Summary
La malattia di Lyme è la più comunemente riportati vector-borne malattia in Nord America. L'agente eziologico, Borrelia burgdorferi è un batterio spirocheta trasmessa da zecche ixodid. Trasmissione e rilevamento di un'infezione in modelli animali è ottimizzata dall'utilizzo di alimentazione tick, che descriveremo qui.
Abstract
La trasmissione dell'agente eziologico della malattia di Lyme, Borrelia burgdorferi, avviene l'attacco e l'alimentazione del sangue di specie Ixodes zecche su host mammiferi. In natura, questo patogeno batterico zoonotici possono utilizzare una varietà di host di giacimento, ma il topo bianco-footed (Peromyscus leucopus) è il serbatoio principale per le zecche larvali e ninfali in Nord America. Gli esseri umani sono padroni incidentali più frequentemente infettati da B. burgdorferi dal morso di zecche in fase di ninfa. B. burgdorferi adatta ai suoi ospiti durante tutto il ciclo di leucosi, quindi la capacità di esplorare le funzioni di queste spirochete e dei loro effetti sui ospiti mammiferi richiede l'uso di alimentazione tick. Inoltre, la tecnica di Xenodiagnosis (utilizzando il vettore naturale per il rilevamento e il recupero di un agente infettivo) è utile in studi di infezione criptica. Per ottenere nymphal zecche che porto B. burgdorferi,zecche sono alimentati spirochete vivi in cultura attraverso tubi capillari. Due modelli animali, topi e primati non umani, sono più comunemente utilizzati per gli studi di malattia di Lyme che coinvolgono alimentazione tick. Dimostriamo le modalità con cui queste zecche possono essere alimentati al momento, e recuperato dagli animali sia per infezione o Xenodiagnosis.
Introduction
Nel 2011, la malattia di Lyme è stato il sesto più comune malattia a livello nazionale Notifiable in Nord America ( http://www.cdc.gov/lyme/stats/index.html ). B. burgdorferi è un microbo versatile, sia geneticamente e antigenicamente (rivisto in 1). La sua costituzione genetica comprende una grande (> 900 kB) cromosoma e fino a 21 plasmidi (12 lineari, circolari 9), con contenuto plasmide variabile tra gli isolati. Molto può essere imparato su questi spirochete, superiore al 90% del plasmide open reading frames estranei a qualsiasi sequenze batteriche conosciuti 2,3. B. burgdorferi presenta una grande varietà di antigeni come potenziali bersagli di immunità dell'ospite. Tuttavia, un'infezione non trattata spesso persiste. L'interazione del spirochete con l'ambiente tick e l'ambiente ospite vertebrato richiede adattamenti in B. burgdorferi tutto il processo di infezione. Diversi plasmidicageni sono noti per essere differenzialmente espressi in risposta alle variazioni di temperatura, pH, densità cellulare e persino fase del ciclo di vita tick 4-8.
Lo studio di B. adattamento burgdorferi tutto il suo ciclo leucosi e risposta dell'ospite dopo l'infezione per via naturale si basa sulla capacità di alimentare zecche su modelli animali appropriati. Tali studi sono soddisfatti con le sfide tecniche di generazione di zecche che ospitano B. burgdorferi, e garantire la trasmissione efficiente e / o l'alimentazione delle zecche sul modello di accoglienza. Inoltre, il contenimento e il recupero di zecche infette è essenziale. Tra i modelli utilizzati sono topi e primati non umani, ognuno dei quali funge da strumento prezioso nella ricerca sulla malattia di Lyme. Come con il mouse zampe bianche, che è un host serbatoio naturale per B. burgdorferi, il topo di laboratorio è un host altamente sensibile che supporta l'infezione persistente da parte di B. burgdorferi 9. Folsivo infezione di topi suscettibili alla malattia, come il ceppo C3H, le spirochete diffondere a più tessuti, compresa la pelle, della vescica, i muscoli, le articolazioni e il cuore. Risposte infiammatorie alle infezioni portano a cuore malato e tessuti articolari. Mentre le spirochete persistono in questa struttura e rimangono contagiosi, lesioni infiammatorie possono diventare intermittente, non diversamente dal processo negli esseri umani. Il modello di topo ha quindi fornito molte informazioni su B. burgdorferi patologia indotta, tra cui l'artrite e cardite e ospitare le risposte immunitarie 10-12. Dal punto di vista del patogeno, alcuni geni differenzialmente espressi durante l'infezione mammiferi sono stati caratterizzati, come avere qualche necessaria per la trasmissione della zecca vettore 13-21.
Sebbene diverse specie animali sono stati utilizzati per studiare la malattia di Lyme 22, macachi rhesus più strettamente imitare il carattere multi-organo di malattia umana 23. A differenza di altrimodelli animali, l'ampiezza delle manifestazioni della malattia, quali eritema migrans, cardite, artrite, e la neuropatia del sistema nervoso centrale e periferico sono osservate nei macachi. Nei topi, l'ospite serbatoio per B. burgdorferi, malattia varia da ceppo di topi e 24 anni, mentre le precoci e tardive diffuse manifestazioni sono infrequenti 9. Inoltre, altri roditori, lagomorfi, e canini tutti riescono a esporre malattia neurologica da B. burgdorferi 25. È importante sottolineare che, macachi mostrano segni che sono caratteristici di tutte e tre le fasi della borreliosi di Lyme, vale a dire, precoce localizzata, precoce disseminata e in fase avanzata della malattia di Lyme 26-28. L'eritema migrante (EM) è pensato per verificarsi nel 70-80% dei casi umani 29, e si vede anche nei macachi rhesus 28,30. Dopo l'infezione, le spirochete diffondere dal sito di inoculazione di organi multipli. DNA spirochetal è stato rilevato in mu scheletricoscles, cuore, vescica, dei nervi periferici e del plesso, nonché nel sistema nervoso centrale (cervello, cervelletto e tronco cerebrale, midollo spinale, e dura madre) 31.
Spunta nutrendosi di topi è stato utilizzato da noi e da altri gruppi di ricerca per la moltiplicazione delle colonie di zecche, in competenza serbatoio studia 32-36 e negli studi di B. burgdorferi patogenesi 37-40. Questa tecnica è stata utilizzata anche per Xenodiagnosis e test di efficacia del vaccino nei topi 41-44. Abbiamo nutrito zecche Ixodes su primati non umani per il modello di sviluppo 28, uno studio di efficacia del vaccino 45, e per Xenodiagnosis nella valutazione della persistenza trattamento post-antibiotico 46. Le zecche che porto B. burgdorferi può essere mantenuta in un ciclo leucosi naturale nutrendosi di larve sui topi infetti e con le ninfe per gli studi, le spirochete sono trasmessi attraverso le fasi della vita. In questo rapporto, Ci spiegherà come generare zecche infettate con wild type o mutante B. burgdorferi, utilizzando capillare tubo di alimentazione. Questo può anche essere realizzato mediante microiniezione 47 e 48 per immersione. Lo scopo della introduzione artificiale di B. burgdorferi nelle zecche possono essere di studiare ceppi mutanti la cui trasmissibilità è sconosciuto, per generare un gruppo di zecche, con un alto tasso di infezione, e per ridurre il rischio di errore mantenendo un segno di spunta colonia pulito e altrimenti non infetto. Inoltre, dimostriamo alimentazione segno di spunta su topi e primati non umani, in modo da assicurare il contenimento e il recupero delle zecche piene. L'uso di alimentazione tick è essenziale per gli studi futuri di risposte immunitarie a B. burgdorferi, potenziale efficacia del vaccino di Lyme, e Xenodiagnosis a rilevare le infezioni occulte.
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Protocol
Uno schema sperimentale di zecca inoculazione e di alimentazione su animali per la ricerca della malattia di Lyme è illustrato in Figura 1.
1. Inoculando nymphal zecche Ixodes con B. burgdorferi Uso capillare Tube-alimentazione
Quando si esegue manipolazioni con le zecche, camice bianco con maniche elastici, guanti e cappellini bouffant usa e getta sono usurati.
- La nostra tecnica è una versione modificata di quella riportata da Broadwater et al. 49. Preparare tubi capillari da riscaldamento e tirando pipette Pasteur a rompere magrezza con un estrattore pipetta. Utilizzando una pinza e sezionare la portata, rompere le punte al diametro ottimale (circa 0,2 mm). Un tubo standardizzato rispetto alla dimensione tick mouthpart viene utilizzato come guida dimensionamento. La visiera deve essere indossato durante la preparazione delle pipette.
- Crescere B. burgdorferi a tra 2-8 x 10 7 / ml (fase mid-log) in BSK-H medio (Sigma) concontenenti siero di coniglio 6%.
- Utilizzare zecche ninfa che sono stati conservati a 23 ° C per 4-6 settimane molt post-larvale. Luogo zecche su un piccolo piatto di mm 60 x 15 Petri con nastro biadesivo sulla superficie inferiore esterna del piatto. Posizionare il lato ventrale zecche rivolto verso l'alto.
- Immergere la punta capillare in B. burgdorferi provetta di coltura dopo la miscelazione. Posizionare il tubo capillare sul ipostoma delle parti tick bocca utilizzando un ambito dissezione. Utilizzare argilla stampaggio per fissare il tubo in posizione, come mostrato nella Figura 2A.
- Porre le capsule di Petri con le zecche appositi all'interno di una grande vasca di plastica trasparente per un ulteriore livello di contenimento. Asciugamani di carta bagnati sono aggiunti per fornire umidità. Collocare le zecche in un incubatore termica 37 ° C per 30 minuti-2 ore fino defecazione è evidente. Ciò indica che i supporti contenenti spirochete è passato attraverso il segno di spunta.
- Appoggiare le zecche per 2-4 settimane a 23 ° C per consentire l'adattamento all'ambiente tick prima della poppatali su animali.
2. Infettando topi con B. burgdorferi by Tick
- Diluire ketamina magazzino 01:10 in acqua sterile. Anestetizzare ciascun topo con 100 mg / kg di ketamina mediante iniezione intraperitoneale con una siringa da tubercolina
- Una volta che il mouse è completamente anestetizzato, radere il topo dalle orecchie a metà schiena con una multa (Remington liscia e setosa) trimmer elettrico.
- In una padella bianco senza altri oggetti vicini, trasferire le zecche ninfali (che porto B. burgdorferi) da un pennello inumidito per la zona glabra del mouse. In alternativa, zecche infetti possono essere messi sui topi per Xenodiagnosis di topi con sospetta infezione. L'utilizzo di una superficie bianca pulita per il posizionamento tick aiuta a garantire che eventuali zecche slegati saranno facilmente visibili.
- Posizionare il mouse in gabbie specializzata (Allentown Ingabbiare, Allentown, PA). La gabbia è costituito da una griglia in acciaio inox elevato dal fondo della gabbia. Tegli top gabbia è stata modificata dalla nostra officina in-house per elevare il supporto della bottiglia di acqua sufficiente a consentire il libero movimento del mouse sotto. Il piatto è riempito con circa ½ centimetro di acqua per trattenere eventuali zecche che cadono fuori i topi (Figura 3A). Per ridurre al minimo il rischio di ipotermia, cuscinetti termici riutilizzabili, scaldati prima dell'uso, sono posti sotto le gabbie fino a quando i topi si svegliano completamente dall'anestesia. Gli animali sono spesso atassica come recuperare da anestesia e strofinare contro il cibo e vaschette, per cui questi devono essere rimossi. Il livello dell'acqua è abbastanza basso per prevenire membra di topi da sommersione.
- Posizionare la gabbia all'interno di un vassoio che è stato rivestito con trappola groviglio di pasta (Contech, Victoria, BC, Canada) e nastro per garantire l'intrappolamento degli artropodi. I topi sono in gabbia singolarmente e osservati continuamente durante il periodo di anestesia.
- Entro 2 ore, quando i topi sono completamente svegli dall'anestesia, il vassoio di cibo e una bottiglia d'acqua sono sostituiti alla gabbia. Dopo 24 ore, l'arricchimento custodia costituito da una capanna di plastica e Nylabone viene sostituito.
- Dopo 3, 4, e 5 giorni, controllare il mouse, gabbia e acqua gabbia per zecche fed. L'acqua gabbia setacciata attraverso un tegame di metallo bianco (vale a dire "cercatore d'oro"). Sciacquare alimentato zecche in acqua pulita e conservare in vasetti di plastica (Figura 3B). Nei giorni 3 e 4, sostituire l'acqua in gabbia con acqua pulita. Il giorno 5, controllare non solo la gabbia, ma il mouse accuratamente per le zecche. Di solito a questo punto tutte le zecche hanno alimentato ed i topi possono essere restituiti a ingabbiamento regolare.
- Collocare tutti i rifiuti dalle gabbie del mouse, inclusi i liquidi, in contenitori a rischio biologico per autoclave e smaltimento. Tenere un registro del numero di zecche fatti su topi e quelli recuperati in ogni momento.
3. Nutrire zecche su primati non umani per l'infezione con B. burgdorferi o Xenodiagnosis
- Preparare il dispositivo di zecca di contenimento: Tagliare un cerchio di 1 ¾ di pollice di diametro nel 3 pollici x3 pollici LeFlap (lembo) utilizzando un bisturi pulito e la guida di misura. Utilizzare il cut-out come modello per tagliare i cerchi di dimensioni identiche nella Biatane schiuma e Duoderm. La schiuma viene utilizzato per elevare lembo sulla superficie della pelle e prevenire possibili frantumazione di zecca. Il Duoderm aggiunge un altro strato di ammortizzazione e sovrappone i bordi del dispositivo di contenimento per una maggiore sicurezza dal tick fuga. Lo schema del dispositivo di contenimento è mostrata in Figura 4.
- Personale veterinario sarà anestetizzare l'animale con 5-8 mg / kg Telazol per iniezione intramuscolare.
- Agganciare il pelo dell'animale con trimmer elettrico (Oster) dotato di dimensioni 40 lame. Tutte le aree che saranno oggetto della giacca sono ritagliati: posteriore, anteriore, parte superiore delle braccia. Utilizzo di crema da barba e dual-blade rasoi usa e getta, strettamente radere una superficie di circa 25 centimetri in verticale x 20 cm orizzontale. Pulire con tovaglioli di carta umidi e asciugare a bassa temperatura per asciugare la pelle.
- Posizionare l'aletta sul tegli animale del dorso, appena sotto la scapola, su entrambi i lati della colonna vertebrale. Usare un pennarello per tracciare il cerchio in quel punto. Preparare la zona di pelle intorno al cerchio strofinandola con SkinPrep. Questo rimuove l'olio in pelle che potrebbero influenzare l'adesione dei dispositivi di colla e di contenimento. Lasciando circa 1 cm circonferenza di spazio intorno al cerchio, applicare uno strato di colla pelle (SkinBond) con una larghezza di circa 4 cm.
- Rimuovere la pellicola adesiva dalla schiuma Biatane e apporre la pelle nel punto appropriato. Gli animali sono di nuovo anestetizzati dal personale veterinario con 5 mg / kg Telazol. Sigillare i bordi con colla di pelle e nastro Hypafix. Rimuovere la protezione adesiva dal lembo e apporre sulla parte superiore del Biatane. Luogo nastro Hypafix intorno ai bordi del LeFlap, poi il nastro lungo il lembo di maglia del lembo e posizionare la giacca sull'animale. Tape ed aggroviglia Trappola pasta viene applicata al pavimento in un perimetro che circonda la gabbia dei primati non umani per una maggiore sicurezza.
- Per ridurre al minimo gli effetti della chemicals utilizzati nella Fase 3.4 sull'alimentazione tick, le zecche sono aggiunti 24 ore dopo che il dispositivo di contenimento è a posto. A questo punto, la sicurezza del dispositivo è anche controllato e rinforzato se necessario. Tipicamente, 20 ninfe unfed (molt 4-8 settimane post-larvale) vengono aggiunti alla pelle all'interno del dispositivo con un pennello.
- Rimuovere il foglio adesivo dalla maglia del lembo e sigillare in posizione. Infine, rimuovere il supporto Duoderm per esporre l'adesivo, e posto sulla parte superiore del dispositivo di contenimento. Aggiungere un pezzo di nastro Hypafix attraverso il cerchio maglie aperte, e sostituire la giacca. Il dispositivo di contenimento è mostrato nella figura 5A.
- Dopo 5 giorni, anestetizzare gli animali come sopra e le giacche vengono rimossi. Rimuovere il nastro prima di ispezionare l'alimentazione tick attraverso la rete (Figura 5B). Facendo attenzione la Duoderm lontano dal lembo.
- Tirare indietro la parte di rete ai bordi per fornire l'accesso alle zecche. Zecche Fed si trovano spesso vicino o sottoil cerchio di schiuma (Figura 5C) e sono rimosso e collocato in acqua pulita con un pennello. Rimuovere il dispositivo una volta tutte le zecche alimentati visibili sono raccolti (Figura 5D).
Nota: Spesso, il dispositivo di contenimento può essere semplicemente staccato dalla pelle. Se l'adesione è forte e potrebbe potenzialmente danneggiare la pelle, Unisolve solvente viene applicato all'area per la rimozione delicata. La pelle viene pulita con isopropanolo e zecche sono conservati a 23 ° C. Se utilizzato per le infezioni, le zecche possono essere schiacciati per confermare il numero che conteneva B. burgdorferi. Se utilizzato per Xenodiagnosis, le zecche sono conservati per 1-3 settimane prima dell'analisi del contenuto dell'intestino medio.
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Representative Results
A seguito del completamento di alimentazione capillare, le zecche sono tipicamente riposato a 23 ° C per 2-3 settimane prima di essere alimentati su animali per la trasmissione. Utilizzando la tecnica capillare al seno, abbiamo scoperto che oltre il 90% della Fed zecche porto B. burgdorferi. La percentuale di zecche positive viene determinata mediante lavaggio zecche in perossido ed etanolo, poi schiacciandoli in PBS sterile con un pestello a forma di provetta per microcentrifuga. Il contenuto dell'intestino medio riversate in PBS sono fissati su vetrini e colorato con un specie di anticorpo anti-Borrelia che FITC-coniugato. Rappresentante strisci tick dell'intestino medio visti al microscopio a fluorescenza sono descritte nella Figura 2B-C.
Tassi di infezione mouse con passaggio basso ceppo B31 wild type B. burgdorferi sono vicino al 100%. Una combinazione di sierologia e la cultura della B. burgdorferi da tessuti di topo viene utilizzato per determinare se ogni topo è diventato infetto. Un showi Western Blotng risposte anticorpali nel siero di topi infettati con B. burgdorferi by tick è mostrato nella Figura 3C. Questa tecnica è stata utilizzata per esaminare la trasmissibilità ed infettività di B. mutante burgdorferi ceppi 37-39.
Abbiamo usato l'alimentazione segno di spunta su primati non umani per l'infezione e per Xenodiagnosis. Gli sforzi sono stati fatti per migliorare la spunta l'alimentazione e il recupero delle zecche completamente alimentati attuando il dispositivo lembo di contenimento. Il prodotto lembo viene utilizzato per l'applicazione di vermi medicinali negli esseri umani, ma abbiamo modificato per zecche si nutrono di primati. In studi precedenti, abbiamo utilizzato una capsula rigida per tick contenimento 27,28,45,46 e ottenuto un tasso di alimentazione medio (# alimentato le zecche / # zecche aggiunto capsule) del 35,2%, compreso tra 23,5-52,5%. Negli studi di infezione, i tassi di trasmissione (# gli animali infetti / # alimentato su) in media 86,5%. In esperimenti più recenti, i tassi di alimentazione utilizzando LeFlap sono stati tra 50-90%. In rare occasioni, utilizzando il metodo precedente, zecche hanno strisciato sotto la capsula e nel nastro adesivo, dove essiccare e muoiono. Utilizzando il lembo l'alimentazione migliore e più strati di colla hanno mantenuto le zecche contenute.
Oltre alla colorazione fluorescente diretta di tick preparazione dell'intestino medio (Figura 2B-C), metodi più sensibili possono essere utilizzati per rilevare B. burgdorferi all'interno di zecche. Rilevazione molecolare può, ed è stato utilizzato per rilevare B. 42,50,51 DNA specifico burgdorferi con PCR standard o quantitativa. Obiettivi comuni per la rilevazione sono la ciccia 46,50, OspC 46 e OspA 42,51 geni. La redditività di spirochete recuperati è stato esaminato anche dalla cultura di preparati dell'intestino medio e alimentazione xenodiagnostic zecche sui topi naïve 42.
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Figura 1. Nutrire zecche su animali per la trasmissione di Borrelia burgdorferi. Schema generale delle tecniche utilizzate per l'alimentazione degli zecche su animali per gli studi di malattia di Lyme. Le zecche sono culture tubo-fed capillari di B. burgdorferi e può essere alimentato su modelli animali della malattia di Lyme, come topi e primati non umani (macachi rhesus). Clicca qui per ingrandire la figura .
Figura 2. Metodo e risultati. A) Tubo seno capillare L'apparecchio utilizzato per alimentare le zecche in mostrato, con una vista ingrandita della zecca e capillare tubo sulla destra. AC) immagini rappresentative dei midguts di zecche alimentati B. burgdorferi. PMI midgutars sono stati colorati con anticorpi anti-Borrelia anticorpi policlonali specie-FITC (Kirkegaard & Perry Labs) e hanno visto al microscopio a fluorescenza.
Figura 3. Ixodes scapularis zecche si nutrono di topi di laboratorio. A) La messa in gabbia specializzata per i topi quando viene utilizzato per l'alimentazione tick. Il pavimento filo è elevato sopra una pentola di acqua per raccogliere le zecche. Un mouse anestetizzato è mostrato nell'immagine a destra. B) I contenitori utilizzati per le zecche. C) immunoblots Rappresentante dei topi zecche infettate. Serum da giorno 21 post-infezione è stata utilizzata per sondare le macchie contenenti B. lisati burgdorferi e proteina ricombinante OspC, un antigene immunodominante.
Figura 4. Schema del dispositivo di zecca di contenimento utilizzato per mangimi zecche sui macachi rhesus. Il primo strato è costituito da schiuma Biatane. Il lembo è posto sulla parte superiore della schiuma e la Duoderm è il terzo strato. Clicca qui per ingrandire la figura .
Figura 5. Ixodes scapularis tick-nutrendosi di macachi rhesus. A) Il dispositivo di contenimento completo. B, C) Viste di zecche si nutrono attraverso il dispositivo, e dopo la rimozione del lembo. D) Il sito di alimentazione tick dopo la rimozione completa del dispositivo.
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Discussion
Al fine di ottenere le zecche che porto B. burgdorferi per studi a valle, le zecche possono essere: (1) alimentati con topi infettati allo stadio larvale, (2) immerso in B. culture burgdorferi alle due larvale o ninfale fase 48; (3) microiniettati con B. burgdorferi 47; o (4) capillare tubo-fed B. burgdorferi 49. Mentre ciascuno di questi metodi ha il suo scopo, per assicurare che una gran parte delle zecche da utilizzare per porto infezione B. burgdorferi, che favoriscono l'alimentazione capillare. Se non è richiesta l'inoculazione con quantità note di spirochete, i metodi capillare di alimentazione possono avere meno possibilità di danneggiare le zecche. Ciò è di importanza se devono essere alimentati su animali. Questo metodo può anche essere preferito se gli investigatori stanno testando mutanti per trasmissibilità / infettività. È importante riconoscere che la crescita in coltura può causare la perdita plasmide 52, quindi l'uso dipassaggio basso B. burgdorferi è essenziale. Inoltre, il mezzo e la densità di spirochete è artificiale, all'introduzione, in modo che le zecche non dovrebbero essere utilizzati immediatamente l'alimentazione post-capillare. Invece, un periodo di non meno di 2 settimane è ammessa per gli spirochete di adattarsi al microambiente tick prima dell'uso in esperimenti.
Durante l'alimentazione zecche sui topi, non è necessario radere i topi in anticipo. In uno studio precedente (inedito), in cui abbiamo cercato di esaminare gli effetti di zecca saliva sulla pelle, la rasatura era necessario. In tal modo, e paradossalmente, abbiamo scoperto che le zecche: a) fissare prontamente alla pelle glabra, b) hanno un tasso elevato di alimentazione e c) sono facilmente visibili. I tassi di alimentazione variano a seconda se vengono utilizzati larve o ninfe, ma sono costantemente al di sopra del 50% quando si utilizzano ninfe. Come tale, la rasatura topi prima dell'alimentazione è diventata pratica comune nel nostro laboratorio, non solo per gli esperimenti, ma anche per la propagazione della colonia. In precedenza, nella nostra divisione alla Tulane Nazionale Primate Research Center, 34 scimmie sono stati alimentati al momento da 770 ninfe Ixodes in 5 diversi studi. Spunta tariffe di alimentazione (# fed / # aggiunto capsule) media 35,2%, compresi tra 23,5-52,5%. Negli studi di infezione, i tassi di trasmissione media 86.5%. In un recente studio pilota (inedito), tick alimentazione tariffe variavano 5-75% e nessuna resistenza di alimentazione successiva era evidente. Tuttavia, i tassi di successo tra i tentativi di 2 e 3 variavano significativamente, dove i tassi di alimentazione erano molto più alti per il tentativo di 3 ° che per il 2 °. Le zecche "tentativo 2" sono stati ospitati a temperatura ambiente superiore al "tentativo 3" zecche. Il fattore più importante che abbiamo trovato che colpisce l'alimentazione tick è l'età zecca e l'ambiente pre-esperimento. Quelli conservati a 4 ° C post-muta fino a poco prima di utilizzare generalmente si nutrono meglio. Come tale, si consiglia continuamente moltiplicazione zecche, la loro memorizzazione STANDOy e con due lotti separati di zecche disponibili durante l'esecuzione di alimentazione per gli animali.
Alimentazione Nel nostro studio più recente (inedito) abbiamo confrontato le zecche sul macachi utilizzando la capsula rigida ad alimentare con il dispositivo patta. Dieci scimmie sono stati alimentati su una volta con le capsule e due volte con LeFlap. In questa serie di esperimenti, abbiamo osservato e tasso di alimentazione media del 17% (range 5-25%), con capsule e un tasso medio del 54.75% (range 35-90%), con il lembo. Noi supponiamo che la superficie più ampia per tick alimentazione e l'uso ridotto di adesivi dure migliora l'alimentazione. L'utilizzo del contenimento lembo consente inoltre agli investigatori di lasciare che sia zecche si nutrono più o aggiungere più zecche, come la zecca può essere rimosso senza la rimozione dell'intero dispositivo. Infine, anche se gli adesivi possono provocare irritazione cutanea in alcuni animali (che potrebbero avere o indurre risposte immunitarie cutanee) il dispositivo lembo stesso può aver limitato, se del caso, il disagio per gli animali.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.
Acknowledgments
Gli autori desiderano ringraziare Nicole Hasenkampf e Amanda Tardo per il supporto tecnico. Ringraziamo anche Drs. Linden Hu e Adriana Marques per raccomandazione del dispositivo di contenimento LeFlap, ed il Dott. Lise Gern per istruzioni sul metodo di alimentazione capillare. Questo lavoro è stato sostenuto da NIH / NCRR di Grant 8 P20 GM103458-09 (MEE) e dal Centro Nazionale per le Risorse della Ricerca e l'Ufficio Programmi di infrastrutture di ricerca (ORIP) dei National Institutes of Health attraverso la concessione P51OD011104/P51RR000164.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagent | |||
| BSK-H | Sigma | B-8291 | |
| Ketamine HCl | |||
| Tangle Trap coating Paste | Ladd research | T-131 | |
| SkinPrep | Allegro Medical Supplies | 177364 | |
| LeFlap, 3" x 3" | Monarch Labs | ||
| Hypafix tape | Allegro Medical Supplies | 191523 | |
| SkinBond | Allegro Medical Supplies | 554536 | |
| UniSolve | Allegro Medical Supplies | 176640 | |
| Biatane Foam, adhesive 4"x4" | Coloplast | 3420 | |
| DuoDerm CGF Dressing - 4" x 4", (3/4)" adhesive border | Convatec | 187971 | |
| Nonhuman primate jackets with flexible 2" back panels; add drawstrings at top and bottom | Lomir Biomedical Inc. | ||
| EQUIPMENT | |||
| Pipet puller | David Kopf Instruments | Model 700C | |
| Dark field microscope | Leitz Wetzlar | Dialux | |
| Dissecting microscope | Leica | Zoom 2000 | |
| Mouse caging | Allentown caging | ||
References
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