Artículo de método

Registro y análisis de los ritmos circadianos en funcionamiento las ruedas Actividad en roedores

DOI:

10.3791/50186

⸱

24 de enero de 2013

 ,  , 
1Douglas Mental Health University Institute, Department of Psychiatry, McGill University , 2Center for Studies in Behavioral Neurobiology, Department of Psychology, Concordia University

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los ritmos circadianos en voluntaria rueda de funcionamiento en mamíferos están fuertemente acoplados a las oscilaciones moleculares de un reloj maestro en el cerebro. Como tales, estos ritmos diarios en el comportamiento puede ser usado para estudiar la influencia de los factores genéticos, farmacológicos, y ambiental sobre el funcionamiento de este reloj circadiano.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cuando los roedores tienen libre acceso a una rueda de funcionamiento en su jaula, el uso voluntario de esta rueda dependerá del tiempo de 1-5 días. Roedores nocturnos, incluyendo ratas, hámsteres y ratones, son activos durante la noche y relativamente inactivos durante el día. Muchas otras medidas fisiológicas y de comportamiento también exhiben ritmos diarios, pero en roedores, corriendo ruedas actividad sirve como una medida particularmente fiable y conveniente de la salida del reloj circadiano maestro, el núcleo supraquiasmático (SCN) del hipotálamo. En general, a través de un proceso llamado arrastre, el patrón de actividad diario de rodaje de ruedas naturalmente se alinearán con el medio ambiente de luz-oscuridad ciclo (ciclo LD, por ejemplo, 12 horas de luz: 12 hr-oscuro). Ritmos circadianos Sin embargo se endógenamente generado patrones de comportamiento que exhiben un período de ~ 24 h, y persisten en la oscuridad constante. Por lo tanto, en ausencia de un ciclo LD, el registro y el análisis de la actividad de rodaje rueda puedeser usado para determinar la subjetiva de tiempo de días. Debido a que estos ritmos son dirigidos por el reloj circadiano del subjetiva de tiempo de día se conoce como el tiempo circadiano (CT). En contraste, cuando un ciclo LD está presente, el tiempo del día que se determina por el medio ambiente ciclo LD se denomina tiempo de zeitgeber (ZT).

A pesar de los ritmos circadianos en la actividad de rodaje de ruedas generalmente están vinculados al reloj del SCN 6-8, osciladores circadianos en muchas otras regiones del cerebro y del cuerpo 9-14 también podrían estar involucrados en la regulación de los ritmos de actividad diaria. Por ejemplo, ritmos diarios en alimentos anticipatoria actividad no requieren el SCN 15,16 y en su lugar, se correlacionan con los cambios en la actividad de los osciladores extra-SCN 17-20. Así, ejecutando ruedas grabaciones actividad puede proporcionar importante información de comportamiento no sólo sobre la salida del reloj maestro SCN, sino también de la actividad de los osciladores extra-SCN. A continuación se descrOIE equipo y los métodos utilizados para registrar, analizar y mostrar los ritmos circadianos de actividad locomotora en ratones de laboratorio.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. ALOJAMIENTO DE ANIMALES

  1. Jaula: Con el fin de registrar la actividad de rodaje de la rueda de un roedor individual, cada jaula debe albergar un roedor único, de rodadura de la rueda. Debido a que las ruedas para correr puede ser considerado una forma de enriquecimiento, todos los roedores en cualquier estudio deben tener el mismo acceso a una rueda para correr.
  2. Cambios de ropa de cama: manejo de animales, así como cambios en las jaulas o ropa de cama todos podemos tener no photic efectos sobre los ritmos circadianos 21-23, por lo que, jaulas con piso de malla son ideales ya que minimizar el contacto con el animal. A pesar de la disponibilidad de este tipo de bandeja de sistema, cambios de ropa de cama se deben evitar durante las fases críticas de un experimento. Las alternativas incluyen el uso de las camas de larga duración, lo que permitiría una jaula más cambios frecuentes, o cambio de jaulas en un horario pseudo-aleatoria.
  3. Cajas de aislamiento: Las jaulas deben ser guardados en cajas de aislamiento que son de sonido atenuado, light-controlled y bien ventilado. Dependiendo del tamaño y la configuración de las cajas de aislamiento, el número de jaulas dentro de cada cuadro típicamente estará en el intervalo de 1-8. Al albergar varias jaulas en una caja de aislamiento individual, se debe tener en cuenta que los olores y sonidos que vienen de otros animales pueden tener efectos de confusión sobre el comportamiento circadiano de los animales individuales. Para evitar estos problemas, se debería intentar alojar una jaula por caja de aislamiento.
  4. Ventilación: el flujo de aire adecuado es imprescindible para hacer las cajas de un entorno familiar cómodo para los roedores. El ventilador en cada cuadro debe ser encapuchado, a fin de evitar que la luz desde fuera del área de alcanzar el interior. Además, los aficionados típicamente retirar el aire de la caja y golpe en la habitación. Pequeña luz-apretado rejillas de ventilación permiten que el aire entre las cajas de aislamiento de varios puntos, y ayudar a evitar brisas incómodas. Con el fin de comprobar que la ventilación es adecuada, la temperatura dentro de la caja de aislamiento (cuandocerrado durante varias horas, con las luces encendidas) debe ser prácticamente idéntica a la temperatura en la habitación donde se encuentra.
  5. Iluminación: intensidad de la luz ambiental debería ser el mismo en todas las jaulas. Organice una sola luz en una ubicación similar por encima de cada jaula, y utilizar siempre la misma marca / tipo de bombilla. Utilice iluminación de intensidad moderada (100-300 lux) a nivel de la jaula. Evitar los niveles de iluminación excesivamente altas, que son más propensos a producir cambios directos en el comportamiento atribuibles a la luz en lugar de el sistema circadiano, per se (por ejemplo, enmascaramiento).
  6. La oscuridad / luz roja Dim: Si es necesario manipular o tratar a los animales en la oscuridad (por ejemplo, en constante oscuridad o la noche), gafas de visión nocturna se debe utilizar. Alternativamente, debido a que el sistema circadiano es relativamente insensible al rojo de onda, tenue iluminación roja puede utilizarse. La luz roja específico que utilice debe ser probado para asegurar que no se alter rodaje rueda de actividad (enmascaramiento, por ejemplo) o ajustar el reloj circadiano (por ejemplo, producir un cambio de fase).

2. Recopilación de datos (Ver Figura 1 - Configuración VitalView Hardware)

  1. Ejecución de ruedas: El diámetro y la ergonomía de la rueda de funcionamiento cambiará la cantidad de uso 24. Por lo tanto, utilizar ruedas más pequeñas y ligeras para los ratones, y las ruedas más grandes más pesadas para las ratas. Al lavarse y volver a instalar las ruedas, asegúrese de que las ruedas puedan girar sin obstáculos, no se "tambalea", y que la grabación de micro-interruptores son activados por cada vuelta de la rueda.
  2. Micro-interruptores: cada revolución de la rueda de funcionamiento debe activar un campo magnético o mecánico micro-interruptor. La información de la micro-interruptor se transmite a través de un solo canal y registrada por un ordenador que puede bin los datos en el tiempo (por ejemplo, cada 2, 5, 6, o min 10).
  3. Hardware: Nuestra Runnirueda ng-grabaciones se realizan con VitalView, una plataforma de hardware y software desarrollado por Mini Mitter ( http://www.minimitter.com/vitalview_software.cfm ). Sin embargo, hay otras plataformas de grabación tales como ClockLab, desarrollado por Actimetrics ( http://www.actimetrics.com/ClockLab/ ). Ambas plataformas reunir datos de muchas fuentes de un solo canal (por ejemplo, un único micro-interruptor activado por una sola rueda en marcha) en un archivo único equipo. Los datos de canales individuales se pueden representar gráficamente y se analizaron por separado en una fecha posterior.

3. Grabaciones de datos

  1. Archivos: Las plataformas de software mencionados anteriormente se pueden utilizar para separar los canales individuales de manera que se crean los archivos individuales para cada registro de rodaje de la rueda. Estos datos se visualizan mejor y se representan con especial designed programas como ActiView (Minimitter, Bend, OR), Circadia o Clocklab (Actimetrics, Wilmette, IL) que todos pueden producir periodograms y actograms. Sin embargo, un solo canal archivos también se pueden abrir y analizados mediante programas generales de hoja de cálculo como Excel (Microsoft, Redmond, WA).
  2. Cálculo del tiempo circadiano (CT): CT 12 es, por definición, el inicio de la actividad de rodaje de la rueda en roedores nocturnos. Paralelamente a la jornada de 24 horas, por convención, un día circadiano se divide en 24 horas circadiano. En consecuencia, si el circadiano de funcionamiento libre período es 24 hr 30 min, medido por el reloj de pared, CT 0 se producirá aproximadamente 12 hr 15 min después de CT12.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Los programas de ordenador: programas informáticos especializados se utilizan normalmente en la generación de actograms y el cálculo del período circadiano. Estos programas incluyen, pero no se limitan a, ActiView (Minimitter, Bend, OR) y Circadia.
  2. Actograms: Actograms proporcionar una ilustración gráfica de los patrones diarios de actividad de rodaje de la rueda. Hay un solo trazado (eje x = 24 hr) y doble traza-(eje x = 48 hr) actograms. Ambos métodos trama secuencial días desde arriba haci...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Seguimiento de los ritmos de actividad diaria con ruedas para correr es el método más utilizado y fiable para evaluar la salida del reloj circadiano maestro en roedores nocturnos. Rueda de marcha la actividad, sin embargo, es sólo uno de los muchos aspectos del comportamiento y la fisiología que pueden ser monitoreados continuamente. Aunque la gran mayoría de la actividad de rodaje de la rueda se produce durante la noche, más del 30% de la vigilia total se produce durante el día 25,26. Otras variables se pued...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

No hay conflictos de interés declarado.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores desean agradecer a los premios de sueldos, subsidios equipos y fondos de operación del Fonds de la Recherche en Santé Québec (FRSQ), los Institutos Canadienses de Investigación en Salud (CIHR), las Ciencias Naturales e Ingeniería de Investigación de Canadá (NSERC), y la Concordia University Research Chairs Program (CRUC), así como la retroalimentación reflexiva sobre este manuscrito de la Dra. Jane Stewart.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Nombre del reactivo Empresa Número de catálogo Comentarios (opcional)

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
VitalView Cartas y Software Mini Mitter # 855-0030-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
DP24 Dataport Mini Mitter # 840-0024-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
QA4-Módulo Mini Mitter # 130-0050-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Interruptor magnético Mini Mitter # 130-0015-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Montaje C-50 Cable Mini Mitter # 060-0045-10 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Rat funcionamiento conjunto de la rueda Mini Mitter # 640-0700-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Cage y bandeja de soporte Mini Mitter # 640-0400-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Utilizable cortar jaula Mini Mitter # 664-2154-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Cuadrícula piso de la jaula Mini Mitter # 676-2154-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Residuos bandeja Mini Mitter # 684-2154-00 (Bend, Oregón, EE.UU.)
Caja de lámpara Microlitos Científico # R-101 (Toronto, ON, Canadá)
4W Las lámparas fluorescentes Microlitos Científico # F4T5/CW (Toronto, ON, Canadá)
Aislamiento de cámaras Custom construido 28 "H x 20" W x 28 "D ½" Negro melamina.

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pittendrigh, C. S., Daan, S. A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. V. Pacemaker Structure: A Clock for All Seasons. J. Comp. Physiol. 106, 333-355 (1976).
  2. Pittendrigh, C. S., Daan, S. A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. IV. Entrainment: Pacemaker as Clock. J. Comp. Physiol. 106, 291-331 (1976).
  3. Pittendrigh, C. S., Daan, S. A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. III. Heavy Water and Constant Light: Homeostasis of Frequency? J. Comp. Physiol. 106, 267-290 (1976).
  4. Pittendrigh, C. S., Daan, S. A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. II. The Variability of Phase Response Curves. J. Comp. Physiol. 106, 253-266 (1976).
  5. Pittendrigh, C. S., Daan, S. A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. I. The Stability and Lability of Spontaneous Frequency. J. Comp. Physiol. 106, 223-252 (1976).
  6. Ralph, M. R., Foster, R. G., Davis, F. C., Menaker, M. Transplanted suprachiasmatic nucleus determines circadian period. Science. 247, 975-978 (1990).
  7. Moore, R. Y., Eichler, V. B. Loss of a circadian adrenal corticosterone rhythm following suprachiasmatic lesions in the rat. Brain Res. 42, 201-206 (1972).
  8. Stephan, F. K., Zucker, I. Circadian rhythms in drinking behavior and locomotor activity of rats are eliminated by hypothalamic lesions. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 69, 1583-1586 (1972).
  9. Abe, M., et al. Circadian rhythms in isolated brain regions. J. Neurosci. 22, 350-356 (2002).
  10. Yamazaki, S., et al. Resetting central and peripheral circadian oscillators in transgenic rats. Science. 288, 682-685 (2000).
  11. Lamont, E. W., Robinson, B., Stewart, J., Amir, S. The central and basolateral nuclei of the amygdala exhibit opposite diurnal rhythms of expression of the clock protein Period2. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 4180-4184 (2005).
  12. Amir, S., Lamont, E. W., Robinson, B., Stewart, J. A circadian rhythm in the expression of PERIOD2 protein reveals a novel SCN-controlled oscillator in the oval nucleus of the bed nucleus of the stria terminalis. J. Neurosci. 24, 781-790 (2004).
  13. Yoo, S. H., et al. PERIOD2::LUCIFERASE real-time reporting of circadian dynamics reveals persistent circadian oscillations in mouse peripheral tissues. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 5339-5346 (2004).
  14. Guilding, C., Piggins, H. D. Challenging the omnipotence of the suprachiasmatic timekeeper: are circadian oscillators present throughout the mammalian brain? Eur. J. Neurosci. 25, 3195-3216 (2007).
  15. Boulos, Z., Terman, M. Food availability and daily biological rhythms. Neurosci. Biobehav. Rev. 4, 119-131 (1980).
  16. Boulos, Z., Rosenwasser, A. M., Terman, M. Feeding schedules and the circadian organization of behavior in the rat. Behav. Brain Res. 1, 39-65 (1980).
  17. Verwey, M., Amir, S. Food-entrainable circadian oscillators in the brain. Eur. J. Neurosci. 30, 1650-1657 (2009).
  18. Davidson, A. J., Poole, A. S., Yamazaki, S., Menaker, M. Is the food-entrainable circadian oscillator in the digestive system? Genes Brain Behav. 2, 32-39 (2003).
  19. Hara, R., et al. Restricted feeding entrains liver clock without participation of the suprachiasmatic nucleus. Genes Cells. 6, 269-278 (2001).
  20. Damiola, F., et al. Restricted feeding uncouples circadian oscillators in peripheral tissues from the central pacemaker in the suprachiasmatic nucleus. Genes Dev. 14, 2950-2961 (2000).
  21. Mrosovsky, N. Phase response curves for social entrainment. J. Comp. Physiol. A. 162, 35-46 (1988).
  22. Cain, S. W., et al. Reward and aversive stimuli produce similar nonphotic phase shifts. Behav. Neurosci. 118, 131-137 (2004).
  23. Antle, M. C., Mistlberger, R. E. Circadian clock resetting by sleep deprivation without exercise in the Syrian hamster. J. Neurosci. 20, 9326-9332 (2000).
  24. Banjanin, S., Mrosovsky, N. Preferences of mice, Mus musculus, for different types of running wheel. Lab Anim. 34, 313-318 (2000).
  25. Verwey, M., Lam, G. Y., Amir, S. Circadian rhythms of PERIOD1 expression in the dorsomedial hypothalamic nucleus in the absence of entrained food-anticipatory activity rhythms in rats. Eur. J. Neurosci. 29, 2217-2222 (2009).
  26. Gooley, J. J., Schomer, A., Saper, C. B. The dorsomedial hypothalamic nucleus is critical for the expression of food-entrainable circadian rhythms. Nat. Neurosci. 9, 398-407 (2006).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

Comportamiento de roedoresciclo luz oscuridadoscuridad constantean lisis de actogramasan lisis de periodogramasn cleo supraquiasm ticotiempo del zeitgebertiempo circadiano

Artículos relacionados