Métodos de evaluación de ECG de los indicadores de riesgo cardiaco, y la susceptibilidad a arritmias inducidas por aconitina en ratas después de Estado epiléptico

Resumen

Técnicas para la medición de la actividad eléctrica del corazón mediante el electrocardiograma (ECG), y el análisis de factores de riesgo cardíaco y la susceptibilidad a las arritmias siguiente estado de mal epiléptico (SE) en la rata se describen.

Resumen

Arritmias cardíacas mortales contribuyen a la mortalidad en una serie de condiciones patológicas. Varios parámetros obtenidos de una manera no invasiva, electrocardiograma de fácil acceso (ECG) se han establecido, bien validados indicadores de pronóstico de riesgo cardíaco en pacientes que sufren de una serie de cardiopatías. Aumento del ritmo cardíaco, disminución de la variabilidad del ritmo cardíaco (HRV), y el aumento de la duración y la variabilidad de la actividad eléctrica cardíaca ventricular (intervalo QT) son indicativos de un mayor riesgo cardíaco ^1-4. En modelos animales, es interesante comparar estos ECG derivados de las variables y la susceptibilidad a las arritmias inducidas experimentalmente. La infusión intravenosa de la aconitina agente arritmogénica ha sido ampliamente utilizada para evaluar la susceptibilidad a las arritmias en una serie de condiciones experimentales, incluyendo los modelos animales de depresión y la hipertensión ^{5 6, 7} y después del ejercicio la exposición a contaminantes del aire ^8, así como la determinación de los antiarrítmicos eficacia de los agentes farmacológicos ^9,10.

Cabe señalar que la dispersión del intervalo QT en el ser humano es una medida de la variación del intervalo QT en el conjunto de los cables de un estándar de ECG de 12 derivaciones. En consecuencia, la medida de la dispersión del intervalo QT en el ECG de dos derivaciones en la rata se describe en este protocolo es diferente a la calculada a partir de registros de ECG humanos. Esto representa una limitación en la traducción de los datos obtenidos de los roedores a la medicina clínica humana.

Estado de mal epiléptico (SE) es un ataque o una serie de convulsiones recurrentes continua de más de 30 min ^{11,12 11,12,} y los resultados de la mortalidad en un 20% de los casos ^13. Muchas personas sobreviven de la SE, pero mueren dentro de 30 días ^14,15. El mecanismo (s) de este retraso en la mortalidad no se entiende completamente. Se ha sugerido que las arritmias ventriculares letales contribuir a muchas de estas muertes ^14-17. Además de la SE, los pacientes que experimentan convulsiones se repiten espontáneamente, la epilepsia, es decir, están en riesgo de muerte súbita prematura e inesperada asociadas con la epilepsia (SUDEP) ^18. Al igual que con SE, los mecanismos precisos de mediación SUDEP no se conocen. Se ha propuesto que las anomalías ventriculares y las arritmias que resulta hacer una contribución significativa ^18-22.

Para investigar los mecanismos de las convulsiones relacionadas con la muerte cardiaca, y la eficacia de las terapias cardioprotectoras, es necesario obtener tanto los indicadores de ECG derivados de los riesgos y evaluar la susceptibilidad a las arritmias cardiacas en modelos animales de trastornos convulsivos ^23-25. A continuación se describen los métodos para la implantación de electrodos de ECG en ratas Sprague-Dawley de laboratorio (Rattus norvegicus), después de SE, recopilación y análisis de registros de ECG, y la inducción de arritmias durante la infusión intravenosa de aconitina.

Estos procedimientos se pueden utilizar para determinar directamente las relaciones entre los ECG derivado de las medidas de la actividad eléctrica cardiaca y la susceptibilidad a las arritmias ventriculares en modelos de rata de los trastornos convulsivos, o cualquier otra patología asociada con mayor riesgo de muerte cardiaca repentina.

Protocolo

1. Materiales para construir

1. Un catéter de la vena yugular se construye a partir de una pieza (100 mm) de tubería de polietileno PE-50, biselada en un extremo, y se rellena con solución salina con heparina (50 U de heparina / ml de solución salina).
2. Los electrodos de ECG se construyen a partir de dos longitudes de 100 mm de alambre de plata aislado (30AWG). Uno de los extremos de ambos cables se elimina y se sueldan a una microconnector, y el aislamiento se tuerce para formar un tercer cable que se utiliza como base. Cinco milímetros de aislamiento se extrae del extremo distal de los cables y se desecha.

2. La implantación de catéter de la vena yugular

1. Se anestesia al animal mediante la administración de uretano, ip (1,2 g / kg).
2. Comprobar con regularidad (intervalos de 10 minutos) la profundidad de la anestesia mediante la evaluación de la respuesta de retirada del pedal y / o reflejos oculares. Si es necesario, complementar la anestesia.
3. Después de que el animal está en el plano adecuado de anestesia, se afeitan el lado derecho del cuello de la clavícula hasta el mentón.
4. Haga una incisión longitudinal (10-15 mm) en la piel sobre la arteria carótida y abrir la incisión.
5. Utilización de técnicas de disección roma, se extendió el músculo subyacente para localizar y aislar la vena yugular derecha.
6. Coloque dos piezas de seda quirúrgica (# 2) en la vena yugular, y la posición de los puntos de sutura en las partes más rostral y caudal de la incisión. Lazo de la ligadura de interrumpir el flujo de rostral a través de la vena.
7. Retirar la ligadura caudal para levantar el vaso de los tejidos subyacentes y hacer un pequeño corte. A continuación, inserte el extremo biselado de la heparina en aceite (50 U / ml de solución salina) catéter de polietileno PE-50 (100 mm de longitud), y avanzar en la punta de unos 8 mm para el nivel de la aurícula derecha.
8. Con el fin de asegurar el catéter, la corbata de la ligadura caudal alrededor de los dos el buque y el catéter. Finalmente, cierra la herida con una herida o clips de sutura.
9. Durante la implantación del catéter, el extremo opuesto está bien sujeta con una pinza hemostática o tapado para evitar el reflujo de sangre antes de la adhesión a una bomba de infusión.

3. La implantación de electrodos CG

1. Colocar el animal sobre su espalda y afeitar el pecho.
2. Para la colocación de los electrodos, hacer dos incisiones longitudinales (≈ 10 mm), una en la parte superior derecha y uno en los cuadrantes inferiores izquierdo del pecho, y sin la piel que recubre para exponer los músculos del tórax.
3. Sutura uno de los expuestos de 5 mm puntas de los electrodos de alambre de plata en los músculos del tórax en cada una de las zonas expuestas, y colocar el electrodo de tierra por vía subcutánea.
4. Cierre de las incisiones con grapas de la herida y conecte el microconnector en el dispositivo de grabación.
5. Ajuste el animal suelto en una toalla para mantener la temperatura corporal durante el procedimiento.

4. Registro del ECG

se realizan mediante un sistema de adquisición de datos Powerlab y el ordenador Macintosh o equipos similares / software (amplificada, 50X, filtrada, 1000-1000 Hz).
1. Después de un período de 20-30 minutos de equilibrio, registro ECG durante 20 minutos.

5. La inducción de arritmias ventriculares

1. Conecte el catéter de la vena yugular con una jeringa remoto colocado en una bomba de infusión programable.
2. Iniciar la infusión de aconitina, a una tasa de administrar una dosis constante de 5 ug / kg / min durante 7 minutos.
ventricular Después o al final del periodo de perfusión, la eutanasia de los animales mediante un procedimiento aprobado.

6. El análisis de ECG

1. El intervalo QT representa la duración total de la actividad eléctrica ventricular. Fig. 1 muestra un modelo de registro de ECG y la duración del intervalo QT. Calcular el tiempo medio entre el inicio de la onda Q y la terminación de la onda T para todos los latidos del corazón registrados en un intervalo de cinco minutos obtenida durante el período de 20 minutos de grabación.
2. Para corregir el intervalo QT por las diferencias en la frecuencia cardíaca (QTc), utilice la fórmula de Bazett, QTc = QT / (RR) ^½, Donde RR es el intervalo entre los latidos del corazón. El intervalo RR se calcula como la duración entre sucesivas ondas Q obtenidos durante el período analizado.
3. La dispersión del QT (QTd) se calcula restando el QT mínimo del intervalo QT máximo registrado para cada animal.

7. Análisis de la variabilidad del ritmo cardíaco

Los programas de software (es decir, LabChart 7, ADInstruments, Inc.) que analizan la variabilidad de los intervalos RR obtenidos durante el período de análisis se utilizan para el cálculo automático de variación temporal y / o espectral de la frecuencia cardíaca.

8. Análisis de la susceptibilidad a las arritmias ventriculares

Calcular la latencia del inicio de la infusión de aconitina a la contracción ventricular prematura primero (PVC, fig. 2, Grupo 1), taquicardia ventricular (VT, Fig. 2, Grupo 2) y la fibrilación ventricular (FV, la figura 2. Panel 3 ).

9. Resultados representante

La figura. 3 ilustra una de las medidas de la VFC en el dominio espectral (Root Mean cuadrado de la desviación estándar del intervalo RR, RMSSD) en ratas control y en los animales que se sometieron a SE una semana antes de la prueba. Esta medida de la VFC, que representa los cambios en el control parasimpático de la función cardíaca ²⁶, Es significativamente menor en los animales después de un estado epiléptico. Fig. 4 muestra que tanto el intervalo QT corregido (QTc, Grupo A) y la dispersión del intervalo QT (QTd, Grupo B) se incrementó significativamente dos semanas después de SE ²⁷. En conjunto, estos datos predicen que la SE aumenta el riesgo de arritmias ventriculares. Esta predicción se confirma por el hallazgo de que los periodos de infusión de aconitina necesaria para inducir las arritmias experimental (PVC, TV, FV) observados en estos estudios fueron significativamente menores en los animales después de SE (Fig. 5) ²⁷.

Figura 1. Modelo de Registro de ECG de un latido del corazón normal con P, QRS y ondas T. El intervalo QT se calcula como el tiempo entre las líneas de puntos.

Figura 2. Grupo 1) ventriculares prematuras (CVP) se aíslan las contracciones de los ventrículos (B) que se producen entre los latidos cardíacos normales (A). Grabaciones de PVC se caracteriza por la ausencia de ondas P y T. Panel 2 ventricular (VT) es una serie de contracciones ventriculares múltiples (C) que se producen con los latidos del corazón no intervenir normal (A). Panel 3 ventricular (FV) es la falta de ritmo apreciable y no hay asociación entre QRS y ondas P (D).

Figura 3. La media de la raíz cuadrada de la desviación estándar (RMSSD; ms) de los intervalos entre los latidos del corazón en ratas control y en los animales sometidos a estado de mal epiléptico (SE) 1 semana antes de la prueba. ** P <0.01 en comparación con el control.

Figura 4. La media de intervalo QT corregido (Grupo A) y la dispersión del intervalo QT (Grupo B) calculado a partir de registros de ECG obtenida de los animales de control (Cont.) y de ratas sometidas a estado de mal epiléptico (SE), dos semanas antes de la prueba. * P <0,05 en comparación con cont. (Metcalf, et al., Am. J. Physiol. Corazón y Circ de 2009, Am Soc Physiol, usado con permiso de ²⁷).

Figura 5. Latencias (s) entre el inicio de la infusión de aconitina y la contracción primera ventricular prematura (CVP), taquicardia ventricular (TV) y fibrilación ventricular (FV) en los animales control (Cont.) y ratas sometidas a estado de mal epiléptico (SE) dos semanas antes de la prueba. * P <0,05, ** p <0,01 en comparación con cont. (Metcalf, et al., Am. J. Physiol. Corazón y Circ de 2009, Am Soc Physiol, usado con permiso de ²⁷).

Discusión

Dos aspectos de los procedimientos descritos son de importancia crítica. En primer lugar, la velocidad de administración de aconitina para el corazón debe ser equivalente a través de los animales. Esto requiere la colocación consistente de las puntas de catéter de vena yugular en relación con el corazón, y un cuidadoso ajuste de la velocidad de infusión. La tasa de partos aconitina a los corazones deben ser iguales a fin de evaluar adecuadamente la aparición de arritmias ventriculares en relación con la susceptibilidad ...