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Artículo de método

Roux-en-Y Gastric operación de bypass en las ratas

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DOI:

10.3791/3940

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11 de junio de 2012

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1Department of Surgery, University Hospital Zürich, 2Zürich Centre for Integrative Human Physiology, University of Zürich, 3Institute of Veterinary Physiology, Vetsuisse Faculty, University of Zürich, 4Imperial Weight Centre, Department of Investigative Medicine, Imperial College London

En este artículo

Resumen

Numerosos estudios con modelos de ratas de bypass gástrico se han llevado a cabo recientemente para descubrir los mecanismos fisiológicos de Roux-en-Y las operaciones de bypass gástrico. En este artículo se pretende demostrar y discutir los detalles técnicos y experimentales de nuestro modelo de rata de derivación gástrica publicada a entender las ventajas y limitaciones de esta herramienta experimental.

Resumen

En la actualidad, la terapia más efectiva para el tratamiento de la obesidad mórbida para inducir la pérdida de peso significativa y se mantiene con un beneficio comprobado de mortalidad es de 1,2 la cirugía bariátrica. En consecuencia, ha habido un aumento constante en el número de cirugías bariátricas realizadas en todo el mundo en los últimos años con la Roux-en-Y bypass gástrico (derivación gástrica) es la más comúnmente realizada la operación 3. En este contexto, es importante para comprender los mecanismos fisiológicos por los que el bypass gástrico induce y mantiene la pérdida de peso corporal. Estos mecanismos no están del todo claras, pero pueden incluir la reducción del hambre y el aumento de la saciedad 4,5 del gasto, aumento de la energía 6,7, la preferencia por la comida alterada alta en grasa y azúcar 8,9, la sal y el manejo del agua alterada del riñón 10 como así como alteraciones en la microbiota intestinal 11. Estos cambios observados después de bypass gástrico puede al menos en parte se derivan de la formala cirugía altera el entorno hormonal debido a bypass gástrico aumenta la liberación postprandial de péptido YY (PYY) y similar al glucagón péptido 1 (GLP-1), las hormonas que son liberadas por el intestino en presencia de nutrientes y que reducen el consumo 12.

Durante las dos últimas décadas numerosos estudios con ratas se han llevado a cabo para investigar más a fondo los cambios fisiológicos después del bypass gástrico. El modelo de derivación gástrica en ratas ha demostrado ser una herramienta valiosa no por ello menos experimental que imita el perfil de tiempo y la magnitud de la pérdida de peso humano, sino que también permite a los investigadores para controlar y manipular los factores críticos anatómicos y fisiológicos, incluyendo el uso de controles adecuados. Por consiguiente, existe una amplia gama de modelos de ratas bypass gástrico disponibles en la literatura crítica en otra parte con mayor detalle 13-15. La descripción de la técnica quirúrgica exacta de estos modelos varía ampliamente y difiere por ejemplo en términos de tamaño de la bolsa, una extremidadlongitud, y la preservación del nervio vago. Si se informan, las tasas de mortalidad parece ir de 0 a 35% 15. Además, la cirugía se ha llevado a cabo casi exclusivamente en ratas macho de diferentes cepas y edades. Las dietas pre y postoperatoria también varió significativamente.

Variaciones técnicas y experimentales publicados en modelos de ratas de bypass gástrico complicar la comparación e identificación de posibles mecanismos fisiológicos implicados en el bypass gástrico. No hay evidencia clara de que cualquiera de estos modelos es superior, pero hay una necesidad emergente para la estandarización del procedimiento para obtener datos consistentes y comparables. En este artículo se pretende, pues, para resumir y discutir los detalles técnicos y experimentales de nuestra previamente validado y publicado el modelo de rata de bypass gástrico.

Protocolo

1. Cuidados preoperatorios

  1. Retire el alimento de la rata durante la noche antes de la cirugía.
  2. Inducir la anestesia en la cámara con 4.5% el flujo de isoflurano y el O2 de 2 l / min.
  3. Afeitado el abdomen desde el esternón hasta la pelvis con maquinilla de afeitar eléctrica.
  4. Coloque rata anestesiada en posición supina sobre la almohadilla de calor isotérmica.
  5. Aplicar pomada para los ojos (Vitagel) antes de poner el hocico de las ratas en la ojiva.
  6. Mantener la anestesia con isoflurano concentración de 2-3% y el flujo de O2 de 2 l / min.
  7. Desinfecte la piel con Betadine, solución.
  8. Confirme la profundidad de la anestesia con pizca pinza entre los dedos de las patas traseras.
  9. Administrar 5,7 mg / kg por vía intraperitoneal Enrofloxacina como profilaxis perioperatoria antibiótico, y 1 mg / kg de flunixina para analgesia.

2. Laparotomía media

  1. Realizar incisión de línea media con bisturí comenzando justo debajo apófisis xifoides (hoja N º 10).
  2. Movilizar a la piel de forma circunferencial Subrayarying los músculos abdominales con unas tijeras de Metzenbaum.
  3. Abrir la cavidad abdominal.
  4. Instale separadores para facilitar la mejor exposición posible de la operación sobre el terreno.

3. Biliopancreática y el asa alimentaria

  1. Identificar dónde el yeyuno proximal, duodeno o pasa por debajo de los dos puntos.
  2. Corte transversal del intestino delgado de unos 10 cm aborally de aquí y de ligar los dos extremos del intestino (PDS 5-0).
  3. Coloque muñón proximal de los dos extremos en el cuadrante superior izquierdo del abdomen, ya que se utilizarán posteriormente para formar la extremidad biliopancreática de Roux-en-Y la reconstrucción.
  4. Coloque muñón distal de los dos extremos en el cuadrante superior derecho del abdomen, ya que se utilizarán posteriormente para formar el asa alimentaria de Roux-en-Y la reconstrucción.

4. Yeyuno-yeyunostomía

  1. Identificar ciego con válvula ileocecal y el íleon.
  2. Siga el íleon por vía oral durante aproximadamente 25 cm. El yeyuno-yeyunostomía se colocan aquí como punto de partidadel canal común de Roux-en-Y la reconstrucción.
  3. Recuperar la extremidad biliopancreática del cuadrante superior izquierdo del abdomen y colocarla al lado del canal común donde se va a realizar yeyuno-yeyunostomía.
  4. Extremidad biliopancreática segura y canal común con la retención de la puntada (PDS 6-0).
  5. Una incisión más de dos bucles de aproximadamente 10 mm por el uso de tijeras micro.
  6. Crear yeyuno-yeyunostomía mediante la realización de lado a lado de la anastomosis con suturas interrumpidas (PDS 6-0).
  7. En primer lugar el lado dorsal completa y cara ventral de la anastomosis.

5. Bolsa gástrica

  1. Identificar la unión gastro-esofágico.
  2. Movilizar a esta zona mediante la disección de los ligamentos gastro-hepáticos y gastrointestinales-esplénica con unas tijeras de Metzenbaum.
  3. Mueva arteria gástrica izquierda y fibras vagales de la izquierda para-esofágica paquete lateralmente para evitar las hemorragias importantes y el daño del nervio vago cuando pequeña bolsa gástrica se crea.
  4. Exponer gastro-esofágico junction mediante la colocación de algodón retro-oesophageally.
  5. Coagular pequeños vasos del estómago frontal mediante el uso de dispositivo de cauterio disponible en el mercado - también para prevenir las hemorragias.
  6. Transecto estómago aproximadamente 5 mm por debajo de la unión gastro-esofágico crear bolsa gástrica de un tamaño de no más de 2-3% del tamaño del estómago original usando tijeras delicadas y curvas.
  7. Cerca remanente gástrico (PDS 5-0).

6. Gastro-yeyunostomía

  1. Recuperar asa alimentaria en el cuadrante superior derecho del abdomen y colocarla junto a la bolsa gástrica.
  2. Crear Gastro-yeyunostomía mediante la realización de extremo-a-lado de la anastomosis (PDS 7-0).
  3. En primer lugar el lado posterior completa y luego parte frontal de la anastomosis.

7. El cierre abdominal

  1. Reducir la anestesia mediante la reducción de la concentración de isoflurano al 1,5%.
  2. Cerca de la capa muscular de la pared abdominal con sutura continua de PDS (4-0).
  3. Administrar 100 l de 0,3 mg / mlbuprenorfina por vía subcutánea una solución para la analgesia.
  4. Además reducir la concentración de isoflurano al 1%.
  5. Cerca de la piel con sutura (Vicryl 4-0).

8. Cuidado Postoperatorio

  1. Deje de isoflurano y continuar con O2.
  2. Administrar 5 ml de solución salina caliente para la reposición de líquidos en los tres depósitos subcutáneos.
  3. Posición rata bajo la luz roja hasta su completa recuperación.
  4. Volver a la rata de la jaula de su casa.

9. Los resultados representativos

Los animales y la vivienda

Hombre ratas Wistar (Harlan Laboratories, Inc., Blackthorn, Reino Unido;. Elevage Janvier, Le-Genest-St Isle, Francia) con un peso entre 350 y 500 g fueron alojados individualmente en un 12 h / 12 h ciclo luz-oscuridad a una temperatura ambiente de 21 ± 2 ° C. Agua y comida estándar ad libitum, a menos que se indique lo contrario. Todos los experimentos se realizaron bajo una licencia emitida por la Ofi Inicioce, Reino Unido (PL70-6669) o aprobados por la Oficina Veterinaria del Cantón de Zurich, Suiza. Todas las ratas se les dio una semana de aclimatación antes de ser asignados al azar a un bypass gástrico o la operación simulada. Después de la cirugía, las ratas recibieron la dieta líquida durante 3 días antes de que el acceso a la comida normal se vuelve a instalar.

El peso corporal

Los datos de nuestro modelo de rata de bypass gástrico son consistentes con los hallazgos previos de que la cirugía de bypass gástrico es eficaz para reducir el peso corporal y, sobre todo para mantener la pérdida de peso corporal (Figura 2). Promedio de pre-quirúrgica de peso corporal de las ratas utilizadas para el bypass gástrico y la farsa de las operaciones fue similar (simulada: 433,4 ± 8,3 g vs bypass: 420,7 ± 8,4 g, p = 0,28). Cinco días después de la cirugía de simulacro que funcionan con los controles de peso significativamente mayor en comparación con las ratas de bypass gástrico (simulado: 422,2 ± 8,3 g vs bypass: 374,7 ± 7,6 g, p <0,001). El día después del 60, la diferencia en el peso corporal fue casi de 170 g (tratamiento simulado: 533,2 ± 8,1 g vs bypass: 366,2 ± 10,8 g, p <0,001).

La ingesta de alimentos

La ingesta de alimentos siguieron patrones similares como el peso corporal y se redujo en ratas de bypass gástrico en comparación con el simulacro que funciona con ratas alimentadas ad libitum. La Figura 3 muestra el promedio de ingesta diaria de alimentos para ambos grupos (día del postoperatorio 1-60). Ingesta diaria de alimentos fue consistentemente más baja después del bypass gástrico (simulado: 29,9 ± 0,2 g vs bypass: 25,7 ± 0,3 g, p <0,001).

Gut hormonas

La sangre de todas las ratas se recogió el día de la terminación del estudio 8,16. Los animales tuvieron acceso ad libitum de alimentos la noche anterior y fueron decapitados al comienzo del ciclo de luz de día postoperatorio 60. Se obtuvo sangre, inmediatamente se centrifuga a 3000 rpm durante 10 minutos a 4 ° C, y se almacenó a -20 ° C hasta que las muestras fueron analizadas por duplicado en una sola tanda. PYY-como inmunoreactividad fue medidamedido con un radioinmunoensayo específico y sensible, que mide, tanto la longitud completa (PYY1-36) y el fragmento (PYY3-36). GLP-1 se midió mediante establecida en las casas radioinmunoensayos 17,18. Las diferencias en la ingesta de alimentos puede explicarse en parte por el aumento de los niveles plasmáticos postprandiales de péptido YY (PYY) y péptido similar al glucagón 1 (GLP-1) como las ratas de bypass gástrico mostraron niveles significativamente más altos de PYY (tratamiento simulado: 26 ± 2 pmol / l frente a . de derivación: 141 ± 14 pmol / L, p <0,001) y GLP-1 (tratamiento simulado: 40 ± 5 pmol / l vs bypass: 215 ± 23 pmol / L, p <0,001; Figura 4).

figure-protocol-1
Figura 1. Anatomía del bypass gástrico. Representación esquemática de la anatomía del intestino delgado antes (A) y después (B) la operación de bypass gástrico. Los diferentes tonos de rojo representan aproximadamente segmentos correspondientes del intestino delgado con el rojo que representa la media del intestino anterior(Esófago, duodeno, el estómago y el yeyuno proximal), la luz roja que representa el intestino (yeyuno proximal y medio, íleon proximal) y la de color rojo oscuro que representa el intestino grueso (íleon, ciego).

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Figura 2. . Pérdida de peso corporal después de la cirugía de bypass gástrico en ratas cambio de peso corporal de un grupo representativo de las ratas después del bypass gástrico (-) (n = 52) y el simulacro de accionamiento ratas (-) (n = 52) a lo largo de un período de observación de la 60 días. Se combinaron los datos de anteriores publicaciones 6,8-10 y se muestran como valores medios ± SEM (*** = p <0,001).

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Figura 3. Ingesta media de alimentos después de la cirugía de bypass gástrico en ratas. Ingesta diaria de alimentos de un grupo representativo de las ratas después del bypass gástrico (negro, n = 52) y las ratas sham-operados (blanco, n = 52) a través de unapostoperatorio de 60 días. Se combinaron los datos de anteriores publicaciones 6,8-10 y se muestran como valores medios ± SEM.

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Figura 4. Postprandial PYY y GLP-1 los niveles séricos después de la cirugía de bypass gástrico en ratas. Postprandial de PYY y el nivel de GLP-1 en suero de ratas de bypass gástrico (negro, n = 18) y la farsa que funciona con ratas (blanco, n = 22). Se combinaron los datos de las publicaciones anteriores 8,16 y se muestran como valores medios ± SEM.

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Discusión

El procedimiento de Roux-en-Y bypass gástrico en humanos fue descrito por primera vez por Mason en 1967 y modificada a su forma actual por Torres en 1983 19. Actualmente, el procedimiento consiste en una pequeña bolsa gástrica y la derivación del intestino delgado proximal. Una ilustración esquemática de la anatomía pre y post-operatorio se da en la Figura 1.

El bypass gástrico en humanos induce y mantiene la pérdida de peso corporal de aproximadamente 15-30%

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Divulgaciones

No hay conflictos de interés declarado.

Agradecimientos

Marco Bueter y Seyfried Florian con el apoyo de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). Thomas A. Lutz fue apoyada por la Fundación Nacional Suiza para la Investigación (SNF). Marco Bueter y Thomas Un. Lutz aún reciben financiamiento del Instituto Nacional de Salud (NIH) y del Centro de Zúrich de Fisiología Humana Integral (ZIHP) Carel le Roux W fue apoyado por un Departamento de Salud Clínico Scientist Award. Imperial College de Londres recibe el apoyo del sistema de financiación NIHR de Investigación Biomédica de Centro.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Nombre genérico Marca Empresa Número de catálogo
Enrofloxacina Baytril 2,5% Provet AG 1036
Flunixino Finadyne Graeub 908040
Buprenorfina Temgesic Reckitt Benckiser 138976
El isoflurano IsoFlo Graeub 902035
La vitamina A Vitagel Bausch & Lomb 690
Yodo solución Betadine Mundipharma 111141
NaCl 0,9% NaCl 0,9% B. Braun 534534

Tabla 1. Drogas.

Nombre Tamaño Empresa Número de catálogo
PDS II 4-0 Ethicon Z924H
PDS II 5-0 Ethicon Z925H
PDS II 6-0 Ethicon PUU2971E
PDS II 7-0 Ethicon Z1370E
Vicryl 4-0 Ethicon V451H

Tabla 2. Suturas.

Nombre Empresa Número de catálogo
Bisturí mango N º 3 Aesculap BB073R
No hay hojas de bisturí. 10 Swann-Morton 0301
Portaagujas Aesculap BM124R
Pinzas de tejido Aesculap BD555R
Metzenbaum tijera, recto Aesculap BC022R
Metzenbaum tijera, curva Aesculap BC023R
Tijeras curvas delicadas, Aesculap BC061R
Pinzas hemostáticas, curva Aesculap BH109R
Pinzas hemostáticas, dientes curvos, 1x2 Aesculap BH121R
Sonda, doble punta Aesculap BN113R
Porta-agujas micro Aesculap FM 541R
Micro pinzas Aesculap FM571R
Micro tijera Aesculap FM470R
Cauterio ojos desechables John Weiss Internacional 0111122
Bastoncillos de algodón Hartmann AG 9679369

Tabla 3. Equipo quirúrgico.

Referencias

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