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Artículo de método

Estudios electrotaxis de pulmón células de cáncer utilizando un Multicanal Dual-campo eléctrico chip de microfluidos

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DOI:

10.3791/53340

⸱

29 de diciembre de 2015

 ,  , 
1Research Center for Applied Sciences, Academia Sinica, 2Institute of Biophotonics, National Yang-Ming University, 3Biophotonics & Molecular Imaging Research Center (BMIRC), National Yang-Ming University, 4Department of Mechanical and Mechatronic Engineering, National Taiwan Ocean University, 5Ph.D. Program in Microbial Genomics, National Chung Hsing University

En este artículo

Resumen

Se han desarrollado muchos dispositivos microfluídicos para su uso en el estudio de la electrotaxis. Sin embargo, ninguno de estos chips permite el estudio eficiente de los efectos simultáneos del campo químico y eléctrico (FE) en las células. Desarrollamos un dispositivo basado en polimetilmetacrilato que ofrece una FE coexistente mejor controlada y estimulación química para su uso en la investigación de electrotaxis.

Resumen

El comportamiento de la migración celular direccional bajo una corriente de campo eléctrico directo (dcEF) se conoce como electrotaxis. El papel importante de dcEF fisiológica en guiar el movimiento celular durante el desarrollo embrionario, la diferenciación celular, la curación de heridas y se ha demostrado en muchos estudios. Mediante la aplicación de chips de microfluidos a un ensayo electrotaxis, el proceso de investigación se acorta y los errores experimentales se reducen al mínimo. En los últimos años, los dispositivos de microfluidos hechas de sustancias poliméricas (por ejemplo, polimetilmetacrilato, PMMA, o acrílico) o polidimetilsiloxano (PDMS) han sido ampliamente utilizados en el estudio de las respuestas de las células a la estimulación eléctrica. Sin embargo, a diferencia de los numerosos pasos requeridos para fabricar un dispositivo de PDMS, la construcción simple y rápida de los micro acrílicos fl chip de uidic hace que sea adecuado tanto para la creación de prototipos dispositivo y la producción. Sin embargo, ninguno de los dispositivos reportados facilitar el estudio eficiente de la sustancia química simultánea y DCEF efectos sobre las células. En este informe, describimos nuestro diseño y fabricación de un multicanal basado en acrílico de campo eléctrico dual (MDF) de chips para investigar el efecto simultáneo de química y la estimulación eléctrica de las células del cáncer de pulmón. El chip MDF proporciona ocho combinaciones de estímulos eléctricos / químicos en una sola prueba. El chip no sólo acorta considerablemente el tiempo experimental requerido sino también aumenta la precisión en electrotaxis estudios.

Introducción

El comportamiento de las células adherentes que se mueven hacia un ánodo o cátodo bajo una corriente de campo eléctrico directo (dcEF) se conoce como electrotaxis. El comportamiento electrotactic de las células juega un papel importante en la embriogénesis, la regeneración del nervio, y la curación de la herida. 1 Las células tumorales tales como células de cáncer de próstata de rata, células de cáncer de mama 2, 3 y pulmonares células de adenocarcinoma 4-8 han demostrado movimiento electrotactic bajo una dcEF aplicado . El EF fisiológica se ha medido en tejidos de la glándula. 9,10 electrotaxis También se ha informado en las células tumor de la glándula asociada a 2,3. Tomados en conjunto, los electrotaxis de células de cáncer se considera que es un factor de metástasis. 11 El control de la orientación eléctrica de las células cancerosas en virtud de dcEF puede ser un enfoque potencial para el tratamiento futuro de cáncer. Sin embargo, hoy en día, el mecanismo molecular detallado de electrotaxis sigue siendo controvertido. Por lo tanto, una investigación de la influence de la estimulación eléctrica sobre la migración de células de cáncer puede facilitar el desarrollo de estrategias para el tratamiento del cáncer.

Recientemente, los dispositivos bio-microfluidos se han fabricado para el estudio de las respuestas celulares a fluir la fuerza de corte, 12 gradientes químicos, 13 y eléctrica estímulos 4 in vitro. La fabricación de dispositivos de microfluidos utilizando bio-polidimetilsiloxano (PDMS) o polimetilmetacrilato (PMMA, también conocido como acrílico) ha reducido con éxito la tasa de fracaso de tales experimentos. Por otra parte, el uso de dispositivos de microfluidos de base acrílica como un prototipo para la investigación de temas biológicos es más simple que el uso de chips de PDMS. Varias funciones en los dispositivos de base acrílica se han desarrollado para electrotaxis estudio. Sin embargo, ninguno de los diseños anteriores son capaces de probar simultáneamente los efectos de varias condiciones químicas y el campo eléctrico en las células para electrotaxis estudio. Por lo tanto, hemos desarrollado un dispositivo de microfluidos-multichannel doble de campo eléctrico (MDF) cuatro canales de cultivo independientes y ocho condiciones experimentales diferentes en un chip que contiene chips.

El chip de MDF de base acrílica, primero reportada por Hou et al., 8 integra la estimulación eléctrica y varios canales aislados químicamente. Estos canales aislados químicamente se pueden utilizar para la cultura diferentes tipos de células en un experimento. El dcEF en los canales es producida por una fuente de alimentación eléctrica. Dos campos eléctricos independientes, uno con la fuerza aplicada de campo eléctrico (EFS) y otro con 0 EFS, se llevan a cabo en cada canal aislado químicamente. De esta manera, el chip proporciona EF coexistente mejor controlado y la estimulación química. Además, los resultados de la simulación numérica de la difusión química dentro del chip MDF indican que no se produjo la contaminación cruzada entre los canales después de un periodo experimental de 24 hr. 8

En comparación con el Device reportado por Li et al., 14 el chip MDF proporciona un área de cultivo a mayor, lo que permite para su posterior análisis bioquímico de las células estimuladas eléctricamente. Además, con área de observación más grande del chip MDF, más células pueden ser observados en la prueba, por lo que el análisis de la velocidad de migración o direccionalidad de las células estimuladas eléctricamente es más preciso. Los diseños de chips de un solo canal de estudios previos reportados por Huang et al. 4 y Tsai et al. 15 sólo permiten un tipo de célula o químico a ensayar. Sin embargo, el chip MDF puede utilizarse para investigar los efectos de diversos productos químicos en electrotaxis, así como los efectos de la estimulación eléctrica en diferentes tipos de células. En otras palabras, el chip MDF permite el estudio de dosis eficaz de dependencias químicas.

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Protocolo

1. Diseño y Fabricación de la viruta de MDF

  1. Dibuja un patrón de capa acrílica individual utilizando software comercial, tales como AutoCAD, y guardar el patrón.
    1. Revisar el diseño del patrón de lámina acrílica de cuatro capas en la Figura 1A y confirmar las conexiones entre capas.
  2. Fabrique todas las hojas de acrílico y la cinta de doble cara mediante ablación láser usando un láser scriber CO 2 (Figuras 1B, 2A y 2B). 16
    1. Encienda el Scriber láser y conectar el equipo a la computadora portátil de control.
    2. Ejecute el software comercial y abrir el patrón diseñado en el paso 1.1, haga clic en "archivo de patrones diseñados."
    3. Coloque un pedazo de hoja de acrílico blanco o cinta de doble cara en el escenario XYZ del scriber láser.
    4. Establecer el foco del haz de láser en la superficie de la lámina de acrílico o cinta de doble cara con un auto-alignment stick proporcionado por el fabricante de la punta de trazar láser.
    5. Enviar el patrón diseñado para la punta de trazar de láser para el mecanizado directo de la lámina de acrílico o cinta de doble cara.
  3. Retire el papel protector de las hojas de acrílico utilizando pinzas y soplar la superficie limpia con gas nitrógeno.
  4. Pila de las hojas de acrílico y unir juntos bajo una presión de 2 kg / cm 2 en un dispositivo de unión térmica durante 45 minutos a 110 ° C para formar el / conjunto de canal estimulación eléctrica de flujo.
  5. Preparar la cubierta de vidrio de microscopio como el sustrato de cultivo celular en el chip.
    1. Ponga la cubierta de vidrio a una cubeta y llenar el frasco con una dilución de diez veces del detergente que figuran en la lista de materiales.
    2. Ponga la cubierta de vidrio y jarra de tinción en una Steri-limpiador ultrasónico y limpiar la cubierta de vidrio durante 15 minutos.
    3. Vierta el detergente diluido fuera del tarro tinción, vuelva a llenar el recipiente con agua destilada y repetir el paso 1.5.2 3 veces.
    4. Se seca la cubierta de vidrio limpiado mediante soplado con gas nitrógeno antes de adherir a la cinta de doble cara.
  6. Pegue la cubierta de vidrio limpiado a la / conjunto de canal estimulación eléctrica de flujo con la cinta de doble cara con dibujos en el paso 1.2.
  7. Adherirse 13 piezas de adaptadores de acrílico a las aberturas individuales en la capa 1 del conjunto de chips MDF con pegamento. El conjunto de chips MDF es entonces completa (Figura 2D).
  8. Esterilizar el conjunto completo de chip MDF con 30 min de irradiación UV antes de su uso.

2. Configuración de la Red Puente La sal de la viruta de MDF

  1. Antes de su uso, esterilizar todos los tubos de plástico, las tuercas con los dedos, y tubos de microcentrífuga que se muestran en la Figura 3B mediante el establecimiento de un tiempo de retención de 15 min a 121 ° C en el autoclave.
  2. Conecte los tubos fluoroplástico (Figura 3B-i) a la asamblea chip de MDF a través de la entrada del medioy los adaptadores de salida muestran en la Figura 1A.
  3. Conecte el cono Luer de la entrada del medio y la salida de los tubos de plástico en la figura 3B-i a las llaves de paso de 3 vías.
  4. Tomar 2,5 ml de CO 2 salina tamponada con fosfato -equilibrated (PBS) usando una jeringa de 3 ml y conectar la jeringa a la llave de paso de 3 vías del tubo de plástico de entrada. Conectar una jeringa vacía de 3 ml a la llave de paso de 3 vías del tubo de plástico de salida. Las dos jeringas son así interconectados a través del chip MDF.
    NOTA: Incubar la PBS en el 37 ° C 5% -CO 2 incubadora de células de cultivo O / N para obtener CO 2 -equilibrated PBS.
  5. Selle las aberturas del azul y los adaptadores verdes (Figura 1A) en la hoja de PMMA Capa 1 con las tuercas con los dedos sólidos blancos (Figura 3B-iii).
  6. Llene los canales del puente de sal y cámaras de cultivo con el CO 2 -equilibrated PBS en la jeringa se describe en el paso de instalación 2.4. Evitarla formación de burbujas.
  7. A continuación, poner el CO 2 -equilibrated PBS que contiene chips de MDF en el 37 ° C 5% CO 2 incubadora de cultivo celular para O / N de incubación. Esto permite que el aire disuelto en la cinta de doble cara para formar burbujas en las cámaras.
  8. Enjuague de distancia las burbujas en los canales por un flujo rápido de PBS en el canal utilizando las dos jeringas. Bombear el PBS de ida y vuelta si es necesario.
  9. Escurrir el PBS en los canales a través de la llave de paso de 3 vías conectada al tubo de salida medio.
  10. Utilizando una nueva jeringa de 3 ml, tomar 2,5 ml de CO 2 -equilibrated Medio Eagle Modificado de Dulbecco (DMEM) (véase el paso 3.5), y reemplazar la jeringa conectada a la entrada con el nuevo. Vuelva a llenar los canales con el medio.
  11. Preparación de la red de puente de sal.
    1. Eliminar temporalmente las tuercas sólidos (Figura 3B-iii) en los adaptadores verdes (Figura 1A) e inyectar 3% caliente (> 70 ° C) de agarosa al bri salcanal dge a través de la abertura en la adaptadores verdes (Figura 1).
      NOTA: Preparación de agarosa caliente: Disolver 1,5 g de polvo de agarosa en 50 ml de PBS. Esterilizar estableciendo un tiempo de retención de 20 min a 121 ° C en el autoclave.
    2. Detener la inyección de la agarosa cuando el líquido llena tres cuartas partes de la longitud del canal de puente salino.
    3. Sellar los poros en los adaptadores verdes (Figura 1A) atornillando las tuercas de sólidos (Figura 3B-iii) después de la inyección de agarosa.
    4. Vuelva a colocar las tuercas sólidos sobre los adaptadores azules (Figura 1A) con las tuercas con los dedos tubulares translúcidos (Figura 3B).
    5. Cargue el 3% precalentado agarosa en las tuercas tubulares (Figura 3B-IV).
    6. Insertar los electrodos de Ag / AgCl (Figura 3B-V) en las tuercas tubulares (Figura 3B-iv) antes de lasolidificación de la agarosa.
  12. Después de completar la configuración de la red de puente de sal, inyectar las células de cáncer de pulmón CL1-5 en las cámaras de cultivo, una de las cámaras a la vez.

3. Preparación de las células cancerosas y puesta en marcha para el Experimento Electrotactic

  1. Cultura regular de línea celular de cáncer de pulmón CL1-5.
    1. Cultura de las células de cáncer de pulmón, CL1-5 obtenidos del Prof. Pan-Chyr Yang, 17 en el medio completo en un frasco de cultivo celular 75T a 37 ° C en una atmósfera de 5% de CO 2. El medio completo se compone de DMEM y suero bovino fetal al 10% (FBS). Sub-cultivar las células cada 3 ó 4 días. Las células utilizadas para la realización de experimentos electrotaxis están a menos de 25 pasajes de la fuente original.
  2. Añadir 2 ml de tampón de tripsina 0,25% a las células en crecimiento exponencial CL1-5 y se incuba durante 2 min en el 37 ° C 5% -CO 2 incubadora de cultivo celular para detachmen celularest.
  3. Terminar el proceso de desprendimiento con 6 ml de DMEM 10% de FBS y centrifugar las células a 300 g durante 5 min a TA. Entonces desechar el medio y suspender el sedimento celular con 5 ml de PBS.
  4. Contar el número de células en el PBS. Luego tomar 1 x 10 6 células y centrifugar a 300 g durante 5 minutos a temperatura ambiente.
  5. Deseche la PBS. Suspender las células con pre-calentado CO 2 -equilibrated DMEM y ajustar la densidad de las células a ser de 1 × 10 6 células / ml.
    NOTA: Incubar el medio completo en el 37 ° C 5% CO 2 cultivo celular incubadora O / N para obtener el CO 2 -equilibrated DMEM.

4. Configuración para las Experimento Electrotactic

  1. Desde la salida del chip MDF, inyectar 0,3 ml, 1 × 10 6 / ml, de las células en el chip.
  2. Incubar el chip MDF sembrado de células en la incubadora de cultivo celular (fijado en 37 ° C y 5% de CO 2) durante 2-4 horas.
  3. Configuración de MDF microsistema fluídico.
    1. Instale el sistema de microfluidos MDF en un calentador de cristal de óxido de indio y estaño transparente (ITO). Medir la temperatura del chip de MDF con un termopar de tipo K recortado entre el chip MDF y vidrio ITO. Controle el calentador de ITO con un controlador proporcional-integral-derivativo (PID). Ajuste la temperatura de incubación de microfluidos sistema de MDF de 37 ° C con el controlador PID.
      NOTA: La fabricación del calentador de ITO y la configuración del sistema de calentamiento de células de cultivo se describen en los informes anteriores 18,19.
    2. Montar el conjunto de chip de MDF de temperatura controlada en la etapa motorizada XYZ controlada por ordenador en un microscopio invertido. El uso de la platina motorizada se describe en el paso 5.1. Bombear el medio completo en las cámaras de cultivo a través de las entradas con una bomba de jeringa de cuatro canales.
  4. Bombear el medio completo en el chip MDF con un caudal de 20 l / hr. Los residuos cultura del cabolets se recoge en los tubos de microcentrífuga (que se muestran como "residuos" en la figura 3A).
  5. Se incuban las células para otro 16-18 horas a 37 ° C en el chip de MDF.
  6. Para reemplazar el medio, bombear el medio que contiene 50, 25, 5 y 0 inhibidor de quinasa mu M, respectivamente, en cada cámara de cultivo a una velocidad de flujo de 20 l / min durante 10 min.
    NOTA: Preparar una solución madre 10 mM del inhibidor de la proteína quinasa asociada a Rho Y27632 mediante la adición de 3 ml de agua estéril para el inhibidor de 10,6 mg quinasa. Diluir la solución madre 10 mM a 50, 25, y 5 mM, respectivamente, utilizando 10% de medio FBS DMEM.
  7. Se incuban las células en el inhibidor de la quinasa durante otros 60 min a 37 ° C. Ajuste el caudal medio de 20 l / h. Utilice la misma temperatura cultura y la tasa se ha descrito anteriormente en los pasos posteriores fluir.
  8. Utilice cables eléctricos para conectar una fuente de alimentación DC para el chip MDF a través de los electrodos de Ag / AgCl en el chip.
  9. Conectar en serie un i amperímetron el circuito eléctrico. Utilice el amperímetro para vigilar la corriente eléctrica en el chip de MDF.
  10. Encienda la fuente de alimentación de CC y ajuste el amperímetro actual a 86.94 mu mediante el ajuste de la tensión de alimentación de entre 15 y 19 V.
    NOTA: Teniendo en cuenta la ley de Ohm, E = I / (s A eff), donde I es la corriente eléctrica que fluye a través del material a granel, es decir, el medio de cultivo en la cámara de electrotactic, σ (= 1,38 Ω -1 m - 1) es el conductividad del medio de cultivo, A eff (= 0,21 mm 2 para una anchura de 3 mm x 0,07 mm de altura) es el área de sección transversal efectiva de la cámara de electrotactic, y la corriente eléctrica (I) necesaria para generar un 300 mV / mm EF en el chip de MDF es 86,94 mu.

5. Adquisición y Análisis de Imágenes celulares

  1. Controlar la platina motorizada mediante un programa MATLAB GUI. Con el sistema de microfluidos MDF montado en el microscope, mueva el chip a las regiones de observación mediante la platina motorizada.
  2. Imágenes de células registro utilizando una cámara digital réflex de lente única (SLR) montadas en el microscopio.
  3. Tomar imágenes microscópicas utilizando una lente objetivo 4X a intervalos de 15 min durante 2 horas.
  4. Análisis de la migración celular.
    1. Ejecute NIH ImageJ 1,47 V.
    2. Analizar la distancia desde la inicial a las posiciones finales de centroide de la célula.
    3. Ir a "Archivo" → "Importar" → "Secuencia de imágenes," e importar nueve imágenes para el análisis de la migración celular. La primera imagen es el resultado del tiempo cero, y la última imagen es el resultado de 120 min.
    4. Ir a "Analizar" → "Establecer Medidas" y marque la casilla junto a "centroide"
    5. Haga clic en el icono "Freehand Selecciones".
    6. Representar el borde de las celdas seleccionadas en la primera imagen.
    7. Ir a "Editar" → "Selección" → "Añadir a Manager"
    8. Ir a la novena imagen y representar el borde de las mismas células seleccionadas en la primera imagen. Las posiciones de células pueden ser rastreados utilizando el segundo a las imágenes octavo.
    9. Ir a "Editar" → "Selección" → "Añadir a Manager"
    10. Repita los pasos 5.4.5 al 5.4.9 para recopilar datos de 90 a 100 células.
    11. Ir a "Analizar" → "Medida" para obtener el resultado de las posiciones inicial y final de las celdas seleccionadas.
      NOTA: La velocidad de migración se define como la longitud media de movimiento de la célula por hora. La direccionalidad se define como coseno, donde es el ángulo entre el vector de la dcEF (cátodo del ánodo al) y el vector desde el punto de partida de una célula a su posición final. La direccionalidad es -1 para las células que migran hacia el ánodo y 1 para las células que migran hacia el cátodo. Para un grupo de azar mirejilla de celdas, la direccionalidad es 0. 2

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Resultados

Fabricación y montaje del dispositivo de MDF

Un diagrama esquemático del chip MDF de base acrílica se muestra en la Figura 1A. Cuatro hojas de acrílico, una cubierta de vidrio, 13 adaptadores de acrílico, y un trozo de cinta de doble cara se utilizan en el montaje del chip MDF completado (Figura 2D). Sólo hay cuatro canales independientes de cultivo en el dispositivo de MDF. S...

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Discusión

Nos pareció que el proceso de adherirse adaptadores de acrílico en la capa 1 del chip MDF a ser complicado. La aplicación de sólo 1 a 2 l de pegamento es suficiente para adherirse firmemente el adaptador en el chip de MDF. Grandes cantidades de cola como resultado una polimerización incompleta del pegamento y la falta de adhesión. Una vez que los adaptadores de acrílico estaban firmemente adherido sobre el chip MDF, fuga de líquido en el sistema de microfluidos rara vez se produjo. Además, O / N de incubación dentro de ...

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Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Agradecimientos

Este trabajo cuenta con el apoyo financiero del Ministerio de Ciencia y Tecnología de Taiwán (Contrato no. MOST 103-2113-M-001 -003 -MY2) y el Programa de Investigación en Nanociencia y Nanotecnología, Academia Sinica, Taiwán.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
reactivo DMEM >
Gibco, Invitrogen, EE. UU.12800-017
Suero fetal bovinoGibco, Invitrogen, EE. UU16000-044
TripsinaGibco, Invitrogen, EE. UU.25200-072
PBSVida básicaBL2651
Y-27632 (clorhidrato)Cayman Chemical Co10005583
agarosaLONZO, EE. UU.Jeringa SeaKem LE AGAROSE
Terumo3 ml con cono
llave de paso de 3 víasNiprocon cono
PMMA (acrílico)HiShiRon Industries CO., Ltd, Taiwánespesor 1 mm,
adaptador acrílicoKuanMin Technology Co., Ltd, Taichung, Taiwán1/4-28 puerto, tuerca personalizada de 10x10x6 mm
Thermo Fisher Scientific Inc.COLUMNA:P-206x, P-200x, F120x, P-659, P-315x
Cubierta de vidrio para microscopioDeckglä ser, Alemaniadoble cara de 24x60 mm
3MPET 8018
superpegamento3MScotch Liquid Plus Super Glue
TFD4 detergenteFranklab, FranciaLimpiador
LEO ULTRASONIC CO., LTD., Taiwán
Termo bonderKuanMin Technology Co., Ltd, Taichung, Taiwántrazador
grupo LTT, TaiwánISL-II
controlador proporcional-integral-derivado (PID)JETEC Electronics Co., JapónTTM-J40-R-AB,
termopar tipo KTECPELTPK-02A
de 4 canalesKdScientific, EE. UUCC 250P
GWInstek, Taiwán
Etapa del motor X-Y-ZTanLian, E-O Co. Ltd., Taiwán
Olympus, JapónCKX41
Canon, Japón60D
fuerte. LuerLuer de 2 mm Cinta adhesiva de estéril ultrasónico TFD4 láser de CO2 personalizado Bomba de jeringa . Fuente de alimentación de microscopio invertido personalizado Cámara SLR digital

Referencias

  1. McCaig, C. D., Rajnicek, A. M., Song, B., Zhao, M. Controlling cell behavior electrically: current views and future potential. Physiol Rev. 85, 943-978 (2005).
  2. Djamgoz, M. B. A., Mycielska, M., Madeja, Z., Fraser, S. P., Korohoda, W. Directional movement of rat prostate cancer cells in direct-current electric field: involvement of voltagegated Na+ channel activity. J Cell Sci. 114, 2697-2705 (2001).
  3. Pu, J., et al. EGF receptor signaling is essential for electric-field-directed migration of breast cancer cells. J Cell Sci. 120, 3395-3403 (2007).
  4. Huang, C. W., Cheng, J. Y., Yen, M. H., Young, T. H. Electrotaxis of lung cancer cells in a multiple-electric-field chip. Biosens Bioelectron. 24, 3510-3516 (2009).
  5. Huang, C. W., et al. Gene expression of human lung cancer cell line CL1-5 in response to a direct current electric field. PLoS One. 6, e25928(2011).
  6. Sun, Y. S., Peng, S. W., Lin, K. H., Cheng, J. Y. Electrotaxis of lung cancer cells in ordered three-dimensional scaffolds. Biomicrofluidics. 6, 14102-1410214 (2012).
  7. Tsai, H. F., et al. Evaluation of EGFR and RTK signaling in the electrotaxis of lung adenocarcinoma cells under direct-current electric field stimulation. PLoS One. 8, e73418(2013).
  8. Hou, H. S., Tsai, H. F., Chiu, H. T., Cheng, J. Y. Simultaneous chemical and electrical stimulation on lung cancer cells using a multichannel-dual-electric-field chip. Biomicrofluidics. 8, (2014).
  9. Faupel, M., et al. Electropotential evaluation as a new technique for diagnosing breast lesions. Eur J Radiol. 24, 33-38 (1997).
  10. Szatkowski, M., Mycielska, M., Knowles, R., Kho, A. L., Djamgoz, M. B. Electrophysiological recordings from the rat prostate gland in vitro: identified single-cell and transepithelial (lumen) potentials. BJU Int. 86, 1068-1075 (2000).
  11. McCaig, C. D., Song, B., Rajnicek, A. M. Electrical dimensions in cell science. J Cell Sci. 122, 4267-4276 (2009).
  12. Das, T., Maiti, T. K., Chakraborty, S. Traction force microscopy on-chip: shear deformation of fibroblast cells. Lab Chip. 8, 1308-1318 (2008).
  13. Lin, F., Butcher, E. C. T cell chemotaxis in a simple microfluidic device. Lab Chip. 6, 1462-1469 (2006).
  14. Li, J., Zhu, L., Zhang, M., Lin, F. Microfluidic device for studying cell migration in single or co-existing chemical gradients and electric fields. Biomicrofluidics. 6, 24121-2412113 (2012).
  15. Tsai, H. F., Peng, S. W., Wu, C. Y., Chang, H. F., Cheng, J. Y. Electrotaxis of oral squamous cell carcinoma cells in a multiple-electric-field chip with uniform flow field. Biomicrofluidics. 6, 34116(2012).
  16. Cheng, J. Y., Wei, C. W., Hsu, K. H., Young, T. H. Direct-write laser micromachining and universal surface modification of PMMA for device development. Sensors and Actuators B: Chemical. 99, 186-196 (2004).
  17. Chu, Y. W., et al. Selection of invasive and metastatic subpopulations from a human lung adenocarcinoma cell line. Am J Respir Cell Mol Biol. 17, 353-360 (1997).
  18. Cheng, J. Y., Yen, M. H., Kuo, C. T., Young, T. H. A transparent cell-culture microchamber with a variably controlled concentration gradient generator and flow field rectifier. Biomicrofluidics. 2, 24105(2008).
  19. Cheng, J. -Y., Yen, M. -H., Hsu, W. -C., Jhang, J. -H., Young, T. -H. ITO patterning by a low power Q-switched green laser and its use in the fabrication of a transparent flow meter. Journal of Micromechanics and Microengineering. 17, 2316(2007).
  20. Pu, J., Zhao, M. Golgi polarization in a strong electric field. J Cell Sci. 118, 1117-1128 (2005).
  21. Zhao, M., Bai, H., Wang, E., Forrester, J. V., McCaig, C. D. Electrical stimulation directly induces pre-angiogenic responses in vascular endothelial cells by signaling through VEGF receptors. J Cell Sci. 117, 397-405 (2004).
  22. Yao, L., Shanley, L., McCaig, C., Zhao, M. Small applied electric fields guide migration of hippocampal neurons. J Cell Physiol. 216, 527-535 (2008).

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