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Heterotópico renal autotrasplante en un modelo porcino: Un Protocolo de Paso a Paso

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DOI:

10.3791/53765

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21 de febrero de 2016

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1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery, Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology, The Hospital for Sick Children, 3Programa de Doctorat en Medicina, La Universitat Autónoma de Barcelona, 4Laboratory Medicine and Pathobiology, Toronto General Hospital, 5Department of Medicine, Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology, The Hospital for Sick Children

En este artículo

Resumen

Porcino Los modelos de trasplante de órganos proporcionan una plataforma importante para estudiar los mecanismos de preservación de órganos. En este artículo se describe un modelo heterotópico de autotrasplante renal porcino, que permite investigar nuevos enfoques para mejorar el resultado del trasplante mediante injertos renales marginales.

Resumen

El trasplante de riñón es el tratamiento de elección para los pacientes que padecen enfermedad renal terminal. Ofrece una mejor esperanza de vida y una mayor calidad de vida en comparación con la diálisis. Aunque en las últimas décadas se han producido importantes mejoras en los resultados de los pacientes tras el trasplante de riñón, la creciente escasez de órganos disponibles representa un grave problema en todo el mundo. Para ampliar el grupo de donantes, ahora se aceptan para trasplante injertos marginales de riñón recuperados de donantes con criterio extendido (ECD) o donados después de la muerte circulatoria (DCD). Para mejorar aún más el resultado postoperatorio de estos injertos marginales, la investigación debe centrarse en nuevos enfoques terapéuticos, como técnicas alternativas de preservación, inmunomodulación, transferencia de genes y administración de células madre.

Los estudios experimentales en modelos animales son el paso final antes de que las técnicas recién desarrolladas puedan trasladarse a la práctica clínica. El trasplante de riñón porcino es un excelente modelo de trasplante humano y permite investigar nuevos enfoques. La principal ventaja del modelo porcino es su similitud anatómica y fisiológica con el cuerpo humano, lo que facilita la rápida traslación de los nuevos hallazgos a los ensayos clínicos. Este artículo ofrece un protocolo quirúrgico paso a paso para un modelo de autotrasplante y destaca los factores clave para garantizar el éxito experimental. Un alojamiento adecuado antes y después de la operación, una anestesia atenta y técnicas quirúrgicas consistentes dan como resultado resultados postoperatorios favorables. La resección del riñón nativo contralateral brinda la oportunidad de evaluar la función del injerto después del trasplante. La colocación de catéteres venosos y urinarios y el uso de jaulas metabólicas permiten una evaluación más detallada. Para los estudios de seguimiento a largo plazo y la investigación de técnicas alternativas de preservación del injerto, los modelos de autotrasplante son superiores a los modelos de alotrasplante, ya que evitan el sesgo de confusión que plantean el rechazo y la medicación inmunosupresora.

Introducción

El trasplante renal es el tratamiento de elección para los pacientes con enfermedad renal terminal, debido a las menores tasas asociadas de morbilidad y mortalidad en comparación con la diálisis 1-3. A pesar de las importantes mejoras en los resultados de los pacientes tras el trasplante de riñón, la escasez de injertos sigue planteando un grave reto en todo el mundo. El número de pacientes en espera de un trasplante renal supera con creces el número de órganos disponibles 4-6. Para aumentar el número de riñones disponibles para trasplante y reducir los tiempos de espera de los pacientes, se necesitan más fuentes de injertos renales.

Comúnmente, se utilizan injertos de riñón de donante con criterio estándar (SCD) y de donante de criterio extendido (ECD) procedentes de la donación después de la muerte cerebral (DBD), así como riñones recuperados de donantes vivos (LDKT). Desde la década de 1990, se ha recuperado un número cada vez mayor de injertos renales en un escenario de donación después de la muerte circulatoria (DCD), para ampliar aún más el grupo de donantes 7,8. Sin embargo, los injertos renales DCD y ECD muestran resultados aceptables pero disminuidos después del trasplante, dependiendo de diferentes factores, como la edad del donante, los tiempos de isquemia caliente y fría y la técnica de preservación utilizada 9-11. Por lo tanto, se requiere investigación adicional para mejorar el resultado de los pacientes que reciben injertos renales marginales y para aumentar aún más el grupo de donantes.

El modelo porcino de trasplante renal está bien establecido y proporciona un escenario clínico importante para investigar enfoques innovadores para la mejora de los resultados marginales del injerto renal. A diferencia de los riñones de roedores y caninos, que son unilobulares, los riñones porcinos y humanos son multilobulillares y anatómicamente similares, particularmente en lo que se refiere a los sistemas colector arterial, venoso y urinario 12,13. Además, los riñones porcinos y humanos muestran similitudes en la fisiopatología de la lesión por isquemia-reperfusión (IRI), la bioquímica y los parámetros inmunológicos 14. Por lo tanto, el trasplante renal porcino es adecuado para investigar nuevos métodos de preservación de órganos para injertos de riñón marginales 15-17, modelar IRI humano 18, estudiar las vías inmunológicas y la tolerancia al injerto 19, proporcionar capacitación quirúrgica 20-22, probar nuevas terapias farmacológicas 23, implementar nuevos dispositivos médicos y estudiar nuevos mecanismos inmunológicos en xenotrasplantes 24-26.

Los entornos de trasplante renal, porcino y humano no son completamente análogos. Este artículo se centra en detalles técnicos importantes que facilitarán el establecimiento exitoso de un modelo de autotrasplante renal. En el protocolo se describen y se demuestran en el video el alojamiento pre y postoperatorio adaptado a la especie, la administración de anestesia con monitoreo estrecho y las técnicas quirúrgicas adaptadas. La resección del riñón nativo contralateral brinda la oportunidad de evaluar la función del riñón trasplantado. La colocación de catéteres venosos y urinarios y el uso de jaulas metabólicas permiten una evaluación más profunda. Para los estudios dirigidos a investigar métodos alternativos de preservación del injerto y mecanismos de IRI, los modelos de autotrasplante son superiores a los modelos de alotrasplante, ya que evitan las complicaciones y el sesgo de confusión asociados con el rechazo y el uso de medicamentos inmunosupresores.

Protocolo

Todos los animales recibieron cuidado humano y todos los estudios que llevamos a cabo de conformidad con las políticas y directrices del Consejo Canadiense de Protección de los Animales. Todos los procedimientos se llevaron a cabo en condiciones de uso animal Protocolos que fueron aprobados por el Cuidado de la Salud de la Universidad Red Institucional Animal.

Nota: Una vista general esquemática del protocolo de estudio se presenta en la Figura 1.

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Figura 1. Protocolo del estudio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

1. Los animales

  1. Utilice cerdos Yorkshire machos (30 kg) en este protocolo.

2. Recuperación del injerto renal

  1. Procedimiento preoperatorio
    1. Casa del macho Yorkshire cerdos en un centro de investigación durante al menos una semana para aclimatarse ellos. Utilice la inyección intramuscular de una cefalosporina de tercera generación, tales como ceftiofur, durante 3 días para reducir el riesgo potencial de infecciones con Streptococcus suis y Salmonella. Fast los cerdos durante un mínimo de 6 horas antes de la inducción de la anestesia para evitar la aspiración.
    2. Iniciar la anestesia del cerdo por una inyección intramuscular de ketamina (20 mg / kg), atropina (0,04 mg / kg), y midazolam (0,3 mg / kg). Posteriormente, el transporte de los animales de la instalación de la vivienda a la sala de operaciones (OR).
    3. Coloque el cerdo en una posición supina sobre la mesa de quirófano. Deje que el cerdo para respirar 2 L de oxígeno con un 5% de isoflurano espontáneamente. Exponer las cuerdas vocales con un laringoscopio y rociarlas con una solución tópica de lidocaína al 2% para evitar la intubación laringoespasmo inducida. Después de la intubación con un tubo de 6,5 mm, bloquear el manguito con 3-5 ml de aire.
      Nota: capnometría confirma la correcta position del tubo traqueal.
    4. Disminuir el gas isoflurano al 2,5%. Ajuste el ventilador a 14-16 respiraciones / min y el volumen corriente a 10-15 ml / kg peso corporal. Seguir de cerca el cerdo. La frecuencia cardíaca y la saturación de oxígeno se registran por pulsioximetría. Confirmar la anestesia adecuada por la frecuencia cardíaca reducida (por debajo de 150 latidos / min) y la presión arterial (sistólica por debajo de los valores de 100 mm de Hg), así como la ausencia de movimientos de porcinos (sin el uso de relajantes musculares).
    5. En condiciones estériles, introducir un 9,5 P. solo lumen de catéter permanente en la vena yugular interna mediante Seldinger técnica 27. En pocas palabras, usar una aguja para pinchar la vena. Después de la introducción de la guía-hilo, vuelva a colocar la aguja con el introductor de desprendimiento, seguida de una sustitución del cable con el catéter vascular. Fijar el catéter a la piel utilizando una seda 3-0 o sutura monofilamento no absorbible.
      1. Administrar 500 mg de metronidazol, 1 g de cefazolina, y 20 mg de pantoprazol. Anuncioministro de 200 ml de solución de Ringer con lactato con dextrosa al 5% (D5W) y 1 ml de citrato de fentanilo por vía intravenosa horas durante toda la cirugía. Aplique un ungüento oftálmico veterinario en los ojos para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia.
  2. Procedimiento quirúrgico
    1. Después de la desinfección estéril y la cobertura del campo quirúrgico, realizar una incisión en la línea media de 25 cm de longitud. Insertar un retractor. Cubrir los intestinos grandes y pequeños con una toalla y la posición de ellos en el lado izquierdo para el acceso óptimo al riñón derecho.
    2. Liberar el uréter y el riñón derecho propio de los tejidos adherentes utilizando el cauterio.
    3. Diseccionar la vena renal derecha y la arteria usando el cauterio hasta su origen a partir de la vena cava inferior y la aorta, respectivamente, son gratuitas. Para evitar el vasoespasmo arterial, la administración de 30 a 65 mg de papaverina debe ser considerado.
    4. Después de la disección completa renal, lazo (seda, 3-0) y cortar el uréter distal. Preparea tazón de hielo y una bolsa estéril de órganos.
    5. En primer lugar, sujetar la arteria renal cerca de la aorta y segundo, sujetar la vena renal cerca de la vena cava utilizando abrazaderas de los vasos. A continuación, resecar el injerto renal y canular inmediatamente la arteria renal con una cánula de la arteria renal. Utilizar 500 ml de solución enfriada con hielo de histidina-triptófano-cetoglutarato (HTK) para eliminar la sangre. Almacenar el riñón en hielo hasta el trasplante.
    6. In situ, cerrar la arteria renal restante con una ligadura (seda, 2-0) y la vena renal con una sutura continua (prolene, 6-0).
    7. Después de comprobar el área diseccionada para el sangrado, cerrar la pared abdominal con una sutura continua (monofilamentos, 1) y la piel con una seda 3-0 o sutura monofilamento no absorbible ..
  3. Procedimiento postoperatorio
    1. Fijar la vía subcutánea catéter venoso con una sutura (seda, 3-0) y el túnel a la espalda del cerdo para prevenir la manipulación no deseada. Después de colocar el cerdo propensos, suture (seda 3-0) del catéter firmemente a la piel.
    2. Independizar el cerdo del ventilador y deje que se recupere en su área de vivienda después de la extubación. Administrar lactato de Ringer por vía intravenosa durante la expansión de volumen y administración de 0,3 mg de buprenorfina para la analgesia. No deje un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal.

3. Injerto Trasplante de Riñón

  1. Procedimiento preoperatorio
    1. Anestesiar al cerdo utilizando inyección intravenosa de propofol (1-2 mg / kg de peso corporal), seguido de una infusión continua de propofol a una velocidad de 50 a 100 mg / hr. Vuelva a intubar al cerdo como se describe en el paso 2.1.3 y 2.1.4 y establecer el gas isoflurano al 3-4%.
    2. Administrar 1 g de cefazolina y 20 mg de pantoprazol iv Durante la cirugía, usar el mismo protocolo anestésico como se describe en 2.1.4.
    3. Después de la desinfección estéril, hacer un corte de 4 cm al lado de la tráquea. Diseccionar la TIN ú mero para exponer la arteria carótida. Pasar unas pinzas sobre-Holt y una corbata de seda (2-0) alrededor de la arteria. Utilice la técnica de Seldinger para introducir un catéter de plástico para medir continuamente la presión arterial durante la cirugía. Por otra parte, las técnicas de medición de presión arterial no invasiva pueden ser utilizados.
  2. Procedimiento quirúrgico
    1. Después de la desinfección estéril, vuelva a abrir la cavidad abdominal mediante la reducción de los puntos de las suturas de la piel y la fascia, reintroducir el retractor quirúrgico para exponer la cavidad abdominal, y la posición del intestino hacia el lado izquierdo para permitir un mejor acceso a los vasos infrarrenal.
    2. Trasplante de extremo a lado del injerto renal conservada hasta la vena cava infrarrenal y la aorta. Por lo tanto, la disección de la vena cava y la aorta durante 5-8 cm por encima de la bifurcación ilíaca usando camionetas y cauterio. Si es posible, no molestar a los vasos linfáticos; si no es posible, cierre con suturas de prolene 5-0.
    3. Después de completar la disección, comprobar for sangrado y eliminar el tejido restante de los vasos. Asegúrese de que de sujeción completa de la vena cava y la aorta con una abrazadera Satinsky es factible.
    4. A continuación, una resección del riñón contralateral (izquierda). Para ello, coloque el intestino hacia la derecha; diseccionar el uréter, el riñón en sí, la vena renal, y la arteria renal a partir de tejido adherente. Atar los uréteres y los vasos sanguíneos y resecar el riñón. Compruebe si hay sangrado.
    5. Volver a colocar el intestino hacia la izquierda para exponer la aorta infrarrenal y la vena cava. Se inyecta heparina (100 UI / kg de peso corporal) y espere al menos 2 minutos.
    6. Anastomosis venosa:
      1. Usar una abrazadera de Satinsky para sujetar completamente la vena cava y hacer una incisión ranura que coincide con el tamaño de la abertura de la vena renal, utilizando una cuchilla 11. tijeras Pott se pueden utilizar para ampliar aún más la rendija.
      2. Después de terminar el riñón en un paño estéril que contenga hielo, sacarlo de la hielo y colocarlo en el campo quirúrgico. Utilice dos de doble brazo 6-0prolene suturas para realizar una craneal y un punto de ángulo caudal.
      3. Aproximar el riñón, atar el extremo superior y realizar una sutura continua de prolene 6-0 usando, a partir de la pared del fondo. Después de haber terminado 2/3, utilizar el otro extremo de la atadura para completar la sutura en el lado frontal. Después de atar las suturas craneales, atar los puntos de sutura en la esquina caudal.
      4. Coloque una pinza bulldog en la vena renal y abrir la pinza de Satinsky. Compruebe la anastomosis de sangrado.
    7. La anastomosis arterial:
      1. Utilice la abrazadera Satinsky de nuevo para sujetar completamente la aorta. Utilice una cuchilla 11 para hacer una incisión de hendidura, a juego de la abertura de la arteria renal. Use un punzón redondo de 4,0 mm para asegurar una apertura limpia.
      2. Utilice una sutura de prolene 6-0 para realizar la anastomosis arterial, comenzando en el lado receptor. Asegúrese de que el endotelio arterial está incluido en cada sutura para evitar una disección. Mientras tanto, iniciar un goteo continuo de 10 ml norepinephrine (16 mg / 250 ml) diluido en 500 ml de lactato de Ringer y se valora para mantener la presión sistólica por encima de 100 mmHg.
      3. Inyectar verapamil intra-arterial antes de la finalización de la anastomosis arterial y administrar papaverina tópicamente al exterior del recipiente para prevenir el vasoespasmo.
      4. Coloque una pinza bulldog en la arteria renal y abra la pinza Satinksy. Compruebe las anastomosis de sangrado.
      5. Desenvolver el riñón de la tela y eliminar el hielo. Abra la pinza bulldog venosa primero, seguido por la pinza bulldog arterial. Después de la reperfusión, la producción de orina debe comenzar inmediatamente.
      6. Utilice un paño para asegurar una posición favorable para el injerto trasplantado y mantener una reperfusión homogénea.
    8. La anastomosis ureteral:
      1. Con unas tijeras Pott para abrir el uréter del injerto y el receptor en una longitud longitudinal de 0,5 cm.
      2. Utilice dos 6.0 poliéster, poli (p-dioxanona) para la sutura Ure de lado a ladoanastomosis enteral. Stich realizar una esquina en cada lado, a continuación, ejecutar la pared posterior de una manera continua en primer lugar, seguido de la pared frontal.
      3. Después de verificar si el sangrado, retire la tela y envolver algo del intestino delgado que rodea el riñón para mantenerlo en su posición. Cerrar la pared abdominal con dos suturas monofilamento 1. Cierre la piel con seda 3-0 o una sutura monofilamento no absorbible.
      4. Mantener la presión sistólica por encima de 100 mmHg de forma continua mediante titulación cuidadosamente la infusión de norepinefrina hasta que el cerdo se ha colocado en posición prona.
  3. Procedimiento postoperatorio
    1. Después del cierre abdominal como se ha mencionado anteriormente, mantener el cerdo caliente utilizando una almohadilla caliente y una manta de circulación de calor. Retire la línea arterial, cerrar el orificio de punción en la arteria con un Stich prolene 6-0 y cerrar el lugar de la incisión.
    2. Girar el cerdo en posición de decúbito prono, detener el goteo de la norepinefrina y dejar de depender del cerdo del ventilador. Alabamabajo el cerdo se recupere en su área de vivienda y vigilar de cerca para asegurar su recuperación sin problemas del procedimiento. Tomar muestras de gases en sangre cada hr a través del catéter yugular implantado. Proporcionar lactato de Ringer al volumen sustituto y administrar 0,3 mg de buprenorfina para la analgesia.
    3. Después de la extubación, vigilar estrechamente el cerdo hasta que es capaz de beber de forma espontánea. No deje un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. No devuelva un animal que ha sido sometido a una cirugía para la compañía de otros animales hasta que esté completamente recuperado.

4. Seguimiento posquirúrgico

  1. Administrar 0,3 mg de buprenorfina por vía intravenosa cada 8 horas durante al menos 2 días después de la cirugía o más si es necesario. Rutinariamente administrar una sola dosis profiláctica de antibióticos durante la cirugía. En el caso de signos de infección, administrar cefazolina 1 g iv dos veces por día y metronidazol iv una vez por día hastamejoría clínica se produce. Administrar lactato de Ringer hasta que el cerdo bebe suficiente agua. 1.000 UI de heparina se puede utilizar para bloquear el catéter para prevenir la coagulación.
  2. Recoger muestras de sangre venosa a través del catéter yugular y las muestras de orina para evaluar el estado clínico del cerdo y la función renal.
  3. Para la eutanasia, inducir la anestesia del cerdo con propofol IV (5-10 ml) y mantenerla con isoflurano 5%. Intubate el cerdo como se describe anteriormente. Después de relaparatomy y la recogida de muestra de tejido renal, inducir la parada cardiaca por inyección intravenosa de KCl 40 mval.

Resultados

A continuación, los resultados de los experimentos autotrasplante renal (n = 4) se ponen de manifiesto. Después de la recuperación inicial del injerto, los cerdos recuperados en su área de vivienda. Mientras tanto, los injertos renales se almacenaron en hielo durante un tiempo medio de 7 h 35 min (± 18 min). Después de reinducción de la anestesia y laparotomía repetida, los riñones contralaterales fueron resecados y los injertos trasplantados almacenados en frío heterotópica como se ha descrito. Después de la retirada del respirador, los cerdos se recuperan de la cirugía y seguidos durante 10 días (véase la Figura 1). Todos los días (1-4 días post-operatorio; vaina) o cada dos días se recogieron (6-10) de la vaina muestras de sangre para realizar análisis de gases en sangre; para evaluar la función renal, la creatinina sérica y el nitrógeno de urea en sangre se calcularon los valores (BUN). Para la comparación, se presentan los resultados de un injerto renal allotransplanted. Para la inmunosupresión, este cerdo recibió ciclosporina 100 mg por vía oral y cortisone 250 mg ivbid La técnica quirúrgica utilizada fue la misma que en el protocolo de autotrasplante; no se aplicó tiempo de isquemia caliente.

Todos los cerdos estaban en buenas condiciones clínicas durante el período de seguimiento. Los creatinina y BUN valores séricos revelaron el mayor aumento en el primer día después de la cirugía (CREA 2,8 ± 0,7 mg / dl, urea 25,3 ± 7 mg / dl) y disminuyeron hasta aerodinámico 10 (CREA 1,7 ± 0,4 mg / dl, urea 10,7 ± 4 mg / dl) cerca de los valores iniciales de referencia. El injerto renal allotransplanted demostró valores de creatinina y BUN más altos después de una buena función inicial del injerto, en comparación con los autoinjertos, muy probablemente debido al rechazo (Figura 2 y 3). Hemostasis ácido-base (Figura 4) y los niveles de electrolitos (Figura 5) fueron estables sin intervención. El examen histológico mostró tubulointerstitium conservado en el riñón autotransplantado (Figure 6), y difundir la inflamación intersticial, tubulitis y glomerulitis en el riñón allotransplanted (Figura 7).

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Los valores Figura 2. Valores de creatinina sérica. Séricos de creatinina (media y desviación estándar) para la línea de base y 10 después de la cirugía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3. Los valores séricos de moño. Los valores séricos de BUN (media y desviación estándar) para la línea de base y 10 días después de la cirugía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 4. hemostasia ácido-base. Hemostasis ácido-base (media y desviación estándar) para la línea de base y 10 días después de la cirugía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 5. niveles de electrolitos. Los niveles de electrolitos (media y desviación estándar) para la línea de base y 10 días después de la cirugía. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 6. Histología (H &# 38;.. E), 100X tubulointerstitium normal en el riñón autotransplantado 10 días después de la cirugía Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 7. Histología (H & E), 100X. Amplia inflamación intersticial, tubulitis y Glomerulitis, en consonancia con el rechazo, en el riñón allotransplanted 10 días después de la cirugía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

El modelo de trasplante de riñón porcino ofrece una oportunidad única para avanzar en el campo del trasplante humano debido a las similitudes en los aspectos quirúrgicos, la fisiología, la bioquímica, la inmunología y 14.

Dependiendo del propósito del estudio experimental, el modelo de autotrasplante renal tiene varias ventajas en comparación con el modelo de alotrasplante. Aunque varios grupos dan cuenta de la buena función del injerto renal tras alotrasplante 28, inmunosupresión en los cerdos es un reto, especialmente en el trasplante renal. Muestra de sangre preoperatoria analiza para garantizar la compatibilidad para el antígeno leucocitario porcino (SLA) son factibles, pero es caro y poco práctico 14. Después de la operación, los agentes inmunosupresores propuestas tales como tacrolimus y ciclosporina (inhibidores de la calcineurina, CNI) se administran por vía oral o intravenosa 28. La administración oral es poco práctico, como cerdos generalmente se niegan a ingerir medicamentos por vía oralción. Por otra parte, las obstrucciones intestinales podrían obviar la absorción suficiente de medicamentos inmunosupresores y mantenimiento de los niveles de fármacos terapéuticos. La infusión continua de iv del CNI en animales activos es técnicamente exigente. la administración en bolo iv conduce a altos valores de pico, que causan toxicidad. Por lo tanto, para la investigación de nuevas técnicas de conservación, el modelo de autotrasplante renal tiene varias ventajas. En los resultados representativos del injerto renal allotransplantated ha demostrado más arriba, un pico de retraso y un aumento de la creatinina y BUN indicar rechazo, lo que fue demostrado por la evaluación histológica.

El modelo porcino de autotrasplante anteriormente se ha utilizado para investigar nuevas técnicas de preservación 14,18,29. Sin embargo, los comunicados de creatinina y BUN valores séricos postoperatoria de cerdos autotransplantadas en un escenario a corazón parado varían considerablemente dependiendo del sistema experimental 22,30 . El protocolo de donantes a corazón parado aquí presentamos se traduce en un bajo pico de creatinina sérica postoperatoria de 2,8 mg / dl (± 0,7) y BUN pico de 25,3 mg / dl (± 7,4). Estos resultados son comparables con los valores de pico bajos presentados por Hanto y colegas 28 y Snoeijs y colegas 31.

Para asegurar un resultado exitoso después del trasplante renal en un modelo porcino autotrasplante, hemos identificado varios factores técnicos clave que reduzcan al mínimo la tasa de ciertas complicaciones. El uso de la solución de histidina-triptófano-cetoglutarato (HTK) reduce el riesgo de vasoespasmo debido a su menor contenido de potasio en comparación con la Universidad de Wisconsin solución (UW). Para reducir aún más el riesgo de vasoespasmo en el punto de la reperfusión, verapamil se puede inyectar en la arteria renal, y papaverina se puede administrar por vía tópica durante la recuperación y después de la reperfusión. Además, un goteo continuo de la norepinefrina titula para mantenerla presión arterial sistólica por encima de 100 mmHg garantiza una reperfusión homogénea. Es útil para mantener esta presión arterial al menos hasta que el cerdo se coloca boca abajo. Además, la colocación del injerto trasplantado es importante para evitar el retorcimiento de los vasos sanguíneos recién anastomosados. Por lo tanto, es útil para resecar el riñón contralateral izquierdo antes de coser la anastomosis del injerto para evitar una extensa manipulación mecánica. Después de terminar la anastomosis ureteral, envolviendo el intestino delgado alrededor del injerto trasplantado asegura su posición después del cierre de la pared abdominal. Las complicaciones como obstrucciones intestinales debido a la formación de cocas en el intestino, pero rara vez se observan pueden dar lugar a complicaciones graves, incluyendo íleo, perforación intestinal, y la muerte. En general, la técnica quirúrgica precisa, la anestesia atento y una vigilancia estrecha durante el seguimiento a asegurar una buena función del injerto y el resultado clínico.

Arterial y venoso anastomosis pueden performó el uso de diferentes técnicas. ortotópico la colocación del injerto permite anastomosis de extremo a extremo de la arteria y la vena renal. En el caso del trasplante heterotópico, el injerto puede ser posicionado en la fosa renal contralateral para la anastomosis de extremo a extremo, en los vasos ilíacos, o de la aorta distal directamente. Trasplante heterotópico con anastomosis de aorta y cava directamente en la técnica de extremo a lado se prefieren en este modelo ya que puede reducir el riesgo de trombosis y vasoespasmo 32. Las variaciones anatómicas con bifurcaciones venosas muy tempranas pueden conducir a la necesidad de coser dos anastomosis venosas separadas. Si la arteria o vena son relativamente cortas, el injerto se puede girar 180 ° para obtener la longitud de los vasos. Ureteral anastomosis de lado a lado puede lograr buenos resultados experimentales sin complicar estenosis o fuga urinaria.

En general, el modelo porcino de trasplante renal ofrece ventajas en comparación con otros modelos animales. como described anteriormente, existen ciertas similitudes entre el porcino y el entorno humano, lo que permite la traducción relativamente rápido de nuevas técnicas en la práctica clínica. La técnica de trasplante es técnicamente más fácil en comparación con modelos de roedores. Además, mediante la colocación de catéteres venosos, muestras de sangre periférica pueden recogerse fácilmente y se procesaron para análisis adicionales. La recogida de la orina permite una nueva evaluación de la lesión renal y la función. Para recoger las muestras de orina, un catéter percutáneo puede ser insertado en la vejiga urinaria. Para evitar la manipulación por el cerdo, el extremo distal debe ser tunelizado por vía subcutánea en la parte posterior del animal. Otra opción para la recolección de orina es el uso de jaulas metabólicas, que permiten a los períodos de recogida prolongados para estimar la depuración de creatinina y la concentración de los biomarcadores adicionales en la orina. De ecografía, tomografía computarizada, resonancia magnética y las imágenes son posibles. Donación después de la muerte protocolos circulatorio puede ser imitado mediante la aplicación de tibiaisquemia antes de la recuperación. Además, los cerdos son relativamente fáciles de manejar si castrado para limitar su comportamiento agresivo.

Las desventajas son el alto costo de la compra de los animales, la vivienda, materiales médicos y quirúrgicos y otra, y mano de obra. Estos factores hacen que no es posible incluir un gran número de animales en cada grupo de estudio. Además, en comparación con modelos de roedores, un número limitado de referencias están disponibles en la literatura para el cerdo datos biológicos normativos. Como una alternativa para la evaluación de nuevas técnicas desarrolladas, tales como nuevos métodos de conservación, otros grupos han descrito la normotérmica reperfusión ex vivo como una alternativa al trasplante renal 33,34. Esta técnica es fácil de realizar y menos costoso. Sin embargo, estandarizado trasplante de injerto renal proporciona un modelo más similar a la práctica clínica y permite un seguimiento más largo períodos de seguimiento. Por lo tanto, sirve para evaluar un injerto más realistaambiente.

En conclusión, el modelo porcino de autotrasplante renal heterotópico proporciona un escenario clínico importante investigar nuevos enfoques innovadores para la mejora de los resultados del injerto renal. En particular, este protocolo cuenta con importantes detalles técnicos que faciliten el establecimiento exitoso de un modelo de autotrasplante renal y permite la rápida traducción de los nuevos resultados a los ensayos clínicos.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Agradecemos al Grupo Sorin (Milán, Italia), XVIVO Perfusion Inc. (Gotemburgo, Suecia) y Braun AG (Melsungen, Alemania) por su apoyo. Apreciamos mucho el apoyo de la Fundación John David y Signy Eaton.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
anestesia fuerte
anestesia fuerte, OptimaxModuflex Equipo de anestesiaSN5180
Bomba de infusión 3,000SIMS Graseby LTD.
línea de bombas de infusiónSmith Medical ASD Inc.21-0442-25
Catéter permanente intravenoso (9.5 Fr)Cook Medical CompanyG01865
Vapor de isoflurano 19.1Draeger Medical Canada Inc.N/A
Mallinckrodt, Tubo Traqueal, 6,5 mmCovidien Canadá86449
Almohadilla de Terapia de TemperaturaGaymar Industries IncTP26E
Ventilador, AV 800DRE Equipo Médico40800AVV
Warm Touch, Sistema de Calentamiento del PacienteNellcor/ Covidien Canada5015300A
NameCompanyNúmero de catálogoComentarios
Equipo quirúrgico
Retractor abdominalMedite GmbH07-0001-00
Punzón de aorta/vena 4,0 mm, redondoScanlan International Inc.1001-602
De Bakey, periférico atraumático, abrazaderaAesculap Inc.FB463R
De Bakey-Beck, Vena cava atraumática, AbrazaderaAesculap Inc.FB519R
De Bakey, Mini-Bulldog Atraumático, RectoAesculap Inc.FB422R
De Bakey, Mini-Bulldog Atraumático, CurvadoAesculap Inc.FB423R
De Bakey, Pinza de coartación atraumática,Aesculap Inc.FB453R
Cuchilla de disección #11Maquinilla de afeitar de seguridad de plumas Co.089165B
Conector (1/4") con cerradura luer machoSorin Group Inc.AB1452
Juego de administración de hígado (línea de descarga)CardioMed Supplies Inc17175
Maxon, 1Covidien Canada606173
Med-Rx Tubo de conexión de succiónBenlan Inc.70-8120
Bolsa de órganosCardioMed Supplies Inc2990
Potts – De Martel, TijerasAesculap Inc.BC648R
Cánula de arteria renal, 1.6"Sorin Group Inc.VC-11000
Sofsilk, 2-0Covidien CanadaS405
Sofsilk, 3-0Covidien CanadaS404
Satinsky, Abrazadera de cava suprahepáticaAesculap Inc.FB605R
Punta de succiónTyco Healthcare Group LP 8888501023
Surgipro II, 6-0Covidien CanadaVP733X
Valleylab, Lápiz de cauterizaciónCovidien CanadaE2515H
Valleylab, Force TxValleylab Inc.
Valleylab, Electrodo de retorno al pacienteCovidien CanadaE7507
NameCompanyNúmero de catálogoComments
>Medicamento
atropina fuerte 15 mg/30 mlRafter 8 Productos238481
Buprenorfina 0,3 mg/mlRB Pharmaceuticals LDTN/A
Ceftiofur 3 mg/mlPfizer Canada Inc.11103
Cefazolina 1 gSocios Farmacéuticos de Canadá Inc.
Citrato de fentanilo 0,25 mg/5 mlSandoz Canada Inc.
Heparina 10.000 iU/10 mlSandoz Canada Inc.10750
Solución de histidina-triptófano-cetoglutarato (HTK)MethapharmCU001LBG
Isoflurano 99,9%, 250 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Clorhidrato de ketamina   5,000 mg / 50 mlBimeda-MTC Animal Health Inc.
Timbre lactato' s + 5% Dextrosa 1 LBaxter CorporationJB1064
Timbre lactato s 1 LBaxter CorporationJB2324
Metronidazol 500 mg/100 mlBaxter Corporation870420
Midazolam 50 mg/10 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Norepinefrina 16 mg/250 ml Dextrosa 5%Baxter CorporationN/A
Pantoprazol 40 mgSandoz Canada Inc.
Papaverine 65 mg/2 mlSandoz Canada Inc.9881
Propofol 1.000 mg/100 mlPharmascience Inc.
solución salina 0,9%, 1 LBaxter Corporation60208
Solu-Medrol 500 mgPfizer Canada Inc.
VerapamiloSandoz Canadá Inc.
Xilocaína Endotraqueal 10 mg/50 mlAstraZeneca2003767
SN300050447 en ángulo21615148022371382240434223192961231622429052306727224437923679632166739

Referencias

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
  4. Global Observatory on Donation & Transplantation. , Available from: http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx (2014).
  5. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, Suppl 1. (2014).
  6. Rahmel, A. Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. . , Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013).
  7. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  8. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
  9. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  10. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  11. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  12. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  13. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  14. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
  15. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
  16. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
  17. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
  18. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
  19. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  20. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, Suppl 25. 6-15 (2013).
  21. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
  22. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
  23. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
  24. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
  25. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
  26. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
  27. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
  28. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
  29. Maathuis, M. -H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
  30. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
  31. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
  32. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  33. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
  34. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

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