Artículo de método

En Vivo Dinámica de Retina Microglial Activación Durante Neurodegeneración: Confocal oftalmoscópico Imaging y Morfometría celular en el ratón Glaucoma

DOI:

10.3791/52731

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11 de mayo de 2015

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1Department of Neurobiology & Anatomy, University of Utah, 2Department of Ophthalmology & Visual Sciences, University of Utah

En este artículo

Resumen

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La activación de la microglia y microgliosis son respuestas clave a la neurodegeneración crónica. A continuación, presentamos los métodos para in vivo, visualización a largo plazo de la retina células microgliales CX3CR1-GFP + por oftalmoscopía confocal y de umbral y los análisis morfométricos para identificar y cuantificar su activación. Hacemos un seguimiento de los cambios microgliales durante las primeras etapas del glaucoma relacionada con la edad.

Resumen

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La microglía, que son células neuroimmune CNS residentes, transforman su morfología y tamaño en respuesta al daño del SNC, el cambio a un estado activado con funciones distintas y perfiles de expresión génica. Los papeles de la activación microglial en la salud, lesiones y enfermedades Todavía no se entiende debido a su regulación dinámica y compleja en respuesta a los cambios en su microambiente. Por lo tanto, es crítico para el monitor de forma no invasiva y analizar cambios en la activación microglial en el tiempo en el organismo intacto. Estudios in vivo de la activación microglial se han retrasado por las limitaciones técnicas para el seguimiento de la conducta microglial sin alterar el entorno del SNC. Esto ha sido particularmente difícil durante la neurodegeneración crónica, donde los cambios a largo plazo deben ser rastreados. La retina, un órgano CNS susceptibles de imágenes en vivo no invasiva, ofrece un potente sistema para visualizar y caracterizar la dinámica de la activación de la microglia durante trastornos crónicos.

en vivo de la microglía de la retina, usando oftalmoscopia confocal (cSLO) y ratones / + reportero CX3CR1 GFP, para visualizar la microglia con la resolución celular. Además, se describen los métodos para cuantificar los cambios mensuales en la activación celular y la densidad en grandes subconjuntos de células (200-300 células por la retina). Confirmamos el uso de la zona de Somal como una métrica útil para el seguimiento en directo de la activación microglial en la retina mediante la aplicación de análisis morfométricos basados ​​umbral automatizado de imágenes en vivo. Utilizamos estos adquisición de imágenes en directo y análisis de estrategias para monitorear los cambios dinámicos en la activación microglial y microgliosis durante las primeras etapas de la neurodegeneración de la retina en un modelo murino de glaucoma crónico. Este enfoque debe ser útil para investigar las contribuciones de microglia a declive neuronal y axonal en los trastornos crónicos del sistema nervioso central que afectan a la retina y el nervio óptico.

Introducción

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La microglía son células neuroimmune que residen exclusivamente en el sistema nervioso central (CNS) desde el desarrollo embrionario temprano y durante la edad adulta. Equipado con un complejo repertorio de receptores, la actividad microglial y la heterogeneidad regional se rigen por su interacción bidireccional con las neuronas vecinas, glia, barrera hematoencefálica y la infiltración de células neuroinflamatorios 1,2. Funciones microgliales basales contribuyen al mantenimiento y reparación fisiológica, ya que prueben su territorio de las perturbaciones en la homeostasis de 3,4. Durante una lesión o enfermedad del SNC, microglia son los primeros en responder a las señales neuronales que luego desencadenan su transición a un fenotipo reactiva, denominado "microglia 2,5-7 activado. La activación de microglía implica un ciclo complejo de genes y la expresión de la proteína, que están acoplados a soma celular y cambiar el tamaño de proceso y la remodelación de 6-9. La activación de la microglia, así como la redistribución celular yclustering, puede ir acompañada del aumento general local en el número de células (denominado microgliosis). Esto puede ser el resultado de la proliferación celular y la auto-renovación, con o sin reclutamiento de monocitos derivados de la sangre 3,4,7,10-14. En una amplia gama de enfermedades del SNC, crónicas dependientes de la edad, sostenida microgliosis y la enfermedad paralela activación microglia progresión 15-19. Cómo microglia neurodegeneración impacto sigue siendo poco clara, principalmente porque desempeñan ambos papeles neuroprotectores y nocivos que pueden tener diversas contribuciones a la aparición de la enfermedad y la progresión. Estudios de imagen en directo dirigidas a la comprensión de la enfermedad crónica del SNC han monitoreado el comportamiento microglial en el SNC dañado de modelos animales y los seres humanos, y ha demostrado que las alteraciones microgliales son principios detectable en las etapas iniciales de la enfermedad 15-17,19,20. Por lo tanto, es fundamental para desarrollar enfoques para detectar y vigilar la activación microglial en vivo.

Dete no invasivacción de los cambios regionales en la activación de la microglia cerebral se estableció como un importante indicador en vivo de la progresión de la enfermedad neurodegenerativa, utilizando la imagen molecular o bioluminiscencia y la tomografía por emisión de positrones o la resonancia magnética 18,21,22. Estos métodos de imagen molecular y nuclear altamente cuantitativos y no invasivos detectan gliosis con la resolución regional. Por otra parte, de dos fotones de imagen confocal en CX3CR1 GFP / + ratones ha permitido la observación de la microglía del cerebro con la resolución celular 3,4,9,20,23-28. Sin embargo, este enfoque limita a largo plazo y la observación repetida de alteraciones crónicas microgliales, dado el riesgo potencial de alterar su comportamiento mediante técnicas de imagen cerebral incluso mínimamente invasivos 29. Alternativamente, la retina ofrece las condiciones óptimas para la visualización directa, en vivo y monitoreo repetido de microglia en su intacta nicho SNC largo envejecimiento, después de una lesión aguda, ypotencialmente durante enfermedades neurodegenerativas crónicas. Así, los estudios recientes han demostrado la viabilidad de imágenes de alta resolución de la microglía de la retina que expresan GFP mediante la adaptación de la oftalmoscopía confocal de barrido láser (cSLO) a la imagen en vivo CX3CR1 GFP / + ratones. Esto ha sido utilizado para rastrear los cambios semanales en GFP + el número de células en ratones individuales de hasta 10 semanas después de la lesión aguda inducida o hipertensión ocular 30-36.

Hemos extendido este enfoque para realizar las imágenes a largo plazo durante varios meses, y cuantitativamente seguimiento de los cambios en la activación de la microglia en función del tamaño soma usando análisis morfométrico. Tamaño Somal se definió como una métrica útil de la activación de la microglia en los estudios de imagen en vivo de dos fotones usando microscopía confocal en rodajas corticales para realizar imágenes in vivo de CX3CR1-GFP + microglia 9. Estos y otros estudios también demostraron la correlación entre el tamaño Somal y los niveles de expresión de la proteína Iba1, whICH también aumenta con la activación de 9,37. Por lo tanto, microglia activada puede ser identificado en ratones vivos, y su número y distribución monitoreado en el tiempo durante la salud y la enfermedad del SNC.

Este protocolo describe métodos para la adquisición de imágenes en vivo cSLO y análisis para controlar el número de células microgliales, la distribución y la activación morfológica durante células ganglionares (RGC) degeneración de la retina (Figura 1). Por lo tanto, este estudio utiliza: 1) un modelo de ratón de glaucoma heredado (DBA / 2J) que sufre nervio óptico dependiente de la edad y la neurodegeneración de la retina y muestra una notable variabilidad en la progresión de la enfermedad entre 5 y 10 meses de edad 38,39, 2) mensual cSLO de formación de imágenes in vivo para la visualización a largo plazo de las células GFP + en la retina y el nervio óptico unmyelinated de heterocigotos CX3CR1 GFP / + ratones DBA / 2J de edad 3-5 meses, 3) análisis de imágenes en vivo por la segmentación y de umbral para aislar somas de células y medida laárea de IR. Estas estrategias se aplican para evaluar la cinética de estados de activación microglial de la retina durante las primeras etapas de glaucoma crónico.

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Protocolo

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En vivo de imágenes se realiza en instalaciones libres de patógenos utilizando los protocolos aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Utah.
NOTA: Este protocolo de formación de imágenes se utiliza para reportero ratones en los que la microglía de la retina y la infiltración de monocitos / macrófagos expresan la proteína fluorescente verde (GFP) bajo el control del locus del receptor de fractalquina (CX3CR1).

1. En Vivo Imaging de Retina GFP + Microglia por confocal de barrido láser oftalmoscopia (cSLO)

  1. Encienda el sistema de calefacción con control de agua, ajuste para estabilizar la temperatura del ratón entre 35-37 ºC durante el procedimiento, y conectar dos almohadillas térmicas.
    1. Inicie el sistema confocal oftalmoscopio láser de exploración (cSLO) (Figura 2). Abra el programa cSLO, introduzca la información que identificará el ratón individual y establecer una curvatura corneal de 2 mm (menú de datos del paciente).
  2. Prepárese para imaging. Encajar de forma segura un 55º de campo amplio lente objetivo limpia en su zócalo. Preparar la plataforma de imágenes oftalmoscopio asegurando una almohadilla eléctrica cubierto con papel limpio. Utilice clips para aplanar la almohadilla y el papel y evitar que se bloquea el movimiento de la lente objetivo.
  3. Anestesiar el ratón por inyección intraperitoneal de 1,3% 2,2,2-tribromoetanol y 0,8% de alcohol terc-amílico (250 mg / kg de peso corporal; 0,5 ml / 25 g de peso corporal) usando una aguja de 30½ G montado en un desechable 1 ml jeringa. Ratón y vuelta a su jaula, mantenido sobre una almohadilla térmica.
    NOTA: La entrega de la anestesia mediante inyección contra la inhalación permite fácil posicionamiento del ratón para la imagen y el acceso sin obstáculos a los ojos, sin nariz conos y tubos.
  4. Una vez que el animal deja de moverse y no responde a la pizca de cola, inducir dilatación de la pupila con tropicamida y fenilefrina (0,5% cada uno), colocando el animal en decúbito prono y cubrir ambos ojos con las gotas de 7 min.
  5. Después de 5 min, pata el ratón boca abajo en el centro de la plataforma oftalmoscopio, y lentes de contacto se ajustan sobre ambos ojos, la aplicación de presión mínima.
    NOTA: Las lentes de contacto son pequeñas y frágil, pero pueden ser cuidadosamente manejados con los dedos, aunque fórceps pueden utilizarse en lugar 40. El uso de lentes de contacto es opcional, pero se recomienda ya que minimiza la sequedad ocular y preserva la transparencia corneal durante la exploración.
  6. Después de 7 min, orientar el ratón con el ojo derecho frente a la lente del objetivo y de la órbita paralela a la lente del objetivo, manteniendo el animal suelto cerca del borde de la plataforma (Figura 2B). Para recoger imágenes de saturación y la orientación comparable, constantemente mantener la distancia del ojo a la lente de objetivo, así como la alineación del ojo a la trayectoria de la luz a lo largo de las sesiones de formación de imágenes. Clip largos bigotes que interfieren con la observación del ojo.
    NOTA: Para el próximo 8-10 minutos, el ratón no se mueve ni parpadea, y lo hará respirar con movimiento suavetos, que son seguidos por el cSLO seguimiento de los ojos ART modo (automático en tiempo real), que ajusta la posición del cabezal de escaneo basado en hitos del fondo de ojo con alto contraste. Pasado ese tiempo, los ratones comienzan jadeando y parpadeando, haciendo de imágenes poco práctico.
  7. Si la imagen se realiza sin el uso de lentes de contacto, aplicar PBS cae a ambos ojos cada 2-3 min para evitar que se seque.
  8. Recolecta la imagen del fondo de ojo de la vascularización de la retina y del nervio óptico, se centró en la retina interna.
    1. Seleccione el modo de infrarrojo (IR) y ajustar la configuración a 820 nm de excitación, 100% de potencia del láser, 40-60% de sensibilidad (Figura 2C).
    2. Trabajar en el modo de alta velocidad (12,6 marco / seg), localice el ojo utilizando el joystick para conducir el oftalmoscopio. A menor aumento, inspeccione la córnea y el cristalino para lesiones o la opacidad, y excluir de los ojos de estudio con defectos o daños que afectarán imágenes de la retina (Figura 3A).
    3. Localice el área del disco óptico (la superficie dela cabeza del nervio óptico, ONH) por lo que el objetivo más cerca del ojo, luego centrar la imagen en él y bloquear esta posición atornillando el joystick. Esta alineación del ojo para el oftalmoscopio es clave para obtener incluso el enfoque y la emisión a través de la imagen.
    4. Visualizar los planos internos de la retina, así como la ONH, utilizando los principales vasos sanguíneos situados en la superficie vítrea de la retina como un plano de referencia focal (59 y 60 D), o más profundo (55 D) en los ojos que muestran óptica excavado discos. El enfoque óptimo debería resolver circulante glóbulos dentro de los vasos sanguíneos principales, con su luz y paredes claramente diferenciadas.
    5. Optimizar la saturación de la imagen ajustando el dial en el panel de control de pantalla táctil, hasta que un halo blanco de iluminación uniforme se extiende en la mayor parte del campo de 55º fundus alrededor del disco óptico (con ligera sobreexposición). A continuación, baje la saturación para optimizar el contraste hasta que las células de la sangre en movimiento a lo largo de los principales vasos pueden ser claramente resueltos. Si oscura focaláreas persisten, no debido a daño en la retina, realinear el ojo a la cámara hasta que se obtiene una imagen brillante de manera uniforme. Este ajuste es fundamental para capturar conjuntos reproducibles de imágenes en la posición y la calidad.
    6. Se recoge una imagen IR de alta resolución de la retina central (1.4 a 1.7 mm de diámetro, dependiendo de la edad), con un promedio de 30 cuadros en tiempo real (4,7 fotogramas / seg; normalizado), para mejorar la relación señal-ruido (Figura 2D ).
  9. Inmediatamente, adquirir una imagen de fluorescencia de GFP + microglia y / o monocitos infiltrantes localizadas a los planos internos de la retina y la CNO.
    NOTA: Optimización de la imagen del fondo de ojo IR de la retina determina la resolución de la imagen de fluorescencia de las células GFP +, así como la extensión de la retina interna se extendió. Si no se centrará los planos internos de la retina, que puede ser detectada por la mala resolución de la vasculatura, dará lugar a GFP + células vistas atenuados (Figura 3B). Si no se ajusta satu IRración afecta correcta y uniforme la imagen de fluorescencia (FA), la introducción de variaciones de artefactos en las buenas prácticas agrarias + células intensidad y tamaño (Figura 3C).
    1. Swich a la fluorescencia modo de imagen (FA) en el panel de la pantalla táctil, utilizando azul, de excitación 488 nm láser (460-490 nm conjunto filtro de barrera), y los ajustes de adquisición (100% de la potencia del láser y 100-125% de sensibilidad), que se mantienen constante para todos los ratones (Figura 2E).
    2. Reunir un solo punto xy, imagen de fluorescencia bidimensional de la retina, y la captura de una imagen de fondo de ojo de inmediato en la posición idéntica (100x promedio exploración; 55º ángulo de exploración tanto de imágenes; Figura 2F).
    3. Capturar una imagen de multipunto seleccionando "compuesto" en el panel de control (Figura 2G) y moviendo el derecho oftalmoscopio y la izquierda, la panorámica de la retina a través del eje-nasal temporal (Figura 2H).
      NOTA: Después de escanear una sola imagen xy-punto (100x spuede promediar), el software promedios automáticamente nuevos scans de las mismas y las nuevas áreas (circunscritos con un círculo verde durante la exploración óptima, o rojo cuando el análisis es inviable), y todos los puntos de sutura-xy posiciones en tiempo real. La imagen compuesta resultante se extiende por 1.5 a 1.7 mm en el eje horizontal x 3-4 mm en el eje vertical (55º x 120-124º ángulo de exploración).
  10. Imagen completa de cada ratón dentro de los 15 minutos después de la inducción de la anestesia, antes de parpadear y se reinicia de movimiento.
  11. Quitar las lentes de contacto, ojos de hidratos con PBS y devolver el animal a su jaula calentado, comprobando el comportamiento hasta la recuperación completa de la motilidad.
  12. Para los estudios longitudinales utilizando intermitentes sesiones cSLO-de formación de imágenes en el mismo ratón individual, repetir de formación de imágenes no menos de 3 días de diferencia para evitar la toxicidad acumulativa de la anestesia, así como irritación de la córnea.

2. Vivo Procesamiento y Análisis de Imágenes

  1. Alineación de la imagen secuencial:
    1. Alinearlas imágenes de fondo de ojo para una serie temporal de la misma ojo utilizando la vasculatura y disco óptico como puntos de referencia. Abra todas las imágenes en un programa de presentación de diapositivas comercial, arrastrando cada imagen sobre la anterior hasta que sus discos ópticos se alinean en el plano xy (la imagen superior aparece semitransparente mientras era arrastrado), a continuación, gire la imagen superior hasta su los principales vasos sanguíneos se superponen con la vasculatura en la imagen de abajo (se centran en los vasos más alejado del disco óptico). Registre el ángulo de rotación para cada imagen y guardar esta serie de tiempo para futuras referencias, hacer el seguimiento de la identidad del ratón y de los ojos.
    2. Alinear la serie correspondiente de imágenes de fluorescencia individuales xy de punto mediante la aplicación del ángulo de grabado para corregir la rotación xy en cada punto de tiempo, usando un programa editor gráfico de trama. Además, ajustar la resolución de 300 dpi (sin cambio de escala) y el fondo (en el modo RGB, seleccione Niveles y muestra la luz de un vaso sanguíneo como negro). Guarde estas imágenescomo archivos TIF, añadiendo "alineado" a sus nombres.
  2. Segmentación celular microglial:
    1. Para identificar las células GFP + en la retina central, abierta en FluoRender el archivo TIF "alineado" correspondiente al primer punto de tiempo / edad. Ampliar la imagen para ajustarse a la pantalla, a continuación, definir la vista Render (compuesto, ortogonal, interpolado) y sus propiedades (0,58 gamma, 255 punto de saturación, luminancia 255, 195 alfa y 1,00 sombreado), la selección tanto de los canales RG como visible (ocultar canal B haciendo doble clic en él en el marco de área de trabajo; Figura 4A).
    2. Para seleccionar celdas individuales, umbral del canal rojo (debe ser destacado en el marco de área de trabajo), al aumentar el umbral bajo hasta que la mayoría de las células se enmascaran (blanco) con superposición de células y procesos mínimos (cian), manteniendo constante el umbral alto (255). El bajo valor umbral varía entre 100 y 170, dependiendo de la intensidad de fluorescencia (Figura 4B </ Strong>).
    3. Guardar este punto de vista con el canal rojo visible sólo (comando de captura) como un nuevo archivo TIF, y agregó que "cellsegm" a su nombre original (Figura 4C). Usando una trama genérica software de edición gráfica, invierta su escala de grises y ajustar la resolución de 300 dpi que el anterior, y guardar de nuevo como RGB (Figura 4D).
      NOTA: Elimine las carpetas (proyectos) creados automáticamente por FluoRender, y guardar el umbral aplicado para referencia futura.
  3. Segmentación soma microglial y morfometría:
    1. Para identificar GFP + somas de células para el área de la cuantificación, utilizar software de análisis de imagen con las mediciones automatizadas de intensidad y capacidades de umbral, así como a base de umbral objeto de conteo y medición. Abra el archivo TIF "cellsegm" y seleccionar el método de cambio de escala (spline) y el canal rojo (haga clic en la ficha roja en RGB). Mejorar la visualización desmarcando "canal de vista de color" (clic derecho en el RG rojoPestaña B), y seleccionando "complementar los colores" (Imagen / Ajustar imagen) para invertir la escala de grises y ver las celdas en color gris / negro sobre fondo blanco (Figura 4E).
    2. Calibre la imagen para 1.4 a 1.7 mm dependiendo de la edad, dibujando una línea horizontal a través de toda la imagen (calibración, calibración rápida).
    3. Segmento somata célula individual mediante la aplicación de umbrales de intensidad (Figura 4B). Para ello, el trabajo en el canal RGB rojo y abrir la función de Intensidad Umbral (Object Count; la selección de comandos "update count") con el fin de realizar un seguimiento de los parámetros bidimensionales para cada región umbrales concretos de interés (ROI) que representa somata individual.
    4. Definir el umbral de intensidad en el histograma de intensidad, mediante la selección de la más baja de 50-60% de los niveles 255, y refinando el valor umbral definitiva mediante la evaluación visualmente la superposición entre la máscara de color umbral (azul) y el perímetro soma celular (gris) en células individuales (Figura 4E).
    5. Estimar la exactitud de las máscaras soma celular para representar las dimensiones Somal midiendo el área antes y después de la segmentación en 10 células y aceptar el rango de umbral seleccionado si las mediciones difieren menos del 10% (use la barra de herramientas binario y Medidas anotados).
    6. Identificar manualmente ROI Somal que incluyen varias celdas y separan estos elementos (eliminar o ROI separadas utilizando los controles de la barra de herramientas binario, o el catálogo de objetos), mientras que alternar / desactivar el binario para visualizar directamente las células (Figura 4F).
    7. Clasifique las células microgliales como ROI con áreas Somal más grande y más pequeño que el 50-60 micras 2 discriminar somata celda correspondiente a microglia activada y desactivada microglia, respectivamente, mediante el uso de la zona de restricción.
      NOTA: Cada subconjunto Somal celda se identifica con una capa binario pseudocoloreada diferente, y puede caracterizarse adicionalmente para otros parámetros morfológicos (périméter, la circularidad, etc.), así como cuantificar dentro de los sectores de la retina discretas (Figura 4G). Guarda la imagen analizada como un archivo ND2.
    8. Verifique el proceso y la complejidad de ramificación en las células microgliales activadas individuales, mediante la superposición de la máscara Somal y la imagen -point sola xy (contraste aumentó 50%; Figura 4H). Manualmente contar los procesos que se extienden directamente desde el soma celular o medir el diámetro del polígono que abarca el eje (utilizar la barra de herramientas binario y Medidas anotados).
      NOTA: Activado células carecen de procesos o tienen pocos (<4) y corto (<2x diámetro Somal) queridos, en contraste con los procesos no activadas de células, que comprenden un cenador ramificada y extensa (> 3-10x diámetro Somal) que rodea su relativamente pequeña soma.
    9. Identificar manualmente células con expresión somata menor que <20 micras 2 y / o GFP por debajo del límite de detección, por lo tanto, que no son detectados por enumbralización intensidad. Utilice el comando Taxonomía en Anotaciones a contar elementos identificados manualmente.

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Resultados

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Nuestros reciente in vivo estudios utilizaron estos métodos de adquisición y análisis de imágenes en vivo de visualizar y realizar un seguimiento de la cinética y los patrones de la CNO y cambios microgliales retina durante las primeras etapas del glaucoma crónico y su relación con finales de neurodegeneración 59. Aquí ilustramos un protocolo de adquisición de imágenes cSLO de visualizar las células microgliales en una gran área de la retina central en individuales jóvenes heterocigotos CX3CR1-GFP DB...

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Discusión

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Monitoreo en vivo del número de células y la activación microglial morfológica durante una enfermedad neurodegenerativa requiere el uso de métodos de imagen no invasivas que permiten la visualización detallada de las características celulares. Después de las imágenes, las células microgliales deben ser aislados (segmentado) para el análisis morfométrico mediante el uso de múltiples pasos de umbral para evaluar el tamaño Somal y / o complejidad del proceso como lecturas para la activación microglia. En este protocolo, se...

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Divulgaciones

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Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

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Agradecemos al Instituto de Computación Científica e Imágenes de la Universidad de Utah por el uso del software FluoRender (R01GM09815). Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Fundación para la Investigación del Glaucoma, la Fundación Melsa M. y Frank Theodore Barr y el Instituto Nacional de Salud de los Estados Unidos, (R01EY020878 y R01EY023621) a M.L.V., y (R01EY017182 y R01EY017950) a B.K.A.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Ratones DBA/2J y CX3CR1-GFP/+ Los ratones JacksonLaboratory, Bar Harbor, ME000671 y 00582se crían en casa, introduciendo nuevos reproductores cada 3 o 4 generaciones para evitar la deriva genética.
30 y frac12; La aguja G y la jeringa de punta deslizante de tuberculina de 1 mlBD, East Rutherford, NJ305106 y 309659
2,2,2-tribromoetanol, terc-Amyl alcohol 99% y solución salina tampón de fosfatoSigma-Aldrich, St. Louis, MOT48402, 152463 y P4417Avertin solution (pH 7.3, filtrada estéril) deben ser una solución recién hecha o almacenada a 4 & grados; C hasta por 1 semana.
Terapia de calor T/PumpGaymar Industries, Orchard Park, NYTP-650
Aplicadores con punta de algodónFisher Scientific, Pittsburgh, PA23-400-100
Tropicamide 1%Bausch & Lomb, Rochester, NYNDC 24208-585-64
Lentes de contacto de PMMA, curva base de 1,70, diámetro total de 3,2 mm, centro de 0,40 mm de grosorCantor & Nissel Ltd., Northamptonshire, Reino UnidoG003709Las lentes se enjuagan con PBS estéril y se almacenan en cajas de polipropileno.
Oftalmoscopio láser de barrido confocal HRA/Spectralis y software Eye ExplorerHeidelberg Engineering GmbH, Carlsbad, CAVersión 1.7.1.0
PowerPointMicrosoft, Redmond, WAVersión 14.4.3
Adobe PhotoshopAdobe, San José, CAVersión CS3
FluoRenderInstituto de Computación Científica e Imagen, Universidad de UtahVersión 2.13Programas gratuitos. http://www.sci.utah.edu/software/13-software/127-fluorender.html
NIS-Elements CNikon, Melville, NYVersión 4.30.01

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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