Desarrollo de un modelo basado en la rata alfa-sinucleína para la enfermedad de Parkinson mediante inyección estereotáctica de un vector viral adeno-asociado recombinante

Resumen

Este manuscrito describe cómo la entrega de genes locales mediada por vectores virales proporciona una forma atractiva de expresar transgenes en el sistema nervioso central. El protocolo describe todos los pasos cruciales para realizar una inyección de vector viral en la sustancia negra de la rata para desarrollar un modelo animal basado en vectores virales para la enfermedad de Parkinson.

Resumen

Con el fin de estudiar las vías moleculares de la enfermedad de Parkinson (PD) y el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas, investigadores científicos se basan en modelos animales. La identificación de genes asociada a la DP ha llevado al desarrollo de modelos de PD genéticos. modelos de ratón α-SYN la mayoría transgénicos desarrollan la patología progresiva α-SYN, pero no se muestran pérdida de células dopaminérgicas clara y déficits de comportamiento de dopamina dependiente. Este obstáculo fue superado por la orientación directa de la sustancia negra con vectores virales que sobreexpresan genes asociada a la DP. la entrega de genes usando vectores virales local ofrece una forma atractiva para expresar transgenes en el sistema nervioso central. Regiones específicas del cerebro pueden ser dirigidos (por ejemplo, la sustancia negra), la expresión puede ser inducida en la configuración de adultos y los niveles de expresión altos se puede lograr. Además, diferentes sistemas de vectores basados ​​en diferentes virus pueden ser utilizados. El protocolo describe todos los pasos cruciales para llevar a cabo un vector viralinyección en la sustancia negra de la rata para desarrollar un modelo animal alfa-sinucleína basadas en vector viral para la enfermedad de Parkinson.

Introducción

Para el estudio de la fisiopatología de la EP y el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas, existe una necesidad urgente de modelos animales que se parecen mucho a los síntomas de neuropatología, fisiología y motores de la EP humano. Cuanto mayor sea el valor predictivo, mejor que se puede traducir nuevas terapias de modelos animales para los pacientes.

El descubrimiento de la alfa-sinucleína (α-SYN) como el primer gen PARQUE en 1997 condujo al desarrollo de los primeros modelos de PD genéticos. Muchos ratones transgénicos que sobreexpresan humanos de tipo salvaje (WT) o mutante (A30P, A53T) α-SYN se han generado en la última década. Los niveles de sobreexpresión de α-SYN han demostrado ser crucial en el desarrollo de la patología. También la cepa de ratón, la presencia o ausencia de endógeno α-SYN y si la longitud completa o una forma truncada se expresa, juega un papel (revisión detallada por Magen y Chesselet ^1). La sobreexpresión tanto de WT y varios mutantes clínicos de humano y# 945; -SYN en ratones transgénicos induce la acumulación patológica de α-SYN y la disfunción neuronal ^2-6. Sin embargo, hasta modelos de ratón α-SYN ahora más transgénicos no lograron mostrar la pérdida de células dopaminérgicas clara y déficits de comportamiento de dopamina dependiente.

Este obstáculo fue superado por la orientación directa de la sustancia negra (SN) con vectores virales que sobreexpresan α-SYN. Los vectores virales se derivan de virus que pueden infectar fácilmente células, introducir material genético en su genoma del huésped y la fuerza de la célula huésped para replicar el genoma vírico con el fin de producir nuevas partículas de virus. Los virus pueden ser diseñados para vectores no replicantes virales que retienen su capacidad para entrar en las células e introducir genes. Al eliminar partes del genoma viral y su sustitución por los genes de interés, la aplicación del vector se traducirá en una sola infección ronda sin replicación en la célula huésped, designado en general como "transducción". Los vectores virales cun ser utilizado tanto para la sobreexpresión y silenciamiento de genes. El transgén puede ser expresado una proteína indicadora (por ejemplo, proteína verde fluorescente o luciferasa de luciérnaga) ^7, una proteína terapéutica para aplicaciones de terapia génica ^8-10 o, como nos centraremos en en este documento, una proteína relacionada con la enfermedad utilizada para modelar la enfermedad ^{11 -14.}

la entrega de genes mediada por vectores virales proporciona una forma alternativa de expresar transgenes en el SNC con varias ventajas. El uso de la entrega transgén locales, regiones específicas del cerebro pueden ser dirigidos. Además, la expresión del transgen puede ser inducida durante la edad adulta disminuyendo el riesgo de mecanismos de compensación durante el desarrollo. Además, los modelos se pueden crear en diferentes especies y cepas. Y, por último, los distintos transgénicos pueden combinarse con facilidad. El uso de vectores virales, los niveles de expresión de transgenes alta se puede lograr, lo que podría ser crucial ya que el inicio de la enfermedad y la gravedad con frecuencia dependen del nivel de Sobreexpresión.

Varios sistemas de vectores basados ​​en diferentes virus se han desarrollado. La elección del sistema de vector depende del tamaño del gen de interés, la duración requerida de la expresión génica, la célula diana y la seguridad biológica. Para la transferencia génica estable en el cerebro, lentiviral (LV) y viral adeno-asociado recombinante (rAAV) vectores ahora se consideran los sistemas de vectores de elección ya que conducen a la expresión génica eficaz y a largo plazo en el cerebro de roedores. Para la orientación específica de las neuronas dopaminérgicas (DN) de la SN, vectores rAAV han outcompeted gradualmente vectores LV debido a sus mayores títulos y la eficacia de transducción de DN.

Los mejores modelos de roedores basado α-SYN disponibles en la actualidad se han desarrollado a partir de un enfoque combinado usando nuevos serotipos de AAV (rAAV 1, 5, 6, 7, 8) y construcciones de vectores, los títulos, y pureza ^15,16 optimizado. El título de vector, así como la pureza vector influye directamenteel resultado fenotípico del modelo. títulos de vector excesivas o lotes vector insuficientemente purificadas pueden dar lugar a toxicidad no específica. Por lo tanto, los vectores de control adecuados son indispensables. la inversión un tiempo considerable en la producción de vectores, ampliación de la escala, y los procedimientos de purificación viral también han demostrado ser esenciales para obtener lotes de vectores reproducibles y de alta calidad.

Protocolo

Todos los experimentos con animales se llevan a cabo de conformidad con la Directiva del Consejo Comunidades Europeas de 24 de noviembre de 1986 (86/609 / CEE) y aprobados por el Comité de Bioética de la Universidad de Lovaina (Bélgica).

1. recombinante AAV Producción y Purificación

Nota: rAAV producción del vector y la purificación se realizó por el Lovaina Viral Vector Core (LVVC) como se describió anteriormente ^17.

1. Brevemente, transfectar subconfluent baja (<50) paso células HEK 293T adherentes utilizando una polietilenimina lineal 25 kD 150 nM NaCl solución de transfección y tres plásmidos diferentes en una proporción de 1: 1: 1 en suero bovino fetal medio DMEM 2%. Después de 24 horas de incubación a 37 ° C en un 5% de CO _2, sustituir el medio con suero fresco medio DMEM 2% fetal bovino.
   Nota: Los plásmidos incluyen las construcciones para el serotipo AAV7, el plásmido de transferencia de AAV que codifica el mutante A53T humano α-SYN bajo el control de la CMVIE mejorada synapspromotor in1 y el pAdvDeltaF6 adenoviral plásmido auxiliar ^17.
2. Cosechar el medio 5 días después de la transfección transitoria y concentrarse usando filtración de flujo tangencial ^17.
3. Purificar las partículas de vectores de rAAV de la media concentrados utilizando un paso gradiente de iodixanol ^17.
4. Utilice los métodos estándar de PCR en tiempo real para la copia genómica determinación (GC). En este protocolo, un vector título de 3,0 E11 GC / ml se utilizó para desarrollar un modelo de rata con base α-SYN para la EP ^17.

2. inyección estereotáctica de rAAV α-SYN vectorial en el SN de la rata (Figura 2)

1. Casa ocho semanas de edad ratas Wistar con un peso aproximado de 200-250 g en virtud de un 12 horas de luz normales / oscuridad ciclo con acceso libre al alimento granulado y el agua del grifo.
2. Presentar la rata para intraperitoneal (ip) de anestesia que contiene una mezcla de ketamina (60 mg / kg) y medetomidina (0,4 mg / kg). Una vez que la rata se anestesia y no reaccionaal apretar las diferentes patas, administrar una vía subcutánea micro-transpondedor en la parte posterior de la rata para un nuevo reconocimiento utilizando un implantador micro-transpondedor. Compruebe si el micro-transpondedor está situado correctamente y se puede leer por el dispositivo de lectura.
3. Cortar el cabello en la parte superior del cuero cabelludo. Aplicar un anestésico local tanto en el cuero cabelludo y las orejas. Realizar el resto del procedimiento quirúrgico bajo un flujo laminar utilizando técnicas asépticas.
4. Coloque las ratas en un marco en la cabeza estereotáctica utilizando dos barras para los oídos, la boca y la nariz de un bar. Cubrir el cuerpo de la rata con una manta de papel para evitar una caída de la temperatura corporal. Aplicar un lubricante ocular para evitar que los ojos se sequen.
5. Desinfectar el cuero cabelludo con jodium 1% en isopropanol al 70% y hacer una pequeña incisión en la línea media del cuero cabelludo. raspar suavemente las membranas en el cráneo y enjuague con solución salina. Dejar que el cráneo seco durante varios minutos. Tenga en cuenta las suturas craneales y los dos puntos de referencia: bregma y lambda.
6. Para inyectar el vector de rAAV en el SN, definir las coordenadas hacia el bregma (anteroposterior: 5,3 mm; mediolateral: 2,0 mm y dorsoventral: 7.2 mm calculados a partir de la duramadre).
   Nota: Las coordenadas tridimensionales de cada región de interés se pueden calcular utilizando un atlas estereotáxico del cerebro de la rata, aplicando bregma como punto de referencia anatómica.
7. Llene una jeringa de 10 l microinyección (calibre 30 a 20 mm) con el vector de rAAV y colocarlo en el instrumento estereotáxico conectada con una bomba de microinyección motorizado. Controlar el volumen mediante la liberación de una gota de vectores y eliminar en un polivalente pH 9 detergente de limpieza (por ejemplo, RBS).
8. Compruebe visualmente si la cabeza se fija directamente en el marco de la cabeza y evaluar el eje izquierda-derecha. Cuidadosamente definen visualmente los anteroposterior y mediolateral coordenadas para bregma y lambda y medir su altura usando una aguja de calibre 30 de 20 mm en el brazo dorsoventral del marco estereotáxico.
   1. Permitir amAximum de 0,3 mm de diferencia de altura entre bregma y lambda. Coloque la aguja de nuevo en bregma y aplicar el anteroposterior y mediolateral coordenadas moviendo el anteroposterior y mediolateral el brazo del marco estereotáxico.
9. En el lugar de la inyección, medir la altura del cráneo y asegurarse de que no difiere más de 0,3 mm de la altura del bregma. Perforar un agujero en el cráneo con un diámetro de aproximadamente 2 mm. Medir la altura de la duramadre, esto servirá como referencia para aplicar la coordenada dorsoventral. Alternativamente restar un espesor fijo para el cráneo (0,9 mm).
10. Penetrar la duramadre con una aguja de calibre 26 y absorber la sangre con un tejido estéril. Espere hasta que todo sangrado se ha detenido antes de proceder.
11. Lentamente inserte el 10 l jeringa microinyección pre-cargado con una solución de vector en el cerebro a la profundidad predeterminada (dorsoventral de coordenadas). Espere 1 minuto con la aguja en su lugar. Inyectar 3 lde solución de vector (3.0 E11 genoma copias / ml (dosis de vector media) o 1.0 E12 GC / ml (dosis alta vector) de rAAV2 / 7 α-SYN o eGFP control de vector) usando la bomba de microinyección motorizado con un caudal de 0,25 l / min.
12. Después de la inyección, mantener la aguja en su lugar durante otros 5 minutos antes de retirar poco a poco. Cosa el cuero cabelludo con recubrimiento de poliéster trenzada 3.0, desinfectar con un 1% jodium en isopropanol al 70% y retire con cuidado el animal del instrumento estereotáctica. Primero afloje la barra de la nariz y la boca, y luego las dos barras de oído.
13. Para invertir la anestesia, inyectar a la rata por vía intraperitoneal con 0,5 mg / kg atipamezol y colocar la rata en una jaula limpia en una placa de calentamiento de 38 ° C hasta que se despierte. Cubrir la rata con una manta de papel para evitar una caída de la temperatura corporal.
14. Facilitar el acceso a alimentos y agua durante las primeras horas. Monitorear la rata durante los primeros días. Si es necesario aplicar la analgesia.
    Nota: No hay necesidad de quitar los puntos de tél cráneo. Después de 1-2 semanas, el cráneo está totalmente reparado y los puntos de sutura se suelte.

3. Evaluación de rAAV2 / 7 α-SYN ratas inyectadas Uso no invasiva de imágenes PET, pruebas de comportamiento y análisis inmunohistoquímico

1. Para el seguimiento de la cinética de la neurodegeneración dopaminérgica nigroestriatal de forma no invasiva con el tiempo en los animales individuales, cuantificar transportador de dopamina (DAT) de unión usando pequeños animales tomografía por emisión de positrones (PET) y un trazador de la DA Transporter por ejemplo, ^[18 F] -FECT ¹⁶ .
2. Para examinar si el nivel de la neurodegeneración dopaminérgica es suficiente para inducir deficiencias motoras en las ratas, las ratas someter a la prueba del cilindro para evaluar el uso de la extremidad anterior espontánea.
   1. Coloque la rata en unos 20 cm de ancho claro tubo de vidrio y cinta de vídeo el comportamiento durante los movimientos verticales a lo largo de la pared y el suelo después de un trasero. Anotar el número de contactos realizados por cada una de sus patas delanteras para un total de 20contactos. Para una descripción detallada de los criterios de puntuación ver Schallert et al. ¹⁸ Expresar el número de contactos de las extremidades anteriores deteriorados (por ejemplo, las patas delanteras izquierda) como porcentaje del total de los contactos de las extremidades anteriores (a la izquierda, más la pata delantera derecha).
      Nota: Las ratas de control no lesionado utilizando las dos patas por igual deben anotar en torno al 50% en esta prueba.
3. Realizar análisis de inmunohistoquímica (IHC) para evaluar el nivel de expresión del transgen y la pérdida de células dopaminérgicas.
   1. En las etapas finales diferentes, sacrificar a las ratas con una sobredosis de pentobarbital sódico (60 mg / kg, ip) y realizar una perfusión intracardiaca con solución salina fría, seguido de 4% de paraformaldehído en PBS ^19. Fijar el cerebro durante la noche a 4 ° C y corte 50 micras secciones cerebrales coronales gruesas utilizando un micrótomo de vibración.
   2. Realizar tinción IHC en libre flotación secciones utilizando anticuerpos contra la α-SYN y la tirosina hidroxilasa para analizar α-SYN niveles de expresión y la level de la neurodegeneración ^16.

Resultados

El esquema general del experimento se muestra en la Figura 1

sobreexpresión mediada por 7 rAAV 2 / A53T de α-SYN induce déficits motores de dopamina dependiente.
Para examinar si el nivel de α-SYN sobreexpresión es suficiente para inducir deficiencias motoras en las ratas, las ratas hemos sometido a la prueba del cilindro para evaluar el uso de la extremidad anterior espontánea (F...

Discusión

Hay varios pasos críticos dentro del protocolo. El título de vector, así como la pureza vector influye directamente en el resultado fenotípico del modelo. títulos de vector excesivas o lotes vector insuficientemente purificadas pueden dar lugar a toxicidad no específica. Por lo tanto, el uso de lotes de vectores de alta calidad y vectores de control apropiadas es indispensable. Además, la colocación exacta de la cabeza de la rata en el marco estereotáxico y la determinación precisa de las coordenadas es esencial en la s...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Ratas Wistar hembra de 8 semanas Janvier		/	200-250 g
Ketamina (Nimatek)	804132		de salud animal
Medetomidina (Dormitor)	Orion-Pharma/ Janssen Animal Health	1070-499
Anestésico local para el cuero cabelludo y las orejas: Xilocaï ne 2% gel	Astrazeneca	0137-547
Terramicina	Pfizer	0132-472
Bupré norfina (Vetergesica)	Ecuphar	2623-627
Jodium 1% isopropanol	VWR	0484-0100
bastidor de cabeza estereotáctica	Jeringa Stoeling	/
Hamilton (calibre 30 -20 mm -pst 2)	Hamilton/ Servicio de filtro	7803-07
atipamezol (Antisedán)	Orion-Pharma/Elanco	1300-185
rAAV A53T & alfa;-SYN vector	LVVC, KU Leuven	/
https://gbiomed.kuleuven.be/english/research/50000715/laboratory-of-molecular-virology-and-gene-therapy/lvvc/ pentobarbital sódico (Nembutal)	Ceva Santé	0059-444
micrótomo	Microm	HM650
conejo sinucleína policlonal Ab	Chemicon	5038	1:5.000
policlonal TH Ab	Chemicon	152	1:1.000
Lutetium oxyortosilicato basado en detector Tomógrafo FOCUS 220	Siemens/ Concorde Microsystems	/
radioligando: 18F-FECT	En casa	/
L-dopa: Prolopa 125	Roche		6 mg/kg i.p.
DMEM, Glutamax	Life Technologies	N° 31331-093
Suero fetal bovino	Life Technologies	N° 10270-106
25 kD polietilenimina lineal (PEI)	Polysciences	/
OptiPrep Medio de gradiente de densidad: Iodixanol	Sigma	D1556-250ML
Optimen	Life Technologies	N° 51985-026
Paxinos 1 watston steretactic atlas, cuarta edición	Elsevier	/