Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

Resumen

Las respuestas electrofisiológicas de las neuronas sensoriales olfativas a los olores pueden ser medidos en los insectos a partir de grabaciones individuales sensillum. En este artículo de vídeo vamos a demostrar cómo realizar grabaciones individuales sensillum en las antenas de la mosca del vinagre ( Drosophila melanogaster) Y los palpos maxilares del mosquito de la malaria ( Anopheles gambiae).

Resumen

El sentido del olfato es esencial para los insectos para encontrar los alimentos, los compañeros, los depredadores, y ^tres sitios de oviposición. Insectos neuronas olfativas sensoriales (OSN) se incluyen en pelos sensoriales llamados sensilla, que cubren la superficie de los órganos olfativos. La superficie de cada sensillum está cubierta de pequeños poros, a través del cual pasan los odorantes y se disuelven en un líquido llamado linfa sensillum, que baña las dendritas sensorial de la OSN ubicado en un sensillum dado. Las dendritas OSN expresa odorante del receptor (OR) de las proteínas, que en función de los insectos como los canales iónicos ^{olor-4, 5.} La interacción de las sustancias odoríferas con RUP, aumenta o disminuye la frecuencia de disparo basal de la OSN. Esta actividad neuronal en forma de potenciales de acción representa la primera representación de la calidad, la intensidad y características temporales de la sustancia odorífera ^{6, 7.}

Teniendo en cuenta el fácil acceso a estos pelos sensoriales, es posible realizar grabaciones extracelulares de OSN solo por la introducción de un electrodo de registro en la linfa sensillum, mientras que el electrodo de referencia se sitúa en los ganglios linfáticos del ojo o del cuerpo del insecto. En Drosophila, sensilla casa entre una y cuatro OSN, pero cada OSN suele mostrar una característica de amplitud pico. Técnicas de clasificación de Spike permiten asignar las respuestas a clavar OSN individual. Este registro único sensillum (SSR) técnica monitorea la diferencia de potencial entre la linfa sensillum y el electrodo de referencia como los picos eléctricos que se generan por la actividad de los receptores de OSN ^{1, 2, 8.} Los cambios en el número de picos en la respuesta al olor representan las bases celulares de la codificación de olores en los insectos. Aquí se describe el método de preparación se utilizan actualmente en nuestro laboratorio para llevar a cabo en la República Socialista Soviética de Drosophila melanogaster y el Anopheles gambiae, y mostrar las huellas representante inducida por los odorantes de una manera sensillum específicos.

Protocolo

1. Diluciones olor

1. La mayoría de los olores son solubles en aceite de parafina. Sin embargo, DMSO o etanol también puede utilizarse como disolventes alternativos para los olores particulares. Prepare las diluciones adecuadas (por ejemplo, volumen 01:10: volumen, v: v) de olores puros en frascos de vidrio. La mayoría de las diluciones de olor son estables a temperatura ambiente, pero por muy volátiles, es mejor hacer diluciones de trabajo sobre una base semanal. Cada sensillum responde a los olores diferentes dentro de un rango de concentración diferente. De Drosophila, una útil tabla de consulta para las concentraciones adecuadas para su uso con u....

Discusión

Señales olfativas son utilizadas por los organismos para identificar las fuentes de alimentos, posibles parejas, y los depredadores. Las neuronas sensoriales olfativas (OSN) es el centro de primer relevo entre los estímulos externos y los centros superiores del cerebro donde se ve la información procesada. En Drosophila melanogaster y el Anopheles gambiae, OSN son fácilmente accesibles y su actividad eléctrica se puede monitorizar mientras estimulado por bocanadas de olor.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Aceite de parafina	Olores	Fluka	76235
Olores de alta pureza (>98%)	Olores	Sigma-Aldrich		Acetato de metilo #296996 1-octen-3-ol #74950
Tiras de papel de filtro	Olores	Fisher Scientific	05-714-1	Papel cromatográfico
Conectores	Olores	Cole-Parmer	EW-06365-40	1/16x1/8"
Viales de vidrio	Olores	Agilent Technologies	5182-0556
Tubo plástico para línea de aire	Entrega de olores	Python Products	500PAL
1 pipeta serológica	Entrega de olores	Corning	4101	10 mL
Tubo plástico	Entrega de olores	Cole-Parmer	EW-06418-0	0.050"x0.090"OD
Pipetas Pasteur desechables de vidrio borosilicato	Entrega de olores	Fisher Scientific	13-678-20A	5-3/4 pulgadas
Controlador programable de estímulos	Entrega de olores	Syntech	CS-55
Mesa antivibración	Equipamiento de electrofisiología	TMC	63533	36”Anx30”Profx29”Al
Jaula de Faraday	Equipamiento de electrofisiología	TMC	MI8133303
Microscopio invertido	Equipamiento de electrofisiología	Nikon Instruments	E600FN ECLIPSE	Microscopio de grabación
Objetivos de 10x y 100x	Equipamiento de electrofisiología	Nikon Instruments	10x Plan Fluor 100x L Plan
Microscopio estereoscópico	Equipamiento de electrofisiología	Nikon Instruments	EZ645	Microscopio para afilar electrodos y preparación de insectos
Soportes magnéticos	Equipamiento de electrofisiología	Newport Corp.	MODEL 150
IDAC	Equipamiento de electrofisiología	Syntech	IDAC-4
Software de adquisición	Equipamiento de electrofisiología	Syntech	Autospike
1 macromanipulador	Equipamiento de electrofisiología	Narishige International	MN-151	Manipulador con joystick Utilizado para posicionar el electrodo de referencia
1 micromanipulador	Equipamiento de electrofisiología	EXFO	PCS-6000	Utilizado para posicionar el electrodo de registro
Cocodrilo (pinza)	Equipamiento de electrofisiología	Pomona	AL-B-12-0
Cable eléctrico	Equipamiento de electrofisiología	Pomona	B-36-0	Conjunto de cable de prueba
2 soportes para electrodos	Equipamiento de electrofisiología	Syntech	N/A	Soportes para electrodos (juego de 2) para electrodo de alambre de tungsteno
Probador AC	Equipamiento de electrofisiología	Syntech	N/A	Probador universal de extremo simple (10xAC)
Electrodos de tungsteno	Equipamiento de electrofisiología	Microprobes	M210	varillas rectas de tungsteno, 0.005x3
Hidróxido de potasio	Equipamiento de electrofisiología	Sigma-Aldrich	221473
Jeringa	Equipamiento de electrofisiología	BD Biosciences	301625	20 mL
Fuente de alimentación	Equipamiento de electrofisiología	Wild Heerbrugg	e.g MTR32
Traccionador vertical	Preparación de insectos	Narishige International	PB-7
Cuchilla de afeitar	Preparación de insectos	VWR international	55411-050
Cera dental	Preparación de insectos	Patterson	091-1503
Portaobjetos microscópico	Preparación de insectos	Fisher Scientific	12-550A
Cubreobjetos	Preparación de insectos	Fisher Scientific	12-541A	18X18 #1.5
Malla de polipropileno	Preparación de insectos	Small Parts, Inc.	CMP-0500-B
Electrodo de vidrio	Preparación de insectos	Frederick Haer and Co.	27-32-0-075	Tubo capilar de vidrio borosilicato 1,5 mm de diámetro exterior x 1,12 mm de diámetro interior x 75 mm
Cinta adhesiva doble cara (3M)	Preparación de insectos	3M	MMM6652P3436	Cinta adhesiva doble cara (3M)
Pinzas	Preparación de insectos	Fine Science Tools	021x0053	Pinzas Dumont #5 con acabado espejo
Vaso plástico pequeño	Preparación de insectos	VWR international	89009-662	7 x 5,7 (23/4 x 21/4)
Aspirador eléctrico	Preparación de insectos	Gempler’s	RHM200