Los trasplantes faciales en<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Los embriones

Resumen

Una técnica para el trasplante "Extreme anterior Dominio" tejido facial entre Xenopus laevis embriones se ha desarrollado. Los tejidos pueden moverse de un fondo de la expresión génica en otro, lo que permite el estudio de las necesidades locales para el desarrollo craneofacial y de señalización interacciones entre las regiones faciales.

Resumen

Defectos congénitos craneofaciales presentan en 1 de cada 700 nacidos vivos, pero la etiología rara vez se conoce debido a la limitada comprensión del desarrollo craneofacial. Identificar donde las vías de señalización y tejidos actúan durante modelado de la cara en desarrollo, una técnica de 'trasplante de cara' ha sido desarrollado en embriones de la rana Xenopus laevis. Una región de tejido facial presuntiva (el "extremo anterior de dominio" (EAD)) se retira de un embrión en la etapa de donantes tailbud, y se trasplanta a un embrión de acogida de la misma fase, de la que la región equivalente se ha eliminado. Esto puede ser usado para generar una cara quimérico donde el tejido del huésped o de un donante tiene una pérdida o ganancia de función en un gen, y / o incluye una etiqueta de linaje. Después de la curación, el resultado del desarrollo se controla, y indica funciones de la vía de señalización dentro de la donante o tejidos del huésped circundantes. Xenopus es un modelo valioso para el desarrollo de la cara, como la región facial es grande y fácilmente unccessible de micromanipulación. Muchos embriones se pueden ensayar, durante un período de tiempo corto ya que el desarrollo se produce rápidamente. Los hallazgos en la rana son relevantes para el desarrollo humano, ya que los procesos craneofaciales aparecen conservadas entre Xenopus y mamíferos.

Introducción

Para comprender los mecanismos subyacentes defectos craneofaciales congénitos ^1-2, tejidos importantes y sus contribuciones de señalización durante el desarrollo craneofacial debe identificarse. En la rana Xenopus laevis, parte de la cara, incluyendo la boca y nariz de la forma "Extreme Anterior Domain" (EAD), donde ectodermo y endodermo se yuxtaponen directamente ^3-4. El EAD también actúa como un centro de señalización para influir en los tejidos circundantes, incluyendo la cresta neural craneal, que forma las mandíbulas y otras regiones faciales ^5. Para identificar los genes que contribuyen a la función de EAD, una técnica ....

Protocolo

1. Reactivos Preparación

1. 10x MBS: Preparar 1 L de 10x Modificado Saline (MBS) de Barth solución ^17. Consulte la Tabla 1, los reactivos, los ingredientes y las instrucciones. Use agua destilada para todas las soluciones. Mezclar en un vaso de precipitados, con una barra de agitación, hasta completa disolución. Todas las soluciones se deben hacer a temperatura ambiente.
2. 1x MBS: Diluir 100 ml de solución 10x MBS en 900 ml de agua destilada para preparar 1 l de 1x MBS. Añadir 0,7 ml de solución de CaCl M 1 _2.
3. 0,1 X. MBS: Diluir 1x MBS para preparar 1 litro de solución de 0.5x MBS y 2 L de 0,1 x solució....

Resultados

Tejido trasplantado debe estar completamente insertado en la cabeza huésped después del trasplante, como se muestra en la Figura 3A, y tienen un puente de vidrio apropiadamente colocado en la cara del embrión, como se muestra en la Figura 2Bc. El tejido del donante trasplantado debe dimensionarse correctamente para la apertura de acogida, para que el trasplante tenga éxito. El tejido EAD no debe sobresalir de la cabeza, de ninguna manera, como se ve en las figuras 3B y .......

Discusión

Etapas críticas y Limitaciones: El procedimiento de trasplante de cara EAD es tiempo y trabajo intensivo. Requiere práctica, manos firmes, y la destreza para perfeccionar. El protocolo de trasplante de cara se basa en la capacidad del investigador para eliminar de manera eficiente y trasplante de tejidos. Si se toma demasiado tiempo para insertar el trasplante de la cara del anfitrión, la cara de acogida comenzará a contraerse y sanar. Fórceps se pueden utilizar para ampliar delicadamente la región facial. Sin em.......

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Pipeta Pasteur	VWR	14672-400	Vidrio de cal
Tamaño 5 3/4 en	tapón
	VWR	16001-180	Desechable
#5/45 pinzas	Fine Science Tools de Dupont medical	11251-35	Angulado 45°
Pinzas de patrón estándar	Fine Science Tools	11000-20	Recta; punta dentada; acero inoxidable
Tubo capilar (para agujas)	FHC	30-30-1	Borosil 1,0 mm de diámetro exterior x 0,5 mm ID/Fibra
Deslizamiento de la cubierta	VWR	48393 252	24 x 60 mm  micro cubierta de vidrio;
Ficoll 400	Sigma-Aldrich	F9378
Tirador de agujas	Sutter Instrument Co	: descatalogado Filamento: FB300B	El extractor de agujas más similar disponible actualmente es el P-97. Para los filamentos, utilice filamentos de caja cuadrada Sutter de 3,00 mm, 3,0 mm de ancho.
Modelo P-80	Tirador de micropipetas flamígero / marrón Microscopio
estereoscópico	Zeiss
Iluminación de microscopio de Fostec	Fostec		Utilice una caja de luz con 2 brazos de fibra óptica.
Soporte de pasador niquelado	Fine Science Tools	26018-17	Diámetro de apertura de la mordaza: 0-1 mm
Moria Soporte de alfiler niquelado	Fine Science Tools	26016-12	Diámetro de la apertura de la mordaza: 0-1 mm
Agujas de tungsteno	Herramientas de ciencia fina	10130-05	0.125 mm Diámetro de la varilla
Van Aken Plastalina	Blick	#33268-2981
Arcilla para modelar: blanco, rojo o amarillo
mMessage mMashine SP6 o T7 Kit	Ambion	AM1340

algodón pipeta de transferencia graduada con Tirador de agujas