Administración intranasal de fármacos en ratones mediante pipeta y canulación inversa para la administración de fármacos de nariz a cerebro

Resumen

Fuente: Kanazawa, T., et al. Métodos novedosos para la administración intranasal bajo anestesia inhalatoria para evaluar la administración de fármacos de nariz a cerebro. J. Vis. Exp. (2018)

Este video demuestra la administración intranasal de fármacos radiomarcados en un ratón anestesiado para lograr la administración del fármaco de nariz al cerebro. Explica cómo los medicamentos atraviesan el epitelio nasal y viajan a través de vías neuronales para llegar al cerebro, así como también cómo el movimiento ciliar influye en la retención y eliminación de medicamentos. Además, el video describe un método alternativo de canulación inversa, que consiste en insertar una cánula a través del esófago para administrar medicamentos contra el movimiento ciliar, mejorando la retención y mejorando la eficiencia del transporte.

Protocolo

Todos los procedimientos que involucran modelos animales han sido revisados por el comité de cuidado animal institucional local y la junta de revisión veterinaria JoVE.

1. Animales utilizados para administración intranasal bajo anestesia inhalatoria

1. Aloje a los ratones experimentales en jaulas de acero inoxidable bajo un ciclo de luz/oscuridad de 12 h (luz de 8:00 a.m. a 8:00 p.m.), con una temperatura controlada mantenida a 23 ± 1 ° C, humedad del 50% ± 10% y acceso ad libitum a alimentos y agua.
2. Antes de la experimentación, anestesiar a los ratones mediante la inhalación de isoflurano al 2%, después del inicio a una concentración del 4%. Confirme el nivel requerido de anestesia verificando la desaparición del enderezamiento de la superficie.

2. Preparación de la solución de administración

1. Preparar una solución de administración de [¹⁴C]-inulina (50 μM, 0,5 μCi/ml por ratón) diluyendo en solución salina tamponada con fosfato y almacenar a 4 °C hasta su uso.

3. Método de micropipeta de administración intranasal para ratones

1. utilizando una máscara de inhalación que se puede abrir temporalmente (Figura 1)
   1. Fije a los ratones en posición supina sobre un tablero de corcho pegando sus extremidades bajo anestesia por inhalación con isoflurano al 2% (Figura 1A).
   2. Administre un volumen total de solución de administración de 25 μL a cada ratón a intervalos de 30 s, a través de dosis de 1 a 2 μL administradas alternativamente en las fosas nasales izquierda y derecha mientras los ratones se fijan bajo anestesia por inhalación (Figura 1B y C).
   3. Nota: El gas anestésico residual se elimina por medios activos (campana extractora, cabina de bioseguridad de conductos duros, vacío, etc.) cuando se abre la máscara y por medios pasivos (bote de gas anestésico residual) cuando se cierra.
2. Método de canulación inversa desde el lado de las vías respiratorias a través del esófago (Figura 2)
   1. Fije a los ratones en posición supina sobre un tablero de corcho pegando sus extremidades bajo anestesia por inhalación con isoflurano al 2%.
   2. El vello del cuello se afeita y se prepara mediante la aplicación de betadine o clorhexidina, seguida de un enjuague con alcohol.
   3. Exponga la tráquea y el esófago expandiendo la piel debajo de la garganta con fórceps después de hacer una pequeña incisión (1,5 cm) con unas tijeras.
   4. Haga una incisión (1 mm) en la tráquea con unas tijeras.
   5. Inserte una cánula (diámetro interno: 0,58 mm, diámetro exterior: 0,965 mm) a una longitud de 1,2 cm y coloque el extremo opuesto de la cánula en el interior de la máscara inhalatoria.
   6. Hacer una incisión (1 mm) en el esófago con unas tijeras, insertar una cánula (diámetro interno: 0,28 mm, diámetro exterior: 0,61 mm) a una longitud de 1,4 cm hacia la parte posterior de la cavidad nasal y ligarla (Figura 2A y B). Nota: Los procedimientos 3.2.2 a 3.2.4 se llevaron a cabo bajo un microscopio estereoscópico con un aumento de ×10.
   7. Conecte una aguja (27G × 1/2) a una jeringa de 1 ml llena de una solución de administración y conéctela a una bomba de microjeringa programable.
   8. Conecte la aguja anterior a la cánula que se había insertado en el esófago en 3.2.5 (Figura 2C).
   9. Administrar un volumen total de 25 μL [¹⁴C]-solución de inulina a velocidad constante (5 μL/min) (Figura 2C y 2D).

Resultados

Figura 1: Administración intranasal con una micropipeta junto con una máscara de inhalación que se puede abrir temporalmente. Fotografías que muestran un ratón fijo (A) con una máscara cerrada antes de la administración, (B) un primer plano y...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
ddY mouse	Japan SLC, Inc.		Hombre, 4-6 semanas, 20-30 g
de isoflurano	Pfizer	v002139
Configuración de isoflurano	SHINANO manufacturing CO. LTD.	SN-487-OTAir, SN-489-4
Mascarilla de isoflurano	SHINANO manufacturing CO. LTD.		Para pequeños roedores Máscara de
isoflurano (tipo Opneable)	SHINANO manufacturing CO. LTD.		Pedidos especiales
Caja	de anestesia SHINANO manufacturing CO. LTD.	SN-487-85-02
Tijeras para experimentos con animales-1	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	B-27H
Tijeras para experimentos con animales-2	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	Pinzas B-13H-1
	FINE SCIENCE TOOLS Inc.	11272-30	Dumont #7 Pinzas Dumoxel-2
	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	A-12-1
(PE-50)	Becton, Dickinson and Company.	5069773	D.I.: 0,58 mm, D.E.: 0,965 mm
Tubo de cánula (SP-10)	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	KN-392	D.I.: 0,28 mm, D.E.: 0,61 mm
Afeitadora	MARUKAN, LTD.	DC-381
Microscopio estereoscópico	Olympus Corporation	SZ61
Aguja 27G 1/2 in 13 mm	TERUMO CORPORATION	NN-2738R
Jeringa de 1 mL	TERUMO CORPORATION	SS-01T
Bomba de jeringa	Neuro science	NE-1000
Micro espátula	Shimizu Akira Inc.	91-0088
Micropipeta (0,5-10 uL)	Eppendorf AG	Z368083
Pipeta Chip	Eppendorf AG	0030 000.811
Cinta	TimeMed Labeling System, Inc.	T-534-R	Para la fijación de ratón
[¹⁴C]-Inulina	American Radiolabeled Chemicals Inc.	ARC0124A	0,1 mCi/ml
de EtOH	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	Modelo 054-00461

Tubo de cánula