Artículo de método

Un biochip electroquímico basado en microfluidos para el análisis de hibridación ADN-Label libre

DOI:

10.3791/51797

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10 de septiembre de 2014

 ,  ,  ,  , 
1MEMS Sensors and Actuators Laboratory (MSAL), Department of Electrical and Computer Engineering, Institute for Systems Research, University of Maryland, 2Institute for Bioscience and Biotechnology Research, Fischell Department of Bioengineering, University of Maryland

En este artículo

Resumen

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Se presenta un biochip electroquímico basado en microfluídico para la detección de la hibridación de ADN. Tras ssDNA sonda funcionalización, la especificidad, sensibilidad y límite de detección se estudian con objetivos ssDNA complementarias y no complementarias. Resultados ilustran la influencia de los eventos de hibridación de ADN en el sistema electroquímico, con un límite de detección de 3,8 nM.

Resumen

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La miniaturización de los procedimientos analíticos de sobremesa en la escala micro proporciona ventajas significativas en cuanto a tiempo de reacción, el coste, y la integración de las etapas de pre-procesamiento. La utilización de estos dispositivos hacia el análisis de los eventos de hibridación de ADN es importante porque ofrece una tecnología para la evaluación en tiempo real de los biomarcadores en el punto de atención para diversas enfermedades. Sin embargo, cuando la huella dispositivo disminuye el dominio de diversas ampliaciones de los fenómenos físicos. Estos fenómenos influyen en la precisión de fabricación y fiabilidad de funcionamiento del dispositivo. Por lo tanto, hay una gran necesidad de fabricar con precisión y operar estos dispositivos en una manera reproducible con el fin de mejorar el rendimiento global. A continuación, describimos los protocolos y los métodos utilizados para la fabricación y el funcionamiento de un biochip electroquímico basado en microfluidos para el análisis preciso de los eventos de hibridación de ADN. El biochip se compone de dos partes: un chip de microfluidos contres micro-canales paralelos hechos de polidimetilsiloxano (PDMS), y un Arrayed electroquímica micro-chip de 3 x 3. Los eventos de hibridación de ADN se detectan usando un análisis de espectroscopia de impedancia electroquímica (EIS). El análisis EIS permite monitoreo de las variaciones de las propiedades del sistema electroquímico que son dominantes en estas escalas de longitud. Con la capacidad para monitorizar los cambios tanto de transferencia de carga y la resistencia difusional con el biosensor, se demuestra la selectividad a los objetivos de ADNss complementarios, un límite de detección calculado de 3,8 nM, y una reactividad cruzada del 13% con otros ssDNA no complementaria siguiente 20 min de incubación. Esta metodología puede mejorar el rendimiento de dispositivos miniaturizados por elucidar sobre el comportamiento de la difusión en el régimen de micro-escala y al permitir el estudio de los acontecimientos de hibridación de ADN.

Introducción

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Lab-on-a-chip de microfluidos dispositivos (LOC) proporciona numerosas ventajas en el diagnóstico clínico, monitoreo ambiental y la investigación biomédica. Estos dispositivos utilizan canales de microfluidos para controlar el flujo de fluido a las regiones del chip donde una variedad de procedimientos puede tener lugar incluida la mezcla de reactivo, de afinidad basada en la unión, transducción de señales, y la célula de cultivo de 1-4. Microfluídica proporciona muchas ventajas sobre las herramientas de diagnóstico clínicos convencionales, tales como lectores de placas de micropocillos o ensayos de cambio de gel electroforético. Los dispositivos microfluídicos requieren de 2 a 3 órdenes de magnitud (nanolitros en oposición a microlitros) menos reactivos para llevar a cabo ensayos similares. Además, estos dispositivos pueden aumentar la velocidad por la cual algunos eventos biológicos se producen debido al confinamiento más pequeña de las especies dentro de los canales 5,6. En tercer lugar, los sensores pueden ser integrados dentro de los dispositivos de microfluidos que utilizan técnicas de litografía y aguafuerte, que pueden proporcionar Detectio sin etiquetasn. Por último, estos dispositivos son baratos de producir y requieren poco trabajo por parte del técnico para operar 7-10.

Detección libre de etiquetas típicamente se realiza usando un transductor óptico o eléctrico. Los dispositivos ópticos pueden presentar un mejor rendimiento de detección debido a la interferencia menor con analitos en la muestra. Sin embargo, su rendimiento se ve comprometida en los casos en que el fondo de la muestra tiene la misma longitud de onda de resonancia como el sensor 11. Hay muchas ventajas de utilizar las señales eléctricas para realizar la detección química y biológica en los sistemas de microfluidos. La fabricación es inherentemente menos complicado ya que estos sensores por lo general sólo requieren electrodos estampados para operar. Además, las señales eléctricas pueden conectarse directamente con la mayoría del equipo de medición, mientras que otras modalidades de señal pueden requerir un transductor para convertir la señal 12-15. Sensores eléctricos comúnmente medir los cambios en impedance 16,17, capacitancia 18, o redox actividad 19. Sin embargo, nuevos desafíos se presentan como estos sistemas son miniaturizados. Los retos más importantes para superar incluyen: preparación de la muestra y la mezcla de fluidos (debido a el volumen de muestra bajo y el número de Reynolds), efectos físicos y químicos (incluyendo las fuerzas capilares, rugosidad de la superficie, las interacciones químicas entre los materiales de construcción y analitos), bajo señalización relación a ruido (producido por el área reducida de la superficie y volumen) 20-23, y la interferencia potencial de analitos electro-activas en muestras biológicas complejas (por ejemplo, de sangre y de saliva). Investigaciones posteriores de estos efectos se traducirá en las directrices para una fabricación precisa y manejo de estos dispositivos de una manera reproducible que mejoren en su desempeño general.

Detección de la hibridación de ADN se utiliza ampliamente para diagnosticar trastornos genéticos 24,25 y diversas formas de Cancer 26. Cada año, varias cepas de la gripe se identifican en los pacientes que utilizan los resultados de las técnicas de hibridación de ADN 27. El virus de la gripe por sí sola representa 36.000 muertes cada año en los Estados Unidos 28. Tales ejemplos podrían beneficiarse de un dispositivo de sobremesa de microfluidos que puede realizar las mismas técnicas de ensayo como un ensayo de desplazamiento en gel de lector de placas o con bajo volumen de muestra y en una fracción del costo sin sacrificar la sensibilidad o especificidad. Debido a las muchas ventajas de detección electroquímica libre de etiquetas, se ha utilizado ampliamente para la detección de eventos de hibridación de ADN 29,30. Una configuración donde los electrodos escala macro (en el rango de milímetros) se sumergen en vasos de precipitados con la solución de interés puede ser utilizado para proporcionar datos muy sensibles con respecto a la cinética de unión de secuencias de ADN de cadena sencilla a sus emparejan secuencias complementarias. Recientemente, ha habido algunos avances en la incorporación de la detección electroquímica en microfluidics para la hibridación de ADN. Se han realizado estudios en relación con la cinética de hibridación 31 y la integración de sensores para la detección de 15 en los canales de microfluidos. Sin embargo, todavía existe una necesidad de un dispositivo de microfluidos rápida de alto rendimiento que puede analizar los eventos de hibridación de ADN en paralelo sin complicados pasos de preparación de muestras.

El dispositivo se presenta en este trabajo proporciona una plataforma que permite múltiples interacciones que se proyectarán en paralelo y sin complicados pasos de preparación de muestras. Nuestro protocolo presenta la forma de microfluidos basada en biochips electroquímicos se microfabricados con la tecnología de sistemas micro-electromecánicos (MEMS) 32,33. Se describe el proceso de fabricación tanto del chip de microfluidos, hecho de polidimetilsiloxano (PDMS), y el chip electroquímica, compuesto por una matriz de electrodos. La funcionalización química del biochip con ssDNA sondas también se aborda. Finalmente, el Abildad del biosensor para detectar específicamente y analizar los objetivos de ssDNA se demuestra. En general, el biochip electroquímico basado en microfluidos es una técnica rápida y el análisis de alto rendimiento. Se puede utilizar para investigar las interacciones entre moléculas biológicas y transductores de conductores, y se puede utilizar en una variedad de aplicaciones de laboratorio en un chip.

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Protocolo

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1. microfabricación del chip de microfluidos

  1. Preparar Electroquímica Viruta
    1. Patrón Oro Electrodos
      1. Enjuague un espacio en blanco 4 '' oblea de silicio (calidad de primer grado) con acetona, metanol, e isopropanol ("AMI" limpio). Enjuague el isopropanol de la oblea con agua desionizada (DI) seguido de secado con pistola de N 2.
      2. Crecer una gruesa capa de pasivación 1 m SiO2 con la deposición de vapor químico mejorada por plasma herramienta (PECVD). Depositar una capa de espesor de 200 Å de cromo seguido de una capa de espesor de 2.000 Å de oro con una herramienta de pulverización catódica DC.
      3. Spin "PR1" fotorresistente positivo (parámetros de giro: 3.000 rpm, 1000 rpm / s, 30 s) para crear película uniforme ~ 1,6 m de espesor. Pre-hornear la oblea durante 1 min a 100 ° C en una placa caliente.
      4. Exponer la oblea con 190 mJ / cm 2 a 405 nm de longitud de onda a través de una fotomáscara. Desarrollar la oblea durante 30 segundos en 352 developer y enjuague la oblea con DI y secar con N2 arma.
      5. Grabe el oro con grabador de oro durante 1,5 min. Grabe el cromo con mordiente de cromo para el ~ 30 seg. Enjuague la oblea con DI y secar con N2 arma.
      6. Pele el fotoprotector con "AMI" procedimiento de limpieza.
        NOTA: OXIDANTE FUERTE Y POTENCIALMENTE EXPLOSIVA.
      7. Limpie la oblea con 4: 1 H 2 SO 4: H 2 O 2 mezcla ("Piranha" limpia) durante 1 min. Enjuague la oblea con DI y secar con N2 arma.
    2. Patrón Platino Electrodos
      1. Spin "PR2" fotorresistente positivo (parámetros de giro: 3.000 rpm, 1000 rpm / s, 30 s) para crear película uniforme ~ 1.4 m de espesor. Pre-hornear la oblea durante 1 min a 100 ° C en una placa caliente.
      2. Exponer la oblea con 30 mJ / cm 2 a 405 nm de longitud de onda a través de una fotomáscara. Hornee la oblea durante 45 segundos a 125 ° C en una placa caliente. Flood exponerla oblea con 1.000 mJ / cm 2 a 405 nm de longitud de onda sin una fotomáscara. Desarrollar la oblea durante 2 minutos en 6: 1 desarrollador AZ400K y enjuague la oblea con DI y secar con N2 arma.
      3. Deposita una capa gruesa 400 de titanio seguido de una capa gruesa de 1.600 Å de platino usando un sistema de evaporación por haz de electrones.
      4. Levante fotorresistente en un baño de acetona a ultrasonidos durante 5 min, seguido de enjuague con acetona e isopropanol. Enjuague la oblea con DI y secar con N2 arma.
  2. Preparar Canales ensayo
    1. Preparar Molde para Canales de ensayo
      1. Enjuague un espacio en blanco 4 '' oblea de silicio (grado de calidad de prueba) con "AMI" procedimiento de limpieza. Enjuague el isopropanol de la oblea con DI seguido de secado con pistola de N 2.
      2. Spin "PR3" fotorresistente negativo (parámetros de hilatura de 2 pasos:. Paso uno - 600 rpm, 120 rpm / s, 10 s Paso dos - 1.150 rpm, 383 rpm / seg,27 seg) para crear película uniforme ~ 100 m de espesor. Pre-hornear la oblea en una placa caliente (parámetros de cocción de 2 pasos:. Paso uno - la rampa encima de la temperatura ambiente a 65 ° C a 300 ° C / hr y mantenga la temperatura durante 10 minutos Paso 2 - rampa de hasta 95 ° C a 300 ° C / hr y temperatura de mantenimiento durante 30 min).
      3. Exponer la oblea con 2.500 mJ / cm 2 a 405 nm de longitud de onda a través de una fotomáscara. Post-hornear la oblea a acelerar hasta 95 ° C a 300 ° C / hr y mantenga la temperatura durante 10 minutos en un plato caliente. Desarrollar la oblea durante 10 min en propilenglicol monometil éter acetato (PGMEA) desarrollador. Enjuague la oblea con isopropanol y se seca con N 2 arma.
    2. Fabrique Canales ensayo
      1. Preparar 10: 1 polidimetilsiloxano (PDMS) mezcla (20 g de elastómero, 2 g de agente de curado) y desgasificar completamente en una cámara de vacío durante 20 min.
      2. Definir un recinto alrededor de la oblea molde con papel de aluminio y verter lentamente el curado PDMSsobre el molde.
      3. Hornear el molde con el PDMS en un horno de caja (parámetros de cocción de 2 pasos:. Paso uno - 5 min rampa encima de la temperatura ambiente a 80 ° C Paso 2 - mantenga a 80 ° C durante 17 min).
      4. Despegue la PDMS del molde y colocar en papel de aluminio. Cortar los chips de ensayo con un cuchillo cirujano, definir agujeros con una herramienta de troquelado de la biopsia.

2. Montar el dispositivo

  1. Alinear manualmente los canales de ensayo PDMS con los electrodos de trabajo en el chip electroquímica. PDMS pega bien al chip electroquímica, el sellado de los canales y la prevención de fugas.
  2. Conecte un tubo flexible (OD 0.087 '' y el ID de 0,015 '') a un codo de plástico o conector recto mediante un tubo flexible corto como un adaptador (OD 0.1875 '' y el ID de 0.0625 ''). Fije los conectores a cada una de las entradas perforados en el dispositivo.
  3. Conectar una jeringa en el otro extremo deel tubo y coloque la jeringa en una bomba de jeringa. Alternativamente cambiar el conjunto de una jeringa, un tubo, y un conector de acuerdo con el procedimiento paso requerido en la sección 3 y su solución correspondiente.

3. Analizar ADN Hibridación

NOTA: Introducir cada solución lentamente en el canal a una velocidad de flujo de 200 l / h hasta que se llena todo el canal.

  1. Funcionalizar cada microcanal vertical con una secuencia de sonda de ADN monocatenario diferente (realizar en paralelo a los 3 microcanales verticales separadas):
    1. Llenar cada microcanal con una solución diferente de incubación sonda de ADN monocatenario (tampón de fosfato 10 mM, NaCl 100 mM, 10 mM tris (2-carboxietil) fosfina (TCEP), y 1 sonda de ssDNA M), y se incuba durante 1 hora seguido de lavado del microcanal con PBS.
    2. Llenar los microcanal con una solución que contiene 1 mM de 6-mercapto-1-hexanol (MCH) en un tampón de PBS 10 mM, NaCl 100 mM y 1,395 mM TCEP, y incubate durante 1 hora seguido de lavado de la microcanal con PBS.
  2. Levante el PDMS, girar 90 ° a una orientación horizontal, y colocar hacia abajo para mostrar filas separadas de cámaras de reacción con cada fila que contiene un contador único y electrodo de referencia (Figura S1).
  3. Rellena los microcanales con solución de medición de control de 4x concentran citrato sódico salino tampón (SSC), y se incuba durante 20 min.
  4. Medición de fondo: Completa los microcanales con 5 mM de ferricianuro de ferrocianuro / 5 mM en solución de PBS y registrar los valores de impedancia del sistema electroquímico para diferentes frecuencias (espectroscopia de impedancia electroquímica; EIS) usando un potenciostato conectado a la de trabajo, contador, y electrodos de referencia ( EIS parámetros: intervalo de frecuencia de 1 MHz a 0,1 Hz, 10 puntos de datos de frecuencia por década, 25 mV de amplitud, 5 mV de polarización frente al electrodo de referencia). Repetir esta medición para cada electrodo de trabajo en los microcanales.
  5. Mida la hibridación de ADN (realizar para cada objetivo ssDNA no complementario y complementaria).
    1. Rellena los microcanales con destino solución de medición ssDNA de 4x concentrado tampón SSC que contiene 1 M de la meta de ssDNA, y se incuba durante 20 min. Mida el ADN según la etapa 3.4.

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Resultados

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Un proceso de fabricación controlable y precisa para el dispositivo experimental es esencial en la investigación. Se permite a los investigadores obtener rendimiento experimentos reproducibles y altas. Aquí hemos demostrado un alto rendimiento, el proceso de microfabricación alta reproducibilidad de un biochip electroquímico basado en microfluídico (Figura 1). Con una baja tasa de fracaso, pocos dispositivos han mostrado problemas de unión que llevan a la solución de las fugas. Con el fin de validar la ...

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Discusión

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Nuestros procedimientos demuestran la fabricación de un biochip electroquímico basado en microfluidos y su utilización para el análisis de los eventos de hibridación de ADN. A través de un proceso de microfabricación de alto rendimiento controlada desarrollamos un dispositivo compuesto por canales microescala integrados con una serie de transductores electroquímicos. Hemos ideado parámetros de procesamiento controlados para el procedimiento de fotolitografía del chip electroquímica y el molde a través de un canal de mic...

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Divulgaciones

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Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

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Los autores agradecen la Fundación Robert W. Deutsch, la Agencia de Reducción de Amenazas de Defensa (DTRA), y la Fundación Nacional de Ciencias Emergentes Fronteras en la Investigación y la Innovación (EFRI) para el apoyo financiero. Los autores también agradecen a la Maryland NanoCenter y su FabLab apoyo instalación de salas limpias.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Oblea de silicona de 4''Ultrasil4-5664Pulido por un lado; Tipo P; Boro dopado; Orientación 1-0-0; Espesor 500 micras; Resistencia 10-20 ohm· cm
Shipley 1813 fotorresistente ("PR1")Microchemfotorresistente
AZ5214 fotorresistente ("PR2")Hoechst Celansefotorresistente
positivo SU-8 50 fotorresistente ("PR3")Microchemfotorresistente negativo
Grabador de oroTranseneTFASin dilución
Grabador de cromoTransene1020ACSin dilución
Elastómero PDMSDow Corning3097366 1004
PDMS Agente de curadoDow Corning3097358 1004
Herramienta de punzonado para biopsiaHealthlinkBP20
Tygon tubo flexibleCole Parmer R 36030.015"
Tygon adaptador flexibleCole Parmer 06417-41Jeringa de 0.0625"
1 mlBeckton-Dickenson301025
Fosfato de potasio monobásicoFluka1551139
Fosfato de potasio dibásico anhidroSigmaRES20765-A7
Cloruro de sodioSigma-AldrichS7653
tris(2-carboxietil)fosfinaAldrichC4706
6-mercapto-1-hexanolAldrich451088
20x tampón concentrado de citrato de sodio y solución salinaSigma93017
Hexacianoferrato de potasio(III)Aldrich455946
ssDNA complementario #1Tecnologías de ADN integradas (IDT)100 nmol ADN oligo5'-GGGACGTCCACGGAGCGCTA
TCGGAGCTTT-3'
Objetivo ssDNA #2Integrated DNA Technologies (IDT)100 nmol ADN oligo5'-/5ThioMC6-D/ACGCGTCAGGTCATTGACGA
ATCGATGAGT-3'
Complementario ssDNA #2Integrated DNA Technologies (IDT)100 nmol ADN oligo5'-ACTCATCGATTCGTCAATGA
CCTGACCCGT-3'
Objetivo ssDNA #3Integrated DNA Technologies (IDT)100 nmol ADN oligo5'-/5ThioMC6-D/ACCTAGATCCAGTAGTTAGA
CCCATGATGA-3'
Complementario ssDNA #3Integrated DNA Technologies (IDT)100 nmol ADN oligo5'-TCATCATGGGTCTAACTACT
GGATCTAGGT-3'
Instrument
Plasma Enhanced Vapor Deposition (PECVD)Oxford InstrumentsPlasmaLab System 100Presión de cámara 1.000 mTorr, Tempreture 200 ° C, potencia de RF 20 W, gases: a) Caudal N2O 710 sccm; b) una composición de 5% de SiH4 y 95% de N2 caudal de gases 170 sccm, SiO2 tasa de crecimiento 690 Å/min.
Unidad de pulverización catódica de CCAJA INTERNATIONALATC 1800-Vpara cromo: Presión de la cámara 10 mTorr, Caudal de argón 20 sccm, Potencia de CC suministrada 200 W, Tasa de pulverización catódica 10 nm/min. Para oro: Presión de la cámara 10 mTorr, Caudal de argón 20 sccm, Potencia de CC suministrada 200 W, Tasa de pulverización catódica 36 nm/min.
Sistema de evaporación E-beamDenton Hechoa medidapara titanio: Presión de la cámara < 2 x 10-6 Torr, Potencia suministrada a la pistola electrónica 7,5 kW, Corriente de filamento 150-200 mA, Tasa de evaporación 6-10 Å/seg. Para Platino: Presión de la cámara < 2 x 10-6 Torr, Potencia suministrada a la pistola electrónica 7,5 kW, Corriente de filamento 150-200 mA, Tasa de evaporación 2-3 Å/seg.
PotenciostatoCH Instruments660D
Bomba de jeringaKD ScientificKDS230

Referencias

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  1. Hong, J., Edel, J. B., deMello, A. J. Micro- and nanofluidic systems for high-throughput biological screening. Drug Discov. Today. 14, 134-146 (2009).
  2. Sun, Y., Kwok, Y. C. Polymeric microfluidic system for DNA analysis. Anal. Chim. Acta. 556, 80-96 (2006).
  3. Xu, Y., Yang, X., Wang, E. Review: aptamers in microfluidic chips. Anal. Chim. Acta. 683, 12-20 (2010).
  4. Yang, W., Woolley, A. T. Integrated multiprocess microfluidic systems for automating analysis. J. Lab. Automat. 15, 198-209 (2010).
  5. Gervais, T., Jensen, K. F. Mass transport and surface reactions in microfluidic systems. Chem. Eng. Sci. 61, 1102-1121 (2006).
  6. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125, 14613-14619 (2003).
  7. Jiang, H., Weng, X. A., Li, D. Q. Microfluidic whole-blood immunoassays. Microfluid. Nanofluid. 10, 941-964 (2011).
  8. Dutse, S. W., Yusof, N. A. Microfluidics-based lab-on-chip systems in DNA-based biosensing: an overview. Sensors. 11, 5754-5768 (2011).
  9. Dittrich, P. S., Manz, A. Lab-on-a-chip: microfluidics in drug discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 5, 210-218 (2006).
  10. Craighead, H. Future lab-on-a-chip technologies for interrogating individual molecules. Nature. 442, 387-393 (2006).
  11. Hunt, H. K., Armani, A. M. Label-free biological and chemical sensors. Nanoscale. 2, 1544-1559 (2010).
  12. Dukkipati, V. R., Pang, S. W. Integrated microfluidic system for DNA analysis. IEEE-NANO 2006. Sixth IEEE Conference on Nanotechnology. 1, 162-165 (2006).
  13. Fang, T. H., et al. Real-time PCR microfluidic devices with concurrent electrochemical detection. Biosens. Bioelectron. 24, 2131-2136 (2009).
  14. Pavlovic, E., et al. Microfluidic device architecture for electrochemical patterning and detection of multiple DNA sequences. Langmuir. 24, 1102-1107 (2008).
  15. Xu, X., Zhang, S., Chen, H., Kong, J. Integration of electrochemistry in micro-total analysis systems for biochemical assays: recent developments. Talanta. 80, 8-18 (2009).
  16. Cai, H., Lee, T. M. -H., Hsing, I. M. Label-free protein recognition using an aptamer-based impedance measurement assay. Sensor. Actuat. B-Chem. 114, 433-437 (2006).
  17. Iliescu, C., Poenar, D. P., Carp, M., Loe, F. C. A Microfluidic device for impedance spectroscopy analysis of biological samples. Sensor. Actuat. B-Chem. 123, 168-176 (2007).
  18. Prakash, S. B., Abshire, P. Tracking cancer cell proliferation on a CMOS capacitance sensor chip. Biosens. Bioelectron. 23, 1449-1457 (2008).
  19. Yamaguchi, A., et al. Rapid fabrication of electrochemical enzyme sensor chip using polydimethylsiloxane microfluidic channel. Anal. Chim. Acta. 468, 143-152 (2002).
  20. Beebe, D. J., Mensing, G. A., Walker, G. M. Physics and applications of microfluidics in biology. Annu. Rev. Biomed. Eng. 4, 261-286 (2002).
  21. Mariella, R. Sample preparation: the weak link in microfluidics-based biodetection. Biomed. Microdevices. 10, 777-784 (2008).
  22. Bhushan, B. Springer handbook of nanotechnology. , 3rd ed, Springer. (2010).
  23. Ghallab, Y. H., Badawy, W. Lab-on-a-chip: Techniques, circuits, and biomedical applications. , Artech House. (2010).
  24. Chee, M., et al. Accessing genetic information with high-density DNA arrays. Science. 25, 610-614 (1996).
  25. Ma, K. -S., Zhou, H., Zoval, J., Madou, M. DNA hybridization detection by label free versus impedance amplifying label with impedance spectroscopy. Sensor. Actuat. B-Chem. 114, 58-64 (2006).
  26. Ito, T., Hosokawa, K., Maeda, M. Detection of single-base mismatch at distal end of DNA duplex by electrochemical impedance spectroscopy. Biosens. Bioelectron. 22, 1816-1819 (2007).
  27. Kao, L. T. -H., et al. Multiplexed detection and differentiation of the DNA strains for influenza A (H1N1 2009) using a silicon-based microfluidic system. Biosens. Bioelectron. 26, 2006-2011 (2011).
  28. Li, J., Chen, S., Evans, D. H. Typing and subtyping influenza virus using DNA microarrays and multiplex reverse transcriptase PCR. J. Clin. Microbiol. 39, 696-704 (2001).
  29. Gautier, C., et al. Hybridization-induced interfacial changes detected by non-faradaic impedimetric measurements compared to faradaic approach. J. Electroanal. Chem. 610, 227-233 (2007).
  30. Ma, Y., Jiao, K., Yang, T., Sun, D. Sensitive PAT gene sequence detection by nano-SiO2/p-aminothiophenol self-assembled films DNA electrochemical biosensor based on impedance measurement. Sensor. Actuat. B-Chem. 131, 565-571 (2008).
  31. Kim, J. H. -S., Marafie, A., Jia, X. -Y., Zoval, J. V., Madou, M. J. Characterization of DNA hybridization kinetics in a microfluidic flow channel. Sensor. Actuat. B-Chem. 113, 281-289 (2006).
  32. Dykstra, P. H., Roy, V., Byrd, C., Bentley, W. E., Ghodssi, R. Microfluidic electrochemical sensor array for characterizing protein interactions with various functionalized surfaces. Anal. Chem. 83, 5920-5927 (2011).
  33. Ben-Yoav, H., Dykstra, P. H., Bentley, W. E., Ghodssi, R. A Microfluidic-based electrochemical biochip for label-free diffusion-restricted DNA hybridization analysis. Biosens. Bioelectron. 38, 114-120 (2012).
  34. Wink, T., van Zuilen, S. J., Bult, A., van Bennekom, W. P. Self-assembled monolayers for biosensors. Analyst. 122, 43R-50R (1997).
  35. McEwen, G. D., Chen, F., Zhou, A. Immobilization, hybridization, and oxidation of synthetic DNA on gold surface: Electron transfer investigated by electrochemistry and scanning tunneling microscopy. Anal. Chim. Acta. 643, 26-37 (2009).
  36. Arinaga, K., Rant, U., Tornow, M., Fujita, S., Abstreiter, G., Yokoyama, N. The role of surface charging during the coadsorption of mercaptohexanol to DNA layers on gold: Direct observation of desorption and layer reorientation. Langmuir. 22, 5560-5562 (2006).
  37. Katz, E., Willner, I. Probing biomolecular interactions at conductive and semiconductive surfaces by impedance spectroscopy: Routes to impedimetric immunosensors, DNA-sensors, and enzyme biosensors. Electroanalysis. 15, 913-947 (2003).

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