite auf Eis gelegt werden. Zum Aufspalten wird der Embryo in eine kleine Petrischale mit einer geringen Menge PBS mit 10 % FBS überführt, wobei die Flüssigkeitsmenge gerade ausreicht, um den Embryo zu benetzen, jedoch nicht zu viel sein sollte.Optimale Stufen würden das Embryo stationär halten, während die Platte langsam bewegt wird. Dies hält das Embryo während der Dissektion sicher an Ort und Stelle. Wechseln Sie zu Nadeln mit 30er Gauge, um die oberen und unteren Anteile des Embryos zu entfernen, indem Sie oberhalb der Vordergliedmaßen und unterhalb der Hintergliedmaßen schneiden.Die Verwendung der Nadeln als Schneidinstrumente erfordert möglicherweise etwas Übung. Wiederholen Sie kleine Schnitte, indem Sie die Nadeln kreuzen, um das Gewebe zu dissezieren. Verwenden Sie eine Nadel als Führung, während die andere die Schnitte ausführt.Als Nächstes entfernen Sie den dorsalen Teil des Embryos. Dieses Gewebe enthält die Somiten. Dies wird erreicht, indem das dorsale MOS-Gewebe vorsichtig weggeschnitten wird, wobei ein ausreichender Abstand zur Aorta eingehalten wird, um Verletzungen zu vermeiden.Das Durchtrennen der Aorta würde zu Blutverlust und der Unfähigkeit führen, ihre Lage leicht zu visualisieren. Erneut kleine Schnitte mit den Nadeln vornehmen, wie erforderlich, um eine präzise Schnittstelle beizubehalten. Drücken Sie das überschüssige Gewebe von Ihnen weg und drehen Sie das Embryo um, um das ventrale Gewebe zu durchtrennen.Auch hier möglichst dicht an der Aorta schneiden, ohne diese zu verletzen. Schnitte, die zu weit von der optimalen Position entfernt gemacht werden, führen dazu, dass Bauchgewebe vorhanden bleibt, welches entfernt werden kann, sobald die A GM isoliert ist. Positionieren Sie nun das Embryo mit der dorsalen Seite nach unten, also den Rücken auf der Platte liegend.Öffnen Sie das Embryo vorsichtig, indem Sie die Seiten nach unten drücken und die Lage der Gonadenleisten sichtbar machen. Diese befinden sich leicht seitlich versetzt als röhrenförmige Strukturen auf beiden Seiten der Aorta. Vervollständigen Sie die Dissektion, indem Sie das überschüssige Seitenmaterial mit denselben Schneidetechniken wie zuvor entfernen.Nachdem das seitliche Gewebe mit dem Embryo entfernt wurde, wird der Embryo umgedreht, um das verbleibende Seiten­gewebe zu entfernen. An diesem Punkt wird das AGM auf überschüssiges Gewebe untersucht, das mithilfe der Nadeln leicht entfernt werden kann, ohne die Aorta oder die Gonadenanlage zu verletzen. Eine möglichst vollständige Entfernung des überschüssigen Gewebes führt zu einer besseren Isolierung der Stammzellpopulation.Da wir uns bei der Reinigung nur auf wenige Oberflächenmarker an Zellen stützen. Mit der gebogenen Pinzette jedes AGM vorsichtig aufnehmen und in kalte PBS mit 10 % FBS legen, bis die Gewebe zur Dissoziation bereit sind. Um die Gewebe nun zu dissoziieren, Yolksack und AGM zunächst in getrennte Röhrchen geben, kurz abzentrifugieren, um das Gewebe zu pelletieren, die PBS mit 10 % FBS verwerfen, das Gewebe resuspendieren und 0,25 % Kollagenase in PBS mit 20 % FBS in ausreichendem Volumen zugeben, um die Gewebe vollständig zu bedecken.Inkubieren Sie die Gewebe bei 37 Grad für 25 bis 30 Minuten bei AGMs und für 35 bis 40 Minuten bei Dottersäcken. Am Ende der Inkubation vorsichtig die Gewebe mehrmals auf- und abpipettieren, um sie in Einzelzell-Suspensionen zu dissoziieren. Waschen Sie die Gewebe mit überschüssigem PBS mit 10 % FPS, pelletieren Sie die Zellen und resuspendieren Sie sie in frischem, sterilen PBS mit 10 % FBS. Die Zellen sind nun bereit für die Färbung.Dafür übergebe ich sie an Mike. Danke, Kelly. Für die FACS-Analyse werden die Zellen gemäß den Empfehlungen des Herstellers gefärbt.Wir verwenden einen FACS-Aria von BD Bios für die Durchflusszytometrie. Aufgrund der Größe und Zerbrechlichkeit embryonaler Zellen wird die Sortieröffnung auf einen großen Durchmesser eingestellt. Die Düse wird auf 100 Mikrometer eingestellt und der Sortierdruck auf 30 PSI.Für die Stammzelldiagnostik werden triple-positive, die Marker C kit C 34 und CD 41 selbst exprimierende Zellen aus dem Dottersack und doppelt positive Zellen isoliert und sortiert. C kit CD 34-positive Zellen werden aus dem A-G-M-V-F-X isoliert. Ein typisches Diagramm sieht wie folgt aus.C-kit-positive Zellen werden gleichzeitig oder einzeln auf CD34 und CD41 analysiert. Normalerweise zeigen die Zellen eine abgestufte Positivität für jeden Marker. Da die Stammzellpopulation als Teilmenge der positiven Populationen vorkommt, verdeutlichen diese Diagramme, dass wir eine gute Zellausbeute mit 100 bis 300 Zellen pro YAP-Sack erzielt haben.Und gemäß einem GM haben wir Ihnen gerade gezeigt, wie man frühe hämatopoetische Stammzellen aus einem massiven Embryo disseziert und isoliert. Bei diesem Verfahren ist es wichtig zu beachten, dass die für die Durchführung des Protokolls benötigte Zeit die Zellviabilität negativ beeinflusst. Im Wesentlichen gilt: Je schneller Sie die Dissektionen abschließen können, desto höher wird Ihre Zellausbeute sein.Das war's. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Isolierung und Transplantation von hämatopoetischen Stammzellen (HSZ)

Dieses Protokoll beschreibt die Herleitung der transplantierbaren hämatopoetischen Stammzellen aus embryonalen Stammzellen der Maus (ESC) und deren anschließende Injektion in letal bestrahlten Mäusen Empfänger. Kurz gesagt, ESC als Embryoidkörpern, die dann mit retroviralen HOXB4 und co-kultiviert mit OP9 Stromazellen und hämatopoetischen Zytokinen infiziert sind differenziert.

Ableitung von hämatopoetischen Stammzellen aus embryonalen Stammzellen der Maus

Verfahren, um die Verteilung von Knochenmark hämatopoietischen Vorläuferzellen in Durchflusszytometrie sowie effizient zu isolieren hochgereinigten hämatopoetischen Stammzellen (HSC) Analyse beschrieben. Die Isolierung Verfahren im wesentlichen auf magnetische Anreicherung von c-Kit +-Zellen und Zell-Sortierung, um HSK für zelluläre und molekulare Studien zu reinigen bezogen.

Phänotypische Analyse und Isolierung von murinen hämatopoetischen Stammzellen und Lineage-festgelegte Vorläuferzellen

Dieses Video zeigt eine Technik zur Erzeugung von Mäusen des menschlichen Immunsystems (HIS). CD34+ hämatopoetische Stammzellen (HSCs) werden aus menschlichen Buffy-Coat-Zellen aus Nabelschnurblut mit Hilfe von Antikörper-beschichteten magnetischen Kügelchen isoliert. Die CD34+ HSCs werden in einem mit Zytokinen angereicherten Wachstumsmedium expandiert und kryokonserviert. Schließlich werden die aufgetauten HSCs in ein immundefizientes Mausjunges injiziert, um das HIS-Mausmodell zu etablieren.

Isolierung hämatopoetischer Stammzellen aus Nabelschnurblut zur Erzeugung von Mäusen des menschlichen Immunsystems

Hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen (HSPC) leiten sich von spezialisierten (hemogenic) Endothelzellen während der Entwicklung, noch wenig über das Verfahren bekannt, von denen einige Endothelzellen angeben zu werden Blut bilden. Wir zeigen eine Durchflusszytometrie basierende Methode ermöglicht die gleichzeitige Isolierung von hemogenic Endothelzellen und HSPC aus murinen embryonalen Geweben.

Isolierung von murinen embryonalen Hemogenic Endothelial Cells

Dieses Protokoll beschreibt mit kultivierten Aorta-Gonade-Wachstum für Expressionsanalysen, Koloniebildenden Einheiten in die Kultur und die Milz und die langfristige Wiederherstellung um zu bestimmen, die Auswirkungen der regulatorischen Faktoren und Signalwege auf hämatopoetischen Stammzellen Zellentwicklung. Dies wurde als ein wirksames System zur Untersuchung von hämatopoetischen Stammzellen-Biologie und Funktion nachgewiesen.

Anwendung der Aorta-Gonade-Wachstum Explant Kultursystem in Developmental Hämatopoese

Hier präsentieren wir Methodik zur klonalen Analyse von Hämatopoetischen Stammzellen Vorläufer während der murinen embryonalen Entwicklung. Wir kombinieren Index sortieren einzelner Zellen aus der embryonalen Aorta-Gonade-Wachstum-Region mit Endothelzellen Kokulturen und Transplantation der phänotypischen Eigenschaften und Engraftment Potenzial der einzelnen hämatopoetischen Vorläufer zu charakterisieren.

Klonale Analyse der embryonalen Hämatopoetischen Stammzellen Vorstufen mit einzelligen Index sortieren kombiniert mit Endothelzellen Nischenkultur Co

Diese Methode beschreibt die durch Durchflusszytometrie gereinigte Reinigung von MEP und MKp von Mäuse femuren, Tibias und Beckenknochen.

Isolierung von Maus-Megakaryozyten-Vorläufern

Wir stellen ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die Isolierung von langfristigen hämatopoetischen Stammzellen (LT-HSCs) und Kurzzeit-HSCs (ST-HSCs) mit dem Hoxb5-Reportersystem vor.

Isolationsmethode für lang- und kurzfristige hämatopoetische Stammzellen

Diese Studie hat eine stabile und effiziente Methode zur Isolierung, Kultivierung und funktionellen Bestimmung von in der Gefäßwand ansässigen CD34+ -Stammzellen (CD34+ VW-SCs) etabliert. Diese leicht verständliche und zeitsparende Isolationsmethode kann von anderen Forschern genutzt werden, um die möglichen Mechanismen zu untersuchen, die an Herz-Kreislauf-Erkrankungen beteiligt sind.

Immunmagnetische Isolierung von in der Gefäßwand ansässigen CD34+ -Stammzellen aus Mäusen

Hier stellen wir Protokolle vor, die die Isolierung von Stromazellen aus murinem Knochen, Knochenmark, Thymus und menschlichem Thymusgewebe ermöglichen, die mit Einzelzell-Multiomics kompatibel sind.

Isolierung von Stromazellen aus hämatopoetischen Organen

Lernen Sie die Mikrodissektionstechnik zur Isolierung früher hämatopoetischer Stammzellen aus dem Dottersack und der AGM-Region von Mausembryonen. Diese Methode ermöglicht die Gewinnung reiner Zellpopulationen für die Hämatopoeseforschung.

Isolierung von Anfang hämatopoetischen Stammzellen aus Murine Dottersack und AGM

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