Artículo de método

La evaluación de cambios en la volátil Anestésico general La sensibilidad de los ratones después de la intervención farmacológica local o sistémica

DOI:

10.3791/51079

⸱

16 de octubre de 2013

 ,  , 
1Department of Anesthesiology and Critical Care, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 2Department of Pharmacology, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 3Department of Neuroscience, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 4Center for Sleep and Circadian Neurobiology, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La pérdida del reflejo de enderezamiento ha servido durante mucho tiempo como un sustituto de comportamiento estándar para la pérdida del conocimiento, también llamada la hipnosis, en animales de laboratorio. Las alteraciones en la sensibilidad anestésico volátil causadas por las intervenciones farmacológicas pueden ser detectados con un sistema de evaluación de alto rendimiento cuidadosamente controlado, que puede adaptarse para la entrega de cualquier terapéutica inhalada.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un punto final deseable de la anestesia general es el estado de inconsciencia, también conocida como la hipnosis. Definir el estado hipnótico en los animales es menos sencillo de lo que es en pacientes humanos. Un sustituto de comportamiento ampliamente utilizado para la hipnosis en roedores es la pérdida del reflejo de enderezamiento (LORR), o el punto en el que el animal ya no responde a su instinto innato para evitar la vulnerabilidad de decúbito dorsal. Hemos desarrollado un sistema para evaluar LORR en 24 ratones, mientras que al mismo tiempo cuidadosamente de controlar por factores de confusión potenciales, incluyendo fluctuaciones de temperatura y diferentes flujos de gas. Estas cámaras permiten una evaluación fiable de la anestesia la sensibilidad, medido por la latencia para volver del reflejo de enderezamiento (RORR) después de una exposición al anestésico fijo. Alternativamente, usando los aumentos paso a paso (o disminuye) en la concentración de anestésico, las cámaras también permiten la determinación de la sensibilidad de una población a la inducción (o la emergencia) según lo medido porCE 50 y pendiente de Hill. Finalmente, las cámaras ambientales controladas descritos aquí pueden adaptarse para una variedad de usos alternativos, incluyendo la entrega inhalado de otros fármacos, estudios de toxicología, y la monitorización simultánea en tiempo real de los signos vitales.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La anestesia general se definen por su capacidad de causar un estado reversible de la hipnosis en una amplia variedad de especies, sin embargo, una explicación de cómo una clase tan diverso de drogas puede provocar todo un criterio de valoración singular sigue siendo difícil de alcanzar. Un número de teorías se han postulado largo de los años, a partir de la correlación de Meyer-Overton entre la potencia anestésica y solubilidad en lípidos, que sugirió interrupciones general de membrana como la base para el 1,2 hipnosis. La evidencia más reciente sugiere que los objetivos de proteínas que afectan a la señalización neuronal contribuyen a los efectos anestésicos. Los ratones han demostrado ser un modelo indispensable para la exploración de estas teorías debido a la homología entre murino y capacidad de respuesta anestésico humano. Aunque un ratón no puede ser preguntado por su conciencia subjetiva, bajo anestesia general, ciertos reflejos primitivos sirven medidas de sustitución como útiles de la hipnosis de los roedores. En los primeros días después del nacimiento, los ratones desarrollan una resp enderezamiento reflexivaOnse que éstos no pueden ser colocados de forma pasiva en una posición supina 3. La dosis de la anestesia en la que un ratón pierde su reflejo de enderezamiento se correlaciona bien con dosis hipnóticas humanos 4.

Evaluación de la pérdida de reflejo de enderezamiento (LORR) se ha convertido en un estándar de laboratorio ampliamente utilizado para las pruebas de sensibilidad anestésica en ratones, así como una variedad de otras especies, incluyendo rata, cobaya, conejo, hurón, ovejas, perro y 5-8. La dosis de un anestésico que se da en la que LORR se producirá para los miembros de una especie es extremadamente consistente, pero puede ser desplazado significativamente por factores ambientales. Por ejemplo, las ratas privadas de sueño son más sensibles tanto a los anestésicos volátiles e intravenosos 9 y ratas con alta capacidad aeróbica son menos sensibles a isoflurano 10. La hipotermia también se ha demostrado que disminuye la dosis de numerosos anestésicos necesarios para la hipnosis en un gran espectro de especies de 11-14. En ordenpara identificar de forma fiable la dosis de anestésico en el que LORR se produce en un grupo de animales experimentales, es crítico que el entorno de evaluación ser controlado cuidadosamente para minimizar el estrés, mantener euthermia, y entregar cantidades iguales de fármaco para todos los sujetos. Como era de esperar, también se conocen los factores genéticos para alterar la sensibilidad anestésica 15-18. En consecuencia, la consideración cuidadosa debe también tener en cuenta el control de los antecedentes genéticos 19.

Hemos desarrollado un aparato que asegura la administración de anestesia gaseosa idéntico a cada uno de 24 ratones, mientras que el mantenimiento de un ambiente constante 37 o C. El diseño cilíndrico transparente de nuestras cámaras de exposición permite una evaluación LORR rápido y fácil integración de las mediciones fisiológicas telemétricos. Este sistema ha sido mostrado para medir con precisión el isoflurano, halotano, y la inducción sevoflurano CE 50 y tiempo de emergencia en ratones de tipo salvaje 20. También hemos utilizadoeste sistema para observar los cambios en la sensibilidad anestésica en ratones con mutaciones genéticas y lesiones hipotalámicas dirigidos 21-23. Aquí se describen dos formas en las que la sensibilidad anestésico puede evaluarse después de una intervención farmacológica utilizando nuestro aparato de ambiente controlado. Fenotipado El estado de equilibrio de la inducción de la anestesia volátil y sensibilidad emergencia requiere 8-10 horas y es en consecuencia la mejor medida para estudios en los que las condiciones experimentales no cambian, como en las intervenciones farmacológicas crónicos o de larga duración. Sin embargo, para los tratamientos de corta acción cuyos efectos disiparse significativamente con el tiempo también presentamos un procedimiento simple para evaluar los cambios en los reflejos de recuperación siguientes microinyecciones estereotácticamente-específicas o tratamientos de drogas intravenosas que impactan significativamente la emergencia anestésico. Estas pruebas representan un pequeño subconjunto de las posibles aplicaciones de este sistema de ambiente controlado, lo que podría ser adaptado para cualquier número de subjECTS de una variedad de especies para recibir cualquier tipo de terapéutica inhalado.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los procedimientos con animales descritos en el presente documento han sido aprobados por la Universidad de Comité de Cuidado de Animales institucional y el uso de Pennsylvania.

1. Descripción general del aparato de ensayo

  1. El aparato de prueba consta de 24 cámaras cilíndricas transparentes de acrílico de 10 cm de largo y 5 cm de diámetro (volumen total de 200 ml). Este tamaño es apropiado para un típico 25 g de ratón adulto. Cámaras tienen puertos en cada extremo para la entrada y salida de gas. El extremo de salida es extraíble de modo que los animales pueden ser fácilmente cargados en la cámara. Aberturas del puerto de gas son cuidadosamente selladas con cinta de teflón, y juntas tóricas de goma se utilizan para sellar el extremo desprendible de las cámaras cilíndricas.
  2. Cada cámara está montada en un bastidor que se encuentra dentro de un baño de agua. El bastidor se monta de manera que se sumerge sólo la parte inferior de las cámaras (por debajo de las entradas de gas). Para la estabilidad, el extremo posterior de la cámara descansa sobre un soporte de modo que toda la chambER se encuentra en posición horizontal. Esto asegura un contacto uniforme de toda la cámara con el baño.
  3. Tubo de polietileno conecta un tanque de oxígeno a un vaporizador de anestésico, y luego pasa a través de una L / medidor de flujo 10 min. El tubo se divide en 25 resistencias de pequeño diámetro de igual longitud para garantizar la igualdad de flujo se entrega a cada una de las 24 cámaras y a un analizador agente.
  4. Líneas de vacío salir de cada cámara en el extremo opuesto de la entrada de gas. Esto promueve el flujo unidireccional que elimina reinspiración de dióxido de carbono exhalado. Las líneas de vacío se combinan en un colector para conectarse a una tubería de aspiración de la casa. Una válvula pop-off a lo largo de la línea principal de vacío asegura condiciones de presión atmosférica dentro de cada cámara.
  5. El baño se llena con agua suficiente para ponerse en contacto completamente la parte inferior de cada cámara. El agua se hace circular a través del baño y se mantuvo a una constante de 37 º C por una bomba.

2. Controle el sistema antes de la exposición

  1. Cdiablos que la temperatura del baño de agua es de 37 ° C en todo el baño.
  2. El flujo de oxígeno a una velocidad de 5 l / min (200 ml / min por la cámara + analizador de agente). Sumerja cada cámara bajo el agua y buscar burbujas o entrada de agua en la cámara, los cuales son indicativos de fugas. Selle todas las fugas antes de comenzar el experimento.
  3. Para cada cámara, conectar un medidor de flujo de 500 ml / min en la línea después de la cámara para asegurarse de que los flujos son equilibrados a través de cada una de las líneas de gas 25. Esto asegura que los flujos de entrada de 5 l / min se distribuirán de manera uniforme de modo que cada cámara recibe 200 de flujo ml / min. Cualquier cámara de no recibir el flujo esperado debería tener su entrada y el tubo de salida de comprobar si hay obstrucciones.
  4. Calibrar el analizador de agente para asegurar una lectura de 0.00% isoflurano cuando el 100% de oxígeno está fluyendo.

3. Implante Transponder Temperatura

  1. Una semana antes de la habituación, anestesiar a cada ratón con 2% de isoflurano.
  2. Esterilizar la zona dorsal del cuello con betadine.
  3. Inyectar por vía subcutánea transpondedor de temperatura entre los omóplatos utilizando el, aguja estéril del inyector preenvasados.
  4. Supervisar el sitio de la inyección diaria para la infección y la migración del transpondedor.

4. Habituar Animales Chambers Testing

  1. Cuatro días antes de la primera evaluación, coloque todos los ratones en cámaras individuales de 2 horas con 100% de oxígeno que fluye.
  2. Repita el paso 4.1 al día durante los cuatro días previos a la evaluación para evitar los efectos de confusión de estrés debido a un nuevo entorno.

5. Realizar la intervención farmacológica que desea probar los efectos de la anestesia Sensibilidad

  1. Esta intervención puede ser una inyección estereotáxica en una parte específica del cerebro 24, una inyección intravenosa o intraperitoneal 25, o la entrega de un fármaco a un área específica del cerebro a través de la cánula 26.
  2. Debido a que estos mismos procedimientos pueden cambiar la anestesia la sensibilidad en comparación con un animal no expuestos, un grupo de control adecuado debe someterse al mismo procedimiento con inyecciones de vehículo.
  3. Asegúrese de que la intervención farmacológica tiene una adecuada acción de larga duración si usted está planeando hacer un gradual aumento y / o disminución de determinación de la sensibilidad anestésica como se muestra en el paso 6 de abajo, de lo contrario, vaya al paso 7.

6. Evaluar Anestésico sensibilidad mediante el gradual CE 50 Determinación de inducción y emergencia

  1. Coloca cada animal en cámaras individuales con 100% de oxígeno que fluye.
  2. Ajustar la concentración de isoflurano al 0,4% * durante 15 min. Durante los últimos 2 minutos de este período, evaluar reflejo de enderezamiento de cada animal por suaves ondulaciones de la cámara hasta que el ratón se coloca sobre su espalda. El reflejo de enderezamiento se considera intacta si y sólo si el ratón es capaz de restaurar todosde sus patas a la baja de la cámara dentro de 2 min.
    1. * Tenga en cuenta que el 0,4% de isoflurano es una dosis subhipnóticas en ratones C57BL/6J. Si alguno de los ratones pierden su reflejo de enderezamiento en el primer paso, la dosis inicial era demasiado grande y debe reducirse en los días posteriores.
  3. Registre el estado del reflejo de enderezamiento para cada ratón y escanear cada ratón de los datos de temperatura. Se muestra un registro de plantilla en la Tabla 1.
  4. Aumenta la concentración de isoflurano por ~ 0,05% durante 15 minutos y repita el paso 7.2. Continúe haciendo esto hasta que todos los animales han perdido su reflejo de enderezamiento.
  5. Opcional: repita el mismo procedimiento para la disminución de las dosis de isoflurano gradual hasta que todos los animales han recuperado su reflejo de enderezamiento (véase el paso 6.3).
  6. Para finalizar el experimento, apague el isoflurano y lavar el sistema completo con oxígeno al 100% durante 15 min. Esto ayudará a prevenir la hipoxia como los ratones a recuperarse antes de ser devueltos a sus jaulas y protegerá la experimenter de cualquier exposición anestésico.
  7. Opcional: si el número de animales o el número de concentraciones anestésicas están limitados por falta de recursos o de tiempo, las estimaciones-en particular de los parámetros de la curva de ajuste de la pendiente-May Hill tener estimación del error poco apreciada, falsamente baja. En tales casos, puede ser necesario repetir la medición de la sensibilidad anestésica describe en los pasos 6.1 a 6.6 en un máximo de dos días experimentales adicionales para obtener totalmente parámetro de la verdadera pendiente de Hill y su correspondiente estimación de errores.

7. Evaluar los cambios a corto plazo en Anestésico sensibilidad con tiempo de emergencia

  1. Coloca cada animal en cámaras individuales con 100% de oxígeno que fluye.
  2. Ajustar la concentración de isoflurano al 1,2%, que corresponde a la inducción ED 99 para los ratones C57BL/6J de tipo salvaje 20. Mantener durante 30-60 minutos dependiendo de la duración esperada de la acción de la intervención aguda.
  3. Confirmar LORR entodos los animales por suaves ondulaciones cada cámara hasta que los ratones se colocan en la espalda.
  4. Apague el isoflurano y el flujo de oxígeno al 100%. Mida el tiempo hasta que cada animal recupera su reflejo de enderezamiento. Esto se define por la colocación de las cuatro patas en el suelo de la cámara y se confirmó por la presencia de tres pruebas consecutivas con un reflejo de enderezamiento intacta.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La Figura 1 demuestra la utilidad del ensayo LORR por etapas para determinar los efectos a largo plazo de una intervención farmacológica. Ácido iboténico (IBA) es un agonista del receptor de N-metil-D-aspartato (NMDA) glutamatérgica que se utiliza a menudo como una excitotoxina para causar lesiones neuronales permanentes. Aquí se inyectó 10 nl de 1% IBA bilateralmente en el área preóptica ventrolateral (POVL) de ratones C57BL/6J una semana antes de la prueba. La mayoría de las neuronas de este núcleo pr...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aunque la evaluación de LORR en un solo ratón es una tarea aparentemente sencilla, sin embargo es esencial para mantener las condiciones fisiológicas idénticas entre los sujetos con el fin de recopilar datos fiables a partir de un grupo de animales. El aparato LORR estrictamente regulados, de alta capacidad que aquí se presenta ofrece una manera de estandarizar los experimentos y maximizar la eficiencia. Siguiendo los principios básicos de la termorregulación y la distribución equitativa de flujo, este sistema puede ser...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta labor fue apoyada por R01 GM088156 y T32 HL007713-18. Nos gustaría dar las gracias a Bill Pennie y Michael Carman de la Universidad de Pennsylvania Investigación Instrumentación Shop por su ayuda en el montaje de nuestro aparato reflejo de enderezamiento.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Nombre de la empresa de reactivos Número decatálogoComentarios
OxígenoAirgasOX300
IsofluranoButler ScheinCualquier anestésico volátil de interés puede ser sustituido
Nombre del materialEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Caudalímetro másico - 10 SLPMOmega EngineeringFMA-A2309
Caudalímetro másico - 500 SCCMOmega EngineeringFMA-A2305
Analizador de agentes anestésicos/indicador de gasAM BickfordFI-21 Riken
Bomba de agua de calefacciónFisher Scientific13-874-175
Transpondedores de temperaturaBMDSIPTT-300
Lector de temperatura RFBMDSDAS-6007

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Meyer, H. H. Zur theorie der alkoholnarkose. I. Mittheilung. Welche Eigenschaft der An#228;sthetica bedingt ihre narkotische Wirkung? Naunyn Schmiedebergs Arch. Exp. Pathol. Pharmakol. 42, 109-137 Forthcoming.
  2. Overton, C. E. Studien über die Narkose: Zugleich ein Beitrag zur allgemeinen Pharmakologie. , Fischer. Jena. (1901).
  3. Bignall, K. E. Ontogeny of levels of neural organization: the righting reflex as a model. Exp. Neurol. 3 (3), 566-573 (1974).
  4. Franks, N. P. General anaesthesia: from molecular targets to neuronal pathways of sleep and arousal. Nat. Rev. Neurosci. 9 (5), 370-386 (2008).
  5. Smith, W. Responses of laboratory animals to some injectable anaesthetics. Lab. Anim. 27 (1), 30-39 (1993).
  6. Schernthaner, A., Lendl, C., Busch, R., Henke, J. Clinical evaluation of three medetomidine--midazolam--ketamine combinations for neutering of ferrets (Mustela putorius furo)]. Berliner und Münchener tierärztliche Wochenschrift. 121 (1-2), 1-10 (2008).
  7. Mohammad, F. K., Zangana, I. K., Abdul-Latif, A. R. Medetomidine sedation in sheep. Zentralblatt für Veterinärmedizin. Reihe A. 40 (5), 328-331 (1993).
  8. Nicholls, E. A., Louie, G. L., Prokocimer, P. G., Maze, M. Halothane anesthetic requirements are not affected by aminophylline treatment in rats and dogs. Anesthesiology. 65 (6), 637-641 (1986).
  9. Tung, A., Szafran, M. J., Bluhm, B., Mendelson, W. B. Sleep Deprivation Potentiates the Onset and Duration of Loss of Righting Reflex Induced by Propofol and Isoflurane. Anesthesiology. 97 (4), 906-911 (2002).
  10. Pal, D., et al. Determination of Minimum Alveolar Concentration for Isoflurane and Sevoflurane in a Rodent Model of Human Metabolic Syndrome. Anesth. 2 (2), 297-302 (2012).
  11. Eger, E. I., Saidman 2nd,, J, L., Brandstater, B. Temperature dependence of halothane and cyclopropane anesthesia in dogs: correlation with some theories of anesthetic action. Anesthesiology. 26 (6), 764-770 (1965).
  12. Vitez, T. S., White, P. F., Eger, E. I. 2nd Effects of hypothermia on halothane MAC and isoflurane MAC in the rat. Anesthesiology. 41 (1), 80-81 (1974).
  13. Antognini, J. F. Hypothermia eliminates isoflurane requirements at 20 degrees C. Anesthesiology. 78 (6), 1152-1156 (1993).
  14. McKenzie, J. D., et al. Effects of temperature on the anaesthetic potency of halothane, enflurane and ethanol in Daphnia magna (Cladocera: Crustacea). Comp. Biochem. Physiol. C. 101 (1), 15-19 (1992).
  15. Icaza, E. E., et al. Isoflurane-Induced Changes in Righting Response and Breathing are Modulated by RGS Proteins. Anesth. Analg. 109 (5), 1500-1505 (2009).
  16. Drexler, B., Antkowiak, B., Engin, E., Rudolph, U. Identification and characterization of anesthetic targets by mouse molecular genetics approaches. Can. 2 (2), 178-190 (2011).
  17. Wafford, K. A., et al. Differentiating the role of gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptor subtypes. Biochem. 32 (Pt3), 553-556 (2004).
  18. Lakhlani, P. P., et al. Substitution of a mutant α2a-adrenergic receptor via "hit and run" gene targeting reveals the role of this subtype in sedative, analgesic, and anesthetic-sparing responses in. Proc. Natl. Acad. Sci. 94 (18), 9950-9955 (1997).
  19. Sonner, J. M., Gong, D., Eger, E. I. Naturally Occurring Variability in Anesthetic Potency Among Inbred Mouse Strains. Anesth. 91 (3), 720-726 (2000).
  20. Sun, Y., et al. High throughput modular chambers for rapid evaluation of anesthetic sensitivity. BMC Anesthesiol. 6 (1), 13(2006).
  21. Hu, F. Y., et al. Hypnotic Hypersensitivity to Volatile Anesthetics and Dexmedetomidine in Dopamine β-Hydroxylase Knockout Mice. Anesthesiology. , (2012).
  22. Kelz, M. B., et al. An essential role for orexins in emergence from general anesthesia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (4), 1309-1314 (2008).
  23. Moore, J. T., et al. Direct Activation of Sleep-Promoting VLPO Neurons by Volatile Anesthetics Contributes to Anesthetic Hypnosis. Curr. 22 (21), 2008-2016 (2012).
  24. Kirby, E. D., Jensen, K., Goosens, K. A., Kaufer, D. Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat. J. Vis. Exp. (65), e4079(2012).
  25. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771(2012).
  26. Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents. J. Vis. Exp. (20), e880(2008).
  27. Szymusiak, R., Alam, N., Steininger, T. L., McGinty, D. Sleep-waking discharge patterns of ventrolateral preoptic/anterior hypothalamic neurons in rats. Brain Res. (1-2), 178-188 (1998).
  28. Nelson, L. E., et al. The sedative component of anesthesia is mediated by GABAA receptors in an endogenous sleep pathway. Nat. Neurosci. 5 (10), 979-984 (2002).
  29. Li, K. Y., Guan, Y., Krnjević, K., Ye, J. H. Propofol Facilitates Glutamatergic Transmission to Neurons of the Ventrolateral Preoptic Nucleus. Anesthesiology. 111 (6), 1271-1278 (2009).
  30. Friedman, E. B., et al. A Conserved Behavioral State Barrier Impedes Transitions between Anesthetic-Induced Unconsciousness and Wakefulness: Evidence for Neural Inertia. PLoS ONE. 5 (7), e11903(2010).
  31. Lu, J., Greco, M. A., Shiromani, P., Saper, C. B. Effect of lesions of the ventrolateral preoptic nucleus on NREM and REM sleep. J. Neurosci. 20 (10), 3830-3842 (2000).
  32. Sun, X., Whitefield, S., Rusak, B., Semba, K. Electrophysiological analysis of suprachiasmatic nucleus projections to the ventrolateral preoptic area in the rat. Eur. J. Neurosci. 14 (8), 1257-1274 (2001).
  33. Ma, J., Shen, B., Stewart, L. S., Herrick, I. A., Leung, L. S. The septohippocampal system participates in general anesthesia. J. Neurosci. 22 (2), RC200(2002).
  34. Leung, L. S., Ma, J., Shen, B., Nachim, I., Luo, T. Medial septal lesion enhances general anesthesia response. Exp. Neurol. , (2013).
  35. Solt, K., et al. Methylphenidate Actively Induces Emergence from General Anesthesia. Anesthesiology. 115 (4), 791-803 (2011).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

P rdida del reflejo de enderezamientoprueba de inducci n gradualprueba de tiempo de emergenciac maras de anestesiacontrol del flujo de gasmonitorizaci n de la temperaturamodelo de rat nexposici n al isoflurano

Artículos relacionados