Artículo de método

La denervación quirúrgica cutánea: Un método para probar el requisito de nervios en el ratón modelos de enfermedad de la piel

DOI:

10.3791/54050

⸱

26 de junio de 2016

 ,  , 
1Dermatology, Cell and Developmental Biology, University of Michigan, 2Dermatology Branch, National Cancer Institute, National Institutes of Health

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este artículo incluye protocolos detallados para el marcaje genético de la piel del ratón, la denervación quirúrgica, la biopsia de piel y la visualización de epitelios marcados mediante tinción de β-galactosidasa de montaje completo. Estos métodos se pueden utilizar para probar el requerimiento de nervios en modelos de ratón de piel normal y patológica.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los nervios somatosensoriales cutáneos funcionan para detectar diversos estímulos que actúan sobre la piel. Además de sus funciones sensoriales establecidas, estudios recientes han sugerido que los nervios también pueden modular los trastornos de la piel, como la dermatitis atópica, la psoriasis y el cáncer. Aquí, describimos los protocolos para probar los requisitos de los nervios en el mantenimiento de un órgano mecanosensorial cutáneo, la cúpula táctil (TD). Específicamente, discutimos métodos para el etiquetado genético, la recolección y la visualización de TDs mediante tinción de montaje completo, y para realizar la denervación quirúrgica unilateral en la piel dorsal del dorso del ratón. Juntos, estos enfoques se pueden utilizar para comparar directamente la morfología de TD y la expresión génica en piel denervada y operada simuladamente del mismo animal. Estos métodos también se pueden adaptar fácilmente para examinar el requisito de nervios en modelos de ratón de patología de la piel. Por último, la capacidad de tomar muestras repetidas de la piel brinda la oportunidad de monitorear la progresión de la enfermedad en diferentes etapas y momentos después del inicio.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

En los últimos años, ha habido una apreciación cada vez mayor de la influencia de los nervios en enfermedades que normalmente no se consideran neuropatías clásicas1-4. En la piel, la evidencia experimental reciente ha sugerido que los nervios sensoriales pueden modular diversas patologías que van desde la psoriasis hasta el cáncer5-9. Esto se ha demostrado utilizando técnicas como la denervación quirúrgica y la inhibición farmacológica de la función neuronal en roedores. En el caso de la psoriasis, estos estudios han proporcionado un marco mecanicista para comprender por qué las placas psoriásicas humanas retroceden después de la pérdida de la función neuronal7,10-12.

Los nervios cutáneos también pueden afectar la expresión génica13,14 y son críticos para la mecanodetección en la piel normal15. En particular, los epitelios de cúpula táctil (TD) están formados por un parche de células epidérmicas columnares en yuxtaposición con células de Merkel neuroendocrinas inervadas por fibras nerviosas de tipo 1 (SA1) de adaptación lenta16-18. Los TD median la sensación de tacto ligero y se ha demostrado que muestran la actividad de la vía del erizo5,19. El mantenimiento de la TD depende de la inervación20,21, ya que los nervios secretan ligandos de erizo para mantener las TD normales y sus células de Merkel asociadas19. Además, la inervación promueve la formación de tumores dependientes de Hedgehog a partir de epitelios TD5. En conjunto, estos estudios refuerzan la noción de que las intrincadas interacciones moleculares que ocurren entre los nervios y las células circundantes en su nicho son cruciales para la fisiología normal de la TD, así como para la enfermedad.

Para interrogar la naturaleza de estas interacciones, describimos aquí una serie de técnicas in vivo para manipular la expresión génica en el TD, así como para recolectar biopsias de piel para la visualización de TD después del rastreo del linaje. Finalmente, describimos los procedimientos para realizar la denervación quirúrgica unilateral, en la que se extirpan los nervios de un lado de la piel dorsal del ratón, mientras se deja intacto el lado contralateral como un control interno simulado. Varias semanas después de la cirugía, se comparan la piel denervada y la piel de control simulada para evaluar los cambios que ocurren cuando se ablacionan los nervios. Aunque estas técnicas se describen en el contexto de las TD normales, el procedimiento de denervación se ha utilizado para examinar la necesidad de nervios en modelos murinos de psoriasis6, cicatrización de heridas13 y tumorigénesis5. Por último, dado que la piel es susceptible a biopsias repetidas, esto brinda la oportunidad de monitorear el destino a largo plazo de las células marcadas o de evaluar la progresión de la enfermedad en múltiples puntos de tiempo.

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Protocolo

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Todos los procedimientos descritos en este protocolo se realizaron de acuerdo con las normas establecidas por la Universidad de Michigan Unidad de Medicina de Laboratorio Animal.

1. Inducir la recombinación genética en ratones

Nota: El Gli1 TM3 (CRE / ERT2) Alj / J cepa de ratón (Gli1-CreERT2) 13 permite la orientación de la recombinación genética inducida por tamoxifeno a TD epitelios. Cruzar esta cepa con B6.129S4-Gt (ROSA) reportero ratones 26Sor tm1Sor / J (LacZ) 22 para generar Gli1; ​​LacZ animales para visualizar las células TD por todo el montaje en la tinción de abajo.

  1. Preparar la solución de tamoxifeno a una concentración de 12,5 mg / ml en aceite de maíz.
    1. En un tubo de 1,5 ml, añadir hasta 20 mg de tamoxifeno cristalinas, y luego 1 ml de aceite de maíz. Firmemente con cinta adhesiva el tubo a un mezclador de vórtice, y agitar de forma continua a la configuración más alta a temperatura ambiente hasta que el tamoxifeno se ha disuelto completamente (2-4 h), comoconfirmado mediante el examen del tubo en un microscopio de disección por la ausencia de partículas tamoxifeno.
    2. Transferir la solución a un tubo de 15 ml y diluir el tamoxifeno a una concentración final de 12,5 mg / ml con aceite de maíz adicional. Mezclar mediante agitación la solución viscosa durante 30 sec adicional. Almacenar esta solución durante un máximo de 1 semana a 4 ° C en la oscuridad.
  2. Se inyecta la solución tamoxifeno por vía intraperitoneal en Gli1; ​​ratones lacZ, en un volumen de 200 l por 20 g de peso corporal de ratón, para una dosis eficaz de tamoxifeno 2,5 mg por 20 g de peso del ratón.

2. Cosecha biopsias de piel

Nota: Dependiendo del experimento, las biopsias de piel cosecha de varios días o semanas después de la inducción tamoxifeno. Para todas las cirugías, seguir los protocolos estándar para la cirugía de roedores, incluyendo el uso de guantes estériles, con una máscara quirúrgica o el pelo red, y que cubre al animal con un paño quirúrgico estéril durante el procedimiento.

  1. Preparar la solución madre 10x anestesia mediante la mezcla de 90 mg / ml de ketamina y 6,5 mg / ml en agua xilacina. Diluir esta solución madre 1:10 en PBS estéril justo antes de su uso, y almacenar a temperatura ambiente en la oscuridad durante un máximo de 8 meses.
    1. Alternativamente, anestesiar los ratones por inhalación de isoflurano, comenzando con una concentración de gas de 4% con el oxígeno para anestesiar completamente el animal, y, posteriormente, la reducción de este a 1-2% durante la duración del procedimiento.
  2. Se inyecta la solución anestésica por vía intraperitoneal a una dosis de 200 l por 20 g de peso corporal del ratón. Compruebe que el animal ha alcanzado el plano adecuado de sedación mediante el ensayo del dedo del pie de presión, y confirme que ritmo cardíaco y respiratorio son normales (aproximadamente 600 latidos y 160 respiraciones por minuto, respectivamente).
  3. Utilice una maquinilla eléctrica para eliminar el vello desde el sitio de la biopsia en la piel dorsal de nuevo, teniendo cuidado de no cortar ni dañar la piel subyacente.
  4. Preparar la zona quirúrgica limpiando la afeitadazona d en una dirección anterior-a-posterior utilizando Betadine y alcohol toallitas. Asegurar que todos los recortes de pelo se retiran del sitio.
  5. Esquema de la zona de la biopsia usando un marcador negro, colocar al animal en un cojín de calentamiento en un área quirúrgica aséptica, y cubrir con un paño quirúrgico estéril (con fines de demostración, se omitió campo estéril para aumentar la visibilidad).
    Nota: Para obtener secciones longitudinales de los folículos pilosos, el borde más largo de la biopsia (el borde que se seccionó para histología, ~ 1 cm) debería correr en una dirección anterior-posterior (paralelo a la dirección de los folículos pilosos), parasagital a la línea media dorsal (Figura 1A).
  6. Use un estéril # 11 bisturí para realizar una escisión de espesor total a lo largo del área marcada sin dañar la fascia muscular de subyacente.
    Nota: El tejido de piel extirpada incluye la epidermis, dermis, grasa subcutánea y panículo carnoso. El sangrado suele ser mínima.
  7. Acoplar tse escindió muestra de piel en una toalla de papel seca, la dermis lado negativo, recortar el exceso de papel de cocina, y almacenar la muestra en PBS frío para un máximo de 1 hora si otras muestras tienen que ser recogidos. Cuando esté listo, continúe con los pasos 3.1 o 3.2 para procesar las muestras para histología, o el paso 4 para β-galactosidasa tinción de todo el montaje (LacZ).
  8. Sutura cerrar el sitio de la biopsia usando suturas de nylon 6-0, en un patrón interrumpido sencilla espaciadas más o menos 3 mm.
  9. No devuelva los ratones que se han sometido a una cirugía en la misma jaula como los otros animales hasta después de la recuperación completa.
  10. Observar a los animales inmediatamente después de la cirugía hasta recuperar la conciencia, y también todos los días hasta el área quirúrgica se ha curado, por lo general dentro de 1 semana. Utilizar analgésicos de acuerdo con pautas para el cuidado y uso de animales institucionales designados si ratones muestran signos de dolor o angustia. Retirar las suturas dentro de 7-10 días después de la cirugía.
    Nota: Si es necesario, preparar la solución analgésica mediante la dilución de carprofeno (50 mg / ml de solución madre solution) 1: 100 en agua estéril. Se inyecta la solución por vía subcutánea entre los omóplatos, cerca de la piel del cuello, a una dosis de 200 l por cada 20 g de peso corporal (5 mg / kg de peso corporal del ratón).

3. Las muestras de proceso para Histología

Nota: para fijar y procesar el tejido extirpado, utilice uno de estos métodos dependiendo de la aplicación.

  1. Para generar muestras histológicas embebidas en parafina, fijar la piel en el 3,7% de formalina en PBS O / N a temperatura ambiente y almacenar en un 70% de etanol durante un máximo de 2 semanas. Retire la toalla de papel antes de clavarse en parafina.
  2. Para la generación de muestras histológicas congeladas, sumergir el tejido en frío de paraformaldehído al 4% en PBS y agitar suavemente durante 1 hora. Retire la solución y se lava la muestra con 3 cambios de PBS, más o menos 5 minutos cada uno. A continuación, sumergir la muestra en 30% de sacarosa en PBS para cryoprotect el tejido ( "hundimiento sacarosa").
  3. Incubar con agitación suave O / N a 4 ° C. Al día siguiente, retire el papel o toallaEL y recorte el exceso de tejido adiposo de la cara dérmica de la piel. Incrustar el tejido directamente en PTU y almacenar el bloque congelado a -80 ° C.
    Nota: Después de seccionar, ya sea de parafina o las muestras congeladas se pueden teñir mediante técnicas de inmunohistoquímica para identificar anotaciones, las células de Merkel y los nervios usando anticuerpos contra queratina 17, queratina 8 y neurofilamentos, respectivamente, como se describió previamente 5,19.

4. Las muestras Visualizar por Todo el montaje lacZ La tinción

  1. Preparar la solución de tinción X-gal.
    1. Combinar 0,94 g fosfato de sodio monobásico, y 2,6 g de fosfato de sodio dibásico en 250 ml de agua estéril. Ajustar el pH a 7,3. A esto, añadir 0,5 ml de cloruro de 1 M de magnesio, 0,528 g de ferrocianuro de potasio, y 0,412 g de ferricianuro de potasio. Añadir 250 ml de glicol de polietileno-octilfenılico y 125 mg de desoxicolato. La solución de base se puede almacenar a 4 ° C durante un máximo de 6 meses en la oscuridad.
    2. Preparar 50x acciones soluti X-galen mediante la adición de dimetilformamida a la botella de X-gal de stock para generar una solución 50 mg / ml. Almacenar esta solución a -20 ° C en la oscuridad.
    3. Justo antes de usar, diluir la solución madre de X-gal 1:50 en solución de base X-gal para generar solución de tinción. Para biopsias más pequeños (<1 cm 2), alícuotas 1-2 ml de solución de tinción por muestra.
  2. Fijar la muestra de piel obtenidos en la etapa 2.7 en una solución que contiene 2% de paraformaldehído / 0,2% de glutaraldehído en PBS frío durante 30 minutos, agitando suavemente en hielo. Para biopsias más pequeños (<1 cm 2), utilizar 1-2 ml de solución de fijación por muestra.
    Nota: Como alternativa, fijar las muestras en 2-4% de paraformaldehído solamente, o sólo en glutaraldehído al 0,5%. condiciones de fijación óptima dependen del tejido, el grado de expresión de LacZ y aplicación.
  3. Eliminar la solución de fijación, y enjuagar las muestras con 3 cambios de PBS, 5 minutos cada uno, en un agitador a temperatura ambiente.
  4. Retire la toalla de papel debajo de la muestra y cortar exces tejido adiposo de la cara dérmica de la piel agarrando la grasa con unas pinzas romas y el recorte con las tijeras de disección.
  5. Sumergir la muestra en solución de tinción X-gal, y se incuba a 37 ° CO / N. La expresión de LacZ será visible como una mancha azul debajo de un microscopio de disección (Figura 1B).
    Nota: Si la intensidad de la señal es débil, reemplace la solución de tinción al día siguiente y repetir la incubación O N /. Si la tinción de fondo es demasiado intenso, reducir el tiempo de tinción, o incubar la muestra a temperatura ambiente en lugar de 37 ° C.
  6. Eliminar la solución de tinción y lavar las muestras en 3 cambios de PBS que contenía 3% de DMSO durante aproximadamente 5 min, agitando suavemente a TA.
  7. muestras de lavado de 2-3 cambios de etanol al 70% durante 5 minutos cada uno. Almacenar las muestras en etanol al 70%.

5. La denervación quirúrgica

  1. Anestesiar al animal como en el paso 2.2 y afeitar toda la piel dorsal.
  2. Preparar el área quirúrgica of la piel de la espalda usando Betadine y toallitas con alcohol, y cubrir al animal con un paño quirúrgico estéril (con fines de demostración, se omitió campo estéril para aumentar la visibilidad). Mantenga el animal caliente utilizando una almohadilla caliente mientras se opera en un área quirúrgica aséptica.
  3. Hacer una incisión con un escalpelo estéril # 11 a lo largo de la línea media dorsal de la base del cuello a aproximadamente 0,5 cm por encima de la cola.
  4. El uso de pinzas romas, reflejar suavemente la piel en el lado izquierdo de distancia desde el flanco de visualizar el tejido subyacente de las almohadillas de grasa escapular cerca del cuello a justo por encima de la extremidad posterior.
    Nota: los nervios cutáneos dorsales aparecen como hebras blancas que viajan en sentido caudal a través de la fascia de la pared translúcida tronco antes de hacer curvas cerradas y entrar en el tejido conectivo suelto debajo de la piel (Figura 2).
  5. El uso de pinzas ultrafinas con un microscopio de disección luz, quitar los nervios exclusivamente desde el lado izquierdo del ánimal situados en sitios anatómicos T3-12 Desplumando desde donde los segmentos de curva en la pared del tronco a sus sitios de entrada en la piel (Figura 2).
    1. Fórceps Orient verticalmente y eliminar los nervios agarrando aproximadamente 0,5 cm por debajo de sus sitios de flexión y tirando hacia arriba, haciendo que el nervio para estirar y separar del tejido circundante (Figura 2C - E). Tenga cuidado para evitar la ruptura de los vasos sanguíneos adyacentes.
    2. Continuar hasta que se eliminen todos los nervios que se extienden desde la pared del tronco a la piel. No alterar los nervios dentro de la densa fascia de la pared del tronco. Mantenga el tejido húmedo durante todo el procedimiento mediante la aplicación periódicamente gotas de solución salina estéril al 0,9%.
    3. Como alternativa, retire los nervios sujetando sus extremos proximal cerca de la pared del tronco con unas pinzas y cortando con unas tijeras finas. Después, cortar los extremos distales cerca de la piel (Figuras 2F - H). Por último, retire el intervening segmentos de nervio (figura 2I).
  6. Retire cualquier nervios del colgajo de piel expuesta en el paso 5.4. Estas fibras comprenden las ramas distales de los nervios cutáneos dorsales y aparecen como blancos hebras de ramificación situados de forma esporádica dentro del tejido conectivo en el lado dérmico de la tapa de piel (figuras 2J - K).
    1. Para eliminar estas ramas finas, se posicionan las pinzas finas más o menos paralelos a la superficie dérmica, agarran los nervios y arrancar hacia arriba para evitar la interrupción de los vasos sanguíneos y punción de la piel. Continúe hasta que todos los nervios visibles han sido eliminados.
  7. Utilizando disección roma, reflejar la piel en el lado derecho de la incisión en la línea media dorsal, pero no quite los nervios. Esto servirá como el control contralateral con operación simulada.
  8. Sutura a lo largo de la línea media dorsal en un patrón interrumpido sencilla para cerrar la incisión. Vigilar el animal durante la recuperación y post-opertivamente como se ha demostrado anteriormente (Pasos 2,8-10). Retirar las suturas dentro de 7-10 días después de la cirugía.
  9. Para evaluar funcionalmente estables denervación hasta varias semanas después de la cirugía, eliminar el vello de la piel dorsal usando una maquinilla eléctrica.
  10. pinchar suavemente la zona de piel denervado mediante una aguja hipodérmica, y tenga en cuenta si el animal responde, por lo general estremeciéndose o girar la cabeza. Si el área de la piel se ha denervado de forma estable, el animal exhibir poca o ninguna respuesta.
  11. El uso de un marcador negro, delinear el área de no respuesta, así como un área de tamaño y ubicación similar en el lado contralateral sham.
  12. Recoger las biopsias de estos sitios que en los pasos 2.1-2.9 para el análisis.
    Nota: Como alternativa, toda la espalda dorsal de la piel, incluyendo las regiones sin nervios y con operación simulada, se puede quitar como una sola hoja para todo el montaje de la tinción, similar a como se describe en el paso 4.

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Resultados

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Por ratones que expresan la generación de tamoxifeno inducible Gli1-CreERT2 y un alelo reportero LacZ, es posible visualizar los epitelios TD y rastrear el destino de estas células en el tiempo. Todo el procedimiento de denervación normalmente se puede completar en 1 hr por ratón y debe causar angustia mínimo para el animal.

Nuestros estudios previos han indicado que los nervios son cruciales para el mantenim...

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los nervios sirven para funciones cruciales no sólo en la sensación, sino también en el desarrollo de órganos de mamíferos, mantenimiento y regeneración 13,24-27. Como nervios recientemente se han implicado en diversos trastornos de la piel, las técnicas descritas aquí se pueden utilizar para estudiar el requisito de inervación en una variedad de modelos de enfermedad animal. De hecho, la técnica de denervación unilateral permite la comparación directa de la piel, ya sea con nervios intactos o alterados desde...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores desean agradecer a Autumn Peterson por su ayuda con la fotografía con ratones, a Daniel Thoresen por su ayuda con los ratones, y a los Dres. Nicole Ward y Abdelmadjid Belkadi por su ayuda con la denervación quirúrgica. Estos estudios fueron financiados por el Instituto Nacional de Artritis y Enfermedades Musculoesqueléticas y de la Piel (subvenciones R00AR059796 y R01AR065409); el Departamento de Dermatología de la Universidad de Michigan; el Programa de Becarios en Ciencias Biológicas; el Centro de Organogénesis; el Centro Oncológico Integral de la Universidad de Michigan; y el Fondo Oncológico John S. y Suzanne C. Munn. S.C.P. contó con el apoyo financiero del Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales (subvención T32 GM007315). Este trabajo también contó con el apoyo del Programa de Investigación Intramuros de los NIH, Centro de Investigación del Cáncer, Instituto Nacional del Cáncer.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Almohadillas de preparación de alcoholPDIB339
AnaSed (xilacina)LloydNADA 139-236
Anticuerpo, anti-queratina 8Estudios del desarrollo Banco de hibridomaTROMA-Ianticuerpo de rata, uso a una concentración de 1:500
Anticuerpo, anti-queratina 17Señalización celular#4543anticuerpo de conejo, uso a una concentración de 1:1,000
Anticuerpo, anti-neurofilamentoSeñalización celularC28E10anticuerpo de conejo, uso a una concentración de 1:500
Almohadillas de preparación BetadineMedlineMDS093917
Carprofeno (Rimadyl)Zoetis
Cortapete inalámbrico recargable RecortadoraWahlmodelo 8900
Aceite de maízSigma-AldrichC8267
CriostatoLeicaCM1860
DAPIThermoFisher ScientificD1306uso a una concentración de 1:1.000
DesoxicolatoSigma-AldrichD6750
Crema DepilatoriaNairN/A
DimetilforamidaSigma-Aldrich319937
Dimetilsulfóxido (DMSO)Sigma-AldrichD8418
GlutaraldehídoSigma-AldrichG5882
ImmEdge PlumaVector LaboratoriesH-4000
Ketamina HClHospiraNDC 0409-2051-05
Cloruro de magnesioSigmaM8266
Micro cubreobjetosVWR48404-454
Micro portaobjetosVWR48311-703
10% Formalina tamponada neutraVWRBDH0502-4LP
6-0 Suturas de nylonDemeTECHNL166012F4P
Octilfenil-polietilenglicolSigma-AldrichI8896
O.C.T. CompuestoSakura Tissue-Tek4583
ParaformaldehídoSigma-Aldrich158127
Ferrocianuro depotasioSigma-AldrichP9387
Ferricianuro de potasioSigma-Aldrich702587
Fosfato de sodio monobásicoSigma-AldrichP9791
Fosfato de sodio dibásicoSigma-AldrichS5136
SacarosaSigma-Aldrich84097
TamoxifenoSigma-AldrichT5648-1G
Pinzas ultrafinasDumont0103-5-PO
VectashieldVector LaboratoriesH1000
X-galRoche10 651 745 001Disuelva en dimetilforamida para crear un caldo 50x antes de usar

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341, 1236361(2013).
  2. Zhao, C. M., et al. Denervation suppresses gastric tumorigenesis. Sci Transl Med. 6, 115(2014).
  3. Chiu, I. M., von Hehn, C. A., Woolf, C. J. Neurogenic inflammation and the peripheral nervous system in host defense and immunopathology. Nat Neurosci. 15, 1063-1067 (2012).
  4. Gautron, L., Elmquist, J. K., Williams, K. W. Neural control of energy balance: translating circuits to therapies. Cell. 161, 133-145 (2015).
  5. Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within the hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16, 400-412 (2015).
  6. Ostrowski, S. M., Belkadi, A., Loyd, C. M., Diaconu, D., Ward, N. L. Cutaneous denervation of psoriasiform mouse skin improves acanthosis and inflammation in a sensory neuropeptide-dependent manner. J Invest Dermatol. 131, 1530-1538 (2011).
  7. Ward, N. L., et al. Botulinum neurotoxin A decreases infiltrating cutaneous lymphocytes and improves acanthosis in the KC-Tie2 mouse model. J Invest Dermatol. 132, 1927-1930 (2012).
  8. Roggenkamp, D., et al. Epidermal nerve fibers modulate keratinocyte growth via neuropeptide signaling in an innervated skin model. J Invest Dermatol. 133, 1620-1628 (2013).
  9. Riol-Blanco, L., et al. Nociceptive sensory neurons drive interleukin-23-mediated psoriasiform skin inflammation. Nature. 510, 157-161 (2014).
  10. Zanchi, M., et al. Botulinum toxin type-A for the treatment of inverse psoriasis. J Eur Acad Dermatol Venereol. 22, 431-436 (2008).
  11. Farber, E. M., Lanigan, S. W., Rein, G. The role of psychoneuroimmunology in the pathogenesis of psoriasis. Cutis. 46, 314-316 (1990).
  12. Dewing, S. B. Remission of psoriasis associated with cutaneous nerve section. Arch Dermatol. 104, 220-221 (1971).
  13. Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell Stem Cell. 8, 552-565 (2011).
  14. Liao, X. H., Nguyen, H. Epidermal expression of Lgr6 is dependent on nerve endings and Schwann cells. Exp Dermatol. 23, 195-198 (2014).
  15. Lumpkin, E. A., Marshall, K. L., Nelson, A. M. The cell biology of touch. J Cell Biol. 191, 237-248 (2010).
  16. Maricich, S. M., et al. Merkel cells are essential for light-touch responses. Science. 324, 1580-1582 (2009).
  17. Reinisch, C. M., Tschachler, E. The touch dome in human skin is supplied by different types of nerve fibers. Ann Neurol. 58, 88-95 (2005).
  18. Doucet, Y. S., Woo, S. H., Ruiz, M. E., Owens, D. M. The touch dome defines an epidermal niche specialized for mechanosensory signaling. Cell Reports. 3, 1759-1765 (2013).
  19. Xiao, Y., et al. Neural Hedgehog signaling maintains stem cell renewal in the sensory touch dome epithelium. Proc Natl Acad Sci USA. 112, 7195-7200 (2015).
  20. English, K. B., Van Norman, D. K. -V., Horch, K. Effects of chronic denervation in type I cutaneous mechanoreceptors (Haarscheiben). Anat Rec. 207, 79-88 (1983).
  21. Burgess, P. R., English, K. B., Horch, K. W., Stensaas, L. J. Patterning in the regeneration of type I cutaneous receptors. J Physiol. 236, 57-82 (1974).
  22. Soriano, P. Generalized lacZ expression with the ROSA26 Cre reporter strain. Nat Genet. 21, 70-71 (1999).
  23. Wright, M. C., et al. Atoh1+ progenitors maintain the Merkel cell population in embryonic and adult mice. J Cell Biol. 208, 367-379 (2015).
  24. Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends Neurosci. 35, 691-699 (2012).
  25. Rinkevich, Y., et al. Clonal analysis reveals nerve-dependent and independent roles on mammalian hind limb tissue maintenance and regeneration. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 9846-9851 (2014).
  26. Ueno, H., et al. Dependence of corneal stem/progenitor cells on ocular surface innervation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 867-872 (2012).
  27. Westphalen, C. B., et al. Long-lived intestinal tuft cells serve as colon cancer-initiating cells. J Clin Invest. 124, 1283-1295 (2014).
  28. Uhmann, A., et al. The Hedgehog receptor Patched controls lymphoid lineage commitment. Blood. 110, 1814-1823 (2007).
  29. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-Cre-ERT2 recombinase mouse. Mol Pain. 7, 100(2011).

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