La diseminación metastásica del cáncer es la principal causa de muerte por cáncer. Proporcionamos una descripción en profundidad de nuestra metodología de la cirugía de supervivencia para el establecimiento de un sistema de modelo de ratón singénico "-paciente como" ortotópico para el estudio de los mecanismos de la metástasis en tumores de órganos sólidos.
Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Artículo de método
Un "paciente-Like" ortotópico Singénico modelo de ratón de carcinoma hepatocelular Metástasis
En este artículo
Resumen
Resumen
La mayoría de las muertes relacionadas con el cáncer son causadas por la metástasis del cáncer en lugar del tumor primario en sí. Sin embargo, los mecanismos subyacentes de la metástasis del cáncer aún no están claros. Los modelos animales son esenciales para dilucidar los mecanismos y evaluar nuevas estrategias para el tratamiento de los cánceres metastásicos. Aquí, se proporciona una descripción detallada de un modelo de ratón singénico ortotópico "similar al paciente" para explorar los mecanismos de metástasis de tumores de órganos sólidos. Se describe la implantación quirúrgica de supervivencia de células de carcinoma hepatocelular de ratón BNL 1ME A.7R.1 directamente en el hígado (el órgano de origen) de la cepa endogámica de ratón de laboratorio inmunocompetente de tipo salvaje, BALB/c. El éxito y la reproducibilidad de esta metodología recomiendan su uso generalizado para dilucidar los mecanismos biológicos de la metástasis del cáncer de órganos sólidos.
Introducción
El carcinoma hepatocelular (CHC) es uno de los cánceres más letales, con mal pronóstico y baja esperanza de vida. Casi todas las muertes relacionadas con el cáncer se deben a la diseminación metastásica de la enfermedad desde el órgano de origen a otros órganos distantes2-6. La progresión del CHC es un proceso complejo. Por lo tanto, ser capaz de modelar el microambiente tumoral que se encuentra naturalmente en el CHC metastásico en modelos animales puede resultar una forma exitosa y útil de revelar mecanismos relevantes en humanos. 7Desafortunadamente, los mecanismos de la metástasis del cáncer aún no están claros. Por lo tanto, existe la necesidad de establecer modelos animales que nos permitan dilucidar los mecanismos moleculares subyacentes de las metástasis de cánceres como el HCC3,5.
Los sistemas de modelos de ratón son un enfoque muy útil para delinear mecanismos y evaluar estrategias novedosas para el tratamiento de cánceres humanos metastásicos5,8. Los diversos sistemas de modelos de ratón que existen actualmente son un testimonio de los esfuerzos de los investigadores para describir correctamente la complejidad de la enfermedad5,8,9.
Ogunwobi y sus colegas utilizaron recientemente un enfoque quirúrgico de supervivencia para demostrar el establecimiento de un nuevo modelo de ratón singénico ortotópico para el estudio de la metástasis en el HCC3. Su trabajo estableció un modelo de ratón "similar al paciente" que recapitula las característicasde los CHC agresivos y metastásicos. Además, demostraron que este sistema de modelo de ratón se puede utilizar para estudiar la biología de las células tumorales circulantes, y que esto tiene potencial para obtener nuevos conocimientos sobre los mecanismos de la metástasis del cáncer.
El objetivo de este artículo es describir en detalle la metodología utilizada para establecer este modelo de ratón singénico ortotópico "similar al paciente" de metástasis de CHC3. Se describirá la metodología de cómo implantar células de CHC de ratón BNL 1ME A.7R.1 directamente en el hígado (el órgano de origen) de la cepa endogámica de ratón de laboratorio inmunocompetente de tipo salvaje, BALB/c3, mediante cirugía de supervivencia. A diferencia de otros modelos tumorales de xenoinjertos de ratón en los que se implantan células tumorales humanas en ratones inmunodeficientes, este sistema es singénico y, por lo tanto, es adecuado para estudiar el papel del sistema inmunitario en la metástasis tumoral3,5,8. Es probable que este enfoque se utilice ampliamente para estudiar los mecanismos de metástasis en los cánceres de órganos sólidos.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Protocolo
Declaración de Ética
Todos los estudios con animales fueron aprobados por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional (IACUC) de Hunter College de la City University de Nueva York.
Nota: ocho ratones BALB / c fueron utilizados en este procedimiento experimental. Cinco ratones BALB / c fueron implantados con 5 x 10 6 células de carcinoma hepatocelular BNL 1ME A.7R.1 ratón para producir los tumores primarios. Tres ratones BALB / c sin implantaciones se utilizaron como controles. BNL 1ME A.7R.1 es una línea celular de carcinoma hepatocelular murino que se derivó por transformación química de la no tumorigénicos línea celular de hepatocitos murinos BNL CL.2. BNL 1ME A.7R.1 se obtuvo de la American Type Culture Collection (ATCC).
1. Pre-cirugía
- Asegúrese de que los ratones de todas las cirugías de supervivencia son saludables. Para asegurar que los ratones están sanos, inspeccionar signos de deshidratación por abombamiento de la piel. No utilice los ratones con cualquier evidencia de enfermedad o distress en estos experimentos.
- Pesar ratones para asegurarse de que no son de bajo peso. Asegúrese de que el peso es al menos 16-20 gramos.
- Preparar 5 × células HCC ratón 10 6 BNL 1ME A.7R.1 para la implantación por ratón:
- Aspirar los medios de comunicación a partir de 10 ml de 60% - placa de cultivo de células confluentes 70% de las células de HCC A.7R.1 ratón BNL 1me. Lavar dos veces con 5 ml de PBS. Añadir 2 ml de tripsina al plato y se incuba a 37 ° C en un incubador humidificado con aire y 5% de CO 2 durante 5 min.
- Posteriormente, pipeta de 10 l tripsinizaron células en un hemocitómetro manual para el recuento de células bajo un microscopio con una ampliación de 10X. Contar el número total de células que se encuentran en los cuatro grandes cuadrados de las esquinas y multiplicar el factor de dilución por el número total de células. Luego, divida por el número de plazas contadas y multiplíquelo por 10 6 para la concentración de células (células por ml).
- Usando el cálculo, recolectar 5 millones de células por ratón en estéril1,5 ml tubos de microcentrífuga. Etiqueta de 1,5 ml tubos de microcentrífuga.
- Resuspender las 5 × 10 6 células BNL 1ME A.7R.1 ratón HCC en 100 l de tampón fosfato salino (PBS). Mantenga estas células en hielo hasta la implantación en cirugía.
- Realizar las actividades necesarias para la preparación de los ratones para la cirugía, tales como la inducción de la anestesia y el pelo de recorte de distancia de los equipos y materiales estériles para evitar la contaminación.
- Inducir la anestesia general en los ratones por inhalación de isoflurano usando un vaporizador de isoflurano junto con oxígeno a una velocidad de flujo constante de 1 concentración de L por minuto (aprox. 2,1%). Nota: El sistema es autosuficiente, e incluye un vaporizador de precisión, un suministro de oxígeno y un filtro de carbón activado que está vinculada a un circuito de respiración necesaria para la recogida de gases / anestésico.
- Asegúrese de que la anestesia es la adecuada para evitar que el animal sometido a dolor durante la cirugía. Realizar toe-pinch y observar animales por falta de responsiveness para confirmar la anestesia.
- En ese momento, cambiar la línea de la válvula, el sello de la caja y abierto al cono de la nariz.
- Tan pronto como el ratón se anestesia, aplique una pequeña cantidad de una pomada oftálmica para las córneas como una medida preventiva de secado y daños.
- Posteriormente, mover el animal a la zona de preparación, con el cono de la nariz correctamente colocado y conectado (para la anestesia de mantenimiento). Preparar el sitio de la incisión quirúrgica para la cirugía por la depilación en esta zona de preparación.
- Asegúrese de que el área de la cirugía es en un lugar libre de toda otra actividad.
- Asegúrese de que la superficie de trabajo es robusto y debidamente desinfectados, inmaculado y libre de desorden antes de la cirugía. Coloque un pedazo estéril de lino o bandeja quirúrgica sobre ella.
- Asegúrese de que el campo operatorio es permitida sólo a las personas que llevan a cabo la cirugía. Asegúrese de que la sala de cirugía se limpia y se barrió con un limpiador apropiado y rocía con un disinfe apropiadactant.
- Asegúrese de que también se coloca lejos de puertas y ventanas como corrientes de aire puede esparcir el polvo que conduce a la contaminación del sitio.
- Realizar la cirugía de supervivencia con instrumentos estériles. De cualquier remojo instrumentos en un desinfectante de acuerdo con la recomendación o autoclave del fabricante. Utilice suministros estériles básicos que están listos para su uso.
- Instrumentos separados según su función para ayudar a prevenir la contaminación de las zonas estériles.
- Afeitado aproximadamente 1 pulgada alrededor del sitio de la incisión (incisión de línea media) para acceder al hígado del animal. Quitar el pelo del animal lejos del sitio de la cirugía.
- Después del afeitado, frote el área con un desinfectante y jabón (betadine quirúrgica matorral) y lavar el exceso de desinfectante de distancia con una solución de PBS estéril. Realizar esto varias veces, con todo el proceso de borrado de una duración aproximada de 5 minutos. Retire y descartados los guantes usados.
- Después, cambiar a la ropa de protección, como Surgical vestido, top matorrales y la máscara de la cara. A continuación, desinfectar las manos con solución exfoliante adecuada antes de ponerse los guantes quirúrgicos. Nota: Este es un paso necesario para evitar que la excreción y la contaminación de la zona quirúrgica con contaminantes potenciales.
2. Cirugía
- Proporcionar una fuente de calor externa para el calor durante todo el período de la anestesia. El animal puede experimentar algo de hipotermia debido a la anestesia provoca alteraciones de la termorregulación; por lo tanto, mantener la temperatura corporal.
- Coloque el ratón sobre la espalda durante toda la cirugía.
- Fijar las extremidades delanteras, patas traseras y la cola del ratón a la mesa de cirugía con trozos de cintas quirúrgicas.
- Haga una incisión recta inmediatamente inferior a la xyphisternum.
- Usar un retractor quirúrgico auto-retención estéril para exponer el hígado.
- Con una jeringa que tiene una aguja 20G, lenta y cuidadosamente inyectar 100 l de PBS que contenía 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1células de ratón HCC en el lóbulo derecho del hígado.
- Después de retirar la aguja, aplique un hisopo de algodón estéril durante al menos 1 minuto para detener cualquier sangrado potencial debido a la alta vascularización del hígado.
- Cierre el tejido subcutáneo con una sutura absorbible seguido de cierre de la piel utilizando grapas quirúrgicas. Posteriormente, limpiar la herida una vez más con matorrales betadine. Nota: Esto asegurará que el cierre de la herida quirúrgica.
- Subcutánea dar 100 l de solución salina normal.
3. Después de la cirugía
- Inmediatamente después de la cirugía, transferir el ratón a una jaula limpia con una tarjeta de identificación después de la cirugía para notificar a los cuidadores de la condición del ratón. Proporcionar alimentos y agua. Nota: En nuestra experiencia, un ratón que acaba sometido a cirugía le irá mejor si alojados solo con comida húmeda y agua durante el período de 24 horas después de la cirugía inicial.
- Mantenga el animal caliente con una lámpara de calor que genera calor no supera 38 ºC. Use una termómetro para medir la temperatura hasta que el ratón está totalmente recuperado.
- Casa del animal en una jaula de preferencia con ropa de cama de papel para garantizar la comodidad.
- Después de la recuperación inicial, el seguimiento del animal para detectar signos de incomodidad, sangrado, dolor y angustia. Dar buprenorfina (0.05 -0.1 mg / kg) para aliviar el dolor. Supervisar de cerca la actividad, el comportamiento y apariencia, así como el agua y el consumo de alimentos durante aproximadamente 2 h. Si ambulatoria, mover el animal de nuevo a la zona de una vivienda normal regular de los ratones y seguir vigilando a los 6-12 hr intervalos de 24 horas después de la cirugía. Realizar una comprobación de peso si se desea.
- Sin embargo, si el animal está teniendo problemas de recuperación, tomar las medidas adecuadas para el cuidado de apoyo. Si los ratones no pueden recuperarse, con humanidad eutanasia a los ratones a través de asfixia con CO2 y dislocación cervical. Siga las pautas institucionales aprobados para la eutanasia.
- Después de la cirugía, compruebe si hay evidencia clínica de HCC que suele ser observable reducción tan significativa en la condición corporal. Nota: En este punto, un tumor primario ha desarrollado probablemente en el hígado y depósitos metastásicos probable que se han desarrollado en los pulmones.
- En este punto, sacrificar todos los ratones (experimental y control) que participan en el experimento por eutanasia humanitaria. Someter los ratones a la asfixia con dióxido de carbono: liberar muy lentamente el dióxido de carbono en la cámara durante un período de 5 -10 min. Esto provocará un paro respiratorio.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Resultados
Los hígados de ratones Balb / c se implantaron con 5 × 10 6 células de HCC ratón BNL 1ME A.7R.1. La evidencia clínica de desarrollo de HCC fue observable de los 63 días posteriores a la cirugía. En consecuencia, los ratones fueron sacrificados humanitariamente. La necropsia se realizó en los ratones sacrificados. Los pulmones y el hígado fueron resecados y un examen cuidadoso bruto se realizó para identificar tumores macroscópicos. En un ratón, se observó un tumor superficial en la superficie del hígado con u...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Discusión
En este artículo se da una descripción detallada del método que se informó recientemente por Ogunwobi y colegas del éxito del establecimiento de un modelo de ratón singénico ortotópico de HCC metástasis (Figura 2) 3. La tasa de absorción de los tumores para este procedimiento es generalmente alto. Hemos observado previamente una tasa de absorción del tumor de 100% 3. Sin embargo, la tasa de absorción puede ser variable en función de la competencia del investigador. En un experiment...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.
Agradecimientos
Nos gustaría agradecer a Pascal DuBois por revisar el artículo. Los autores también desean agradecer al personal del Centro de Animales del Hunter College de la Universidad de la Ciudad de Nueva York. Este trabajo fue apoyado por una subvención de los NIH RCMI a Hunter College.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Pinza de micro disección | Roboz | (RS-5040) | Punta 0,20 x 0,12 mm |
| Pinza de microdisección Graefe, punta curva dentada | Roboz | (RS-5111) | 1 X 2 dientes, ancho de punta curvada 0,6 mm |
| Retractor de microdisección-Agrícola (3 por 3 puntas) | Roboz | (RS-6501) | Puntas romas de 3 X 3, profundidad 4 mm, extensión 25 mm |
| Micro retractor de disección-Goldstein (3 por 3 puntas) | Roboz | (RS-6503) | Romo, 3 X 3 puntas, profundidad 4 mm, extensión 19 mm |
| Calibre Jameson (Mide tumores) | Roboz | (RS-6466) | Escala de 80 mm/3 pulgadas, cromado |
| Micro tijeras de disección, tijeras de anillo grande, rectas y afiladas | Roboz | (RS-5852) | Hojas de 23 mm, longitud 4 pulgadas, vástagos planos y anillos grandes |
| Bisturí con cuchillas, para procedimientos delicados de disección | Roboz | (RS-9861-36) | |
| Mango de bisturí | Roboz | (RS-9884) | Tijeras de |
| puntada Littauer | Roboz | (RS-7074) | Longitud 4.5 pulgadas |
| Portaagujas marrón, para facilitar el atado de suturas | Roboz | (RS-7960) | Mandíbula convexa, dentado fino |
| Pinzas para heridas Reflex de 7 mm con aplicador de pinzas Reflex 7 | Roboz | (RS-9262) | método alternativo seguro de cierre de heridas |
| Bandeja de instrumentos y tapa | Roboz | RT-1350S | |
| Mini-cortadora con cuchilla desmontable | Roboz | (RS-5903) | |
| Germinator 500 (the Germ Terminator) Esterilizador Seco | Roboz | Ds-400, Ds-401, DS-501 | Para la descontaminación rápida de instrumentos de microdisección. Los instrumentos se descontaminan en 15 segundos. |
| Agujas de microinyección VWR | BD305125 | 25G Needle |
Referencias
- Sheng, W., et al. Capture, release and culture of circulating tumor cells from pancreatic cancer patients using an enhanced mixing chip. Lab on a Chip. 14, 89-98 (2014).
- Ogunwobi, O. O., Liu, C. Therapeutic and prognostic importance of epithelial-mesenchymal transition in liver cancers: insights from experimental models. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 83, 319-328 (2012).
- Ogunwobi, O. O., Puszyk, W., Dong, H. J., Liu, C. Epigenetic upregulation of HGF and c-Met drives metastasis in hepatocellular carcinoma. PloS One. 8, e63765(2013).
- Ogunwobi, O. O., Liu, C. Hepatocyte growth factor upregulation promotes carcinogenesis and epithelial-mesenchymal transition in hepatocellular carcinoma via Akt and COX-2 pathways. Clinical and Experimental Metastasis. 28, 721-731 (2011).
- Fujiwara, S., et al. A novel animal model for in vivo study of liver cancer metastasis. World Journal of Gastroenterology : WJG. 18, 3875-3882 (2012).
- Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews Cancer. 11, 512-522 (2011).
- Heindryckx, F., Colle, I., Van Vlierberghe, H. Experimental mouse models for hepatocellular carcinoma research. International Journal of Experimental Pathology. 90, 367-386 (2009).
- Zhang, L., et al. An in vivo mouse model of metastatic human thyroid cancer. Thyroid Official Journal of the American Thyroid Association. 24, 695-704 (2014).
- Menezes, M. E., et al. Genetically engineered mice as experimental tools to dissect the critical events in breast cancer. Advances in Cancer Research. 121, 331-382 (2014).
- Ogunwobi, O. O., Wang, T., Zhang, L., Liu, C. Cyclooxygenase-2 and Akt mediate multiple growth-factor-induced epithelial-mesenchymal transition in human hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 27, 566-578 (2012).
- Hanahan, D., Weinberg, R. A. The hallmarks of cancer. Cell. 100, 57-70 (2000).
- Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2, 563-572 (2002).
- Kim, M. Y., et al. Tumor self-seeding by circulating cancer cells. Cell. 139, 1315-1326 (2009).
- Stolpe, A., Pantel, K., Sleijfer, S., Terstappen, L. W., den Toonder, J. M. Circulating tumor cell isolation and diagnostics: toward routine clinical use. Cancer Research. 71, 5955-5960 (2011).
- Saad, F., Pantel, K. The current role of circulating tumor cells in the diagnosis and management of bone metastases in advanced prostate cancer. Future Oncology. 8, 321-331 (2012).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
