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Artículo de método

Férricos modelos murinos trombosis inducida por cloruro

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DOI:

10.3791/54479

⸱

5 de septiembre de 2016

 ,  , 
1Department of Cellular and Molecular Medicine, Lerner Research Institute, Cleveland Clinic, 2Department of Molecular Medicine, Cleveland Clinic Lerner College of Medicine of Case Western Reserve University, 3Department of Pharmacology, Case Western Reserve University, 4Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

En este artículo

Resumen

Se presenta un procedimiento de refinado del cloruro férrico (FeCl3) modelos de trombosis inducidas en la carótida y la arteria mesentérica, así como la vena, que se caracteriza de manera eficiente mediante microscopía intravital para monitorear el tiempo de oclusiva formación de trombos.

Resumen

La trombosis arterial (coágulo de sangre) es una complicación común de muchas enfermedades sistémicas asociadas con la inflamación crónica, como la aterosclerosis, la diabetes, la obesidad, el cáncer y los trastornos reumatológicos autoinmunes crónicos. Los trombos son la causa de la mayoría de los ataques cardíacos, accidentes cerebrovasculares y pérdida de extremidades, lo que hace que la trombosis sea un problema de salud pública extremadamente importante. Dado que estos trombos se derivan de una activación plaquetaria inapropiada y la coagulación posterior, dirigirse terapéuticamente a estos sistemas tiene una importancia clínica importante para el desarrollo de tratamientos más seguros. Debido a las complejidades del sistema hemostático, los experimentos in vitro no pueden replicar las interacciones entre la sangre y la pared de los vasos; Por lo tanto, los estudios in vivo son fundamentales para comprender los mecanismos patológicos de la formación de trombos. Para ello, se han desarrollado varios modelos de trombosis en ratones. Entre ellos, la lesión vascular inducida por cloruro férrico (FeCl3) es un modelo ampliamente utilizado de trombosis oclusiva que informa de la activación y agregación plaquetaria en el contexto de un sistema vascular cerrado aséptico. Este modelo se basa en la lesión de células endoteliales inducida por redox, que es simple y sensible tanto a los fármacos anticoagulantes como a los antiplaquetarios. El tiempo requerido para el desarrollo de un trombo que ocluye el flujo sanguíneo proporciona una medida cuantitativa de la lesión vascular, la activación y la agregación plaquetaria que es relevante para las enfermedades trombóticas. Hemos refinado significativamente este modelo de trombosis vascular inducida por FeCl3, lo que hace que los datos sean altamente reproducibles con una variación mínima. Aquí describimos el modelo y presentamos datos representativos de varios montajes experimentales que demuestran la utilidad de este modelo en la investigación de la trombosis.

Introducción

La trombosis arterial (coágulos de sangre) es una complicación común de muchas enfermedades sistémicas asociadas con la inflamación crónica, incluyendo la aterosclerosis, la diabetes, la obesidad, el cáncer y los trastornos autoinmunes reumatológicas crónicas. Los trombos que se presentan en el tronco circulación arterial de la activación plaquetaria inadecuada, agregación y mecanismos procoagulantes posteriores, y están implicados en los ataques cardíacos, accidentes cerebrovasculares y la pérdida de la extremidad. La pared del vaso es un sistema complejo que incluye múltiples tipos de células y está influenciada por una multitud de factores extrínsecos como el estrés de cizallamiento, las células de la sangre, hormonas y citoquinas, así como la expresión de proteínas antioxidantes que circula en la pared del vaso. Experimentos in vitro no pueden replicar este entorno complejo y por lo tanto en estudios in vivo utilizando modelos animales son críticos para permitir una mejor comprensión de los mecanismos implicados en los trastornos trombóticos.

Los ratones han demostrado tener simmecanismos ILAR a los seres humanos en términos de la trombosis, aterosclerosis, inflamación y diabetes 1,2. Además, los ratones transgénicos y knockout pueden ser creados para probar la función de los productos génicos específicos en un complejo fisiológico o patológico ambiente. Tales estudios imitan la patología humana y pueden proporcionar información sobre el mecanismo importante relacionada con el descubrimiento de nuevas vías y terapias, así como proporcionar detalles importantes en la caracterización de los efectos de la droga sobre la trombosis.

Trombos arteriales patológicas se producen debido a la lesión endotelial capa o disfunción y la exposición de la corriente de la sangre a la matriz subendotelial 3,4. Varios modelos de trombosis se han desarrollado para inducir este daño endotelial tales como la lesión mecánica, lesión oxidativa a base de Bengala compuesto fotorreactivo Rose y lesiones láser 5. En este espectro, cloruro férrico (FeCl3) inducida por la lesión vascular es un modelo ampliamente utilizado de trombosis. Este reactivo cuandose aplica a la cara externa de los vasos induce daño oxidativo a las células vasculares 6-8, con pérdida de la protección de las células endoteliales a partir de plaquetas y componentes de la cascada de coagulación circulantes. El modelo de FeCl 3 es simple y sensible tanto a anticoagulante y anti-plaquetas medicamentos, y se ha realizado en arterias carótida y femoral, vena yugular, y mesentérica y arteriolas y vénulas cremastéricos en ratones, ratas, cobayas y conejos 6-15.

Un parámetro medible en este modelo es el tiempo transcurrido desde la lesión hasta completar la oclusión del vaso, medida como cese el flujo de sangre con un medidor de flujo Doppler o bajo la observación directa con 6,7,9 microscopía intravital. Una gama de tiempos entre 5 a 30 min se ha informado en diferentes estudios en ratones C57Bl6 7-10,16, lo que sugiere que FeCl 3 concentraciones, tipos de anestesia, las técnicas quirúrgicas, la edad del ratón, fondo genómico, método de medición de bLood flujo, y otras variables ambientales tienen efectos significativos en este modelo. Esta amplia variabilidad hace que sea difícil comparar los estudios de diferentes grupos de investigación y puede hacer la detección de diferencias sutiles difícil.

Con una visión para minimizar tales variabilidades y establecer un reproducible uniformemente en el sistema de modelo in vivo, hemos refinado el modelo de arteria carótida inducida por FeCl3 que hace que los datos altamente reproducibles con una variación mínima 6-10,16-19. En este trabajo se describen y compartir las habilidades y presenta varios ejemplos experimentales representativos que pueden beneficiarse de este modelo.

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Protocolo

Todos los procedimientos y manipulaciones de los animales han sido aprobados por Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comités (IACUC) de la Clínica de Cleveland, en conformidad con la política de Estados Unidos Servicio de Salud Pública en el cuidado humano y Uso de Animales, y la Guía de los NIH para el Cuidado y uso de Animales de laboratorio.

1. Preparación:

  1. Tinte fluorescente para el etiquetado de plaquetas
    1. Preparar la solución 6G rodamina, 0,5 mg / ml, en solución salina y esterilizar la solución con 0,22 micras filtro.
  2. FeCl3 Solución
    1. Hacer una solución madre fresca de 30% FeCl 3 (anhidro, es igual a 1,85 M) en agua pura, y el filtro con 0,45 micras filtro. Preparar 5 ml fresco FeCl3 solución a la concentración deseada [por ejemplo, 2,5% (0,154 M), 5% (0,308 M), 7,5% (0,463 M), 10% (0,617 M) y 12,5% (0,771 M)] por diluir la solución al 30% de FeCl3 con i aguana 6 cm placa de cultivo de tejidos y mantener la tapa cerrada.
      NOTA: El uso de la placa de cultivo hace que sea más fácil para recoger el papel de filtro saturado con una solución de FeCl3 que a recogerlo en un recipiente estrecho, tal como un tubo de 1.5 ml. FeCl3 es extremadamente peligroso y que las precauciones, tales como el uso de guantes y bata de laboratorio, etc., equipo de protección personal, siempre se debe tomar.
  3. Papeles de filtro
    1. Cortar el papel de filtro de 1 mm x 2 mm de tamaño. Remojar suficientes piezas de papel de filtro de corte en la solución de FeCl3 en el mismo plato.
  4. Solución de clorhidrato de papaverina
    1. Preparar la solución de hidrocloruro de papaverina (25 mg / ml) en agua y esterilizar la solución con 0,22 micras filtro.
  5. en gel de agarosa
    1. Preparar 2% en gel de agarosa en PBS o solución salina en la placa de cultivo de tejidos de 6 pocillos, ~ 1 cm de espesor, y cut a semicírculo con ~ 3 cm de diámetro.

2. FeCl 3 inducida por lesión arterial carotídea Modelo de trombosis

  1. Procedimientos quirúrgicos para el modelo de trombosis
    1. Utilice 8 - ratones C57Bl6 12 semanas de edad (u otras cepas como sea necesario). Anestesiar los ratones con la mezcla de ketamina (100 mg / kg) / xilazina (10 mg / kg) mediante inyección intraperitoneal. Confirmar la profundidad de la anestesia por pellizco del dedo del pie.
      NOTA: Esta cantidad de ketamina / xilazina es suficiente para mantener al animal en la anestesia estable y sin dolor (respuesta a los pies de apriete) durante al menos 1 hr.
    2. Retire la piel en el cuello y parte superior del pecho con una pequeña maquinilla eléctrica animal. Crema depilatoria no es necesario. Aplicar el ungüento oftálmico de petróleo neutro en los ojos para evitar la sequedad durante la anestesia.
    3. Asegure el ratón en la posición supina sobre la tapa de 15 cm placa de cultivo de tejidos. Utilice una cinta larga (~ 10 cm) para asegurar hinextremidades d e inferior del cuerpo, y dos piezas de cinta pequeña (2 cm x 0,5 cm) para asegurar las patas delanteras. Utilice una sutura 4-0 para envolver alrededor de los incisivos, cinta de los dos extremos de la sutura a la tapa para mantener el cuello recto del ratón (Figura 2).
    4. Coloque la placa con la cabeza del ratón sobre el usuario bajo una fuente de luz quirúrgica.
    5. Esterilizar la zona quirúrgica con algodón empapado en alcohol. Usa los micro-Adson fórceps para mantener la piel y utilizar unas tijeras quirúrgicas para hacer una pequeña incisión (2 - 3 mm).
    6. Manteniendo la piel de la incisión con el fórceps y tijeras quirúrgicas insertar con las mordazas cerradas en la incisión. Empuje las tijeras por vía subcutánea hacia el manubrio o la barbilla, y luego abrir las tijeras para liberar la piel de la capa subcutánea.
    7. Cortar la piel con las tijeras quirúrgicas para hacer una incisión en la línea media del manubrio al nivel del hueso hioides (Figura 3A y 3B). Sin rodeos diseccionar la fascia delgada (línea punteada, en Figura 3B) entre la glándula submaxilar con una multa pinza hemostática y una pinza Graefe (Figura 3B y 3C; flechas azules).
      NOTA: El manubrio (flecha negro en la figura 3C) y la tráquea (T en la figura 3C) se verán después de este paso.
    8. Mantener el tejido blando y la piel que se observa a la derecha del manubrio con las pinzas Graefe, inserte la pinza debajo de la faja hacia la posición de 2 horas (amarillo línea de puntos en la figura 3C), abrir las mordazas de la pinza hemostática para liberar el vena yugular del tejido circundante.
    9. Cortar la fascia, el tejido blando y la piel hacia la posición dos (Figura 3C) con las tijeras quirúrgicas para exponer la vena yugular derecha (Figura 3D, flecha).
    10. Dibuje alrededor de 200 - 300 l solución 6G rodamina usando una jeringa de 1 ml con aguja de 22 G y entonces el cambioa 30 de la aguja G.
      NOTA: Esto protege la aguja 30 G del daño de su punta fina. Directamente arrastrar la solución de rodamina 6G con la aguja 30 G no dañará la punta; Sin embargo tocando la pared del recipiente accidental puede causar daños, lo que puede hacer la inyección difícil.
    11. Enjuague la aguja de 30 G por lentamente empujando a la solución 6G rodamina, asegurarse de que no queden burbujas de aire en la jeringa o la aguja. Mantenga 100 l rodamina 6G solución inyectable.
    12. Curva 2 - 3 mm punta de la aguja a un ángulo de 90 ° con el soporte de la aguja, lo que impedirá la inserción de la aguja es demasiado profunda para la vena yugular y hace que la inyección sea más fácil de controlar (Figura 3D).
    13. Se inyecta la solución de rodamina 6G en la vena yugular derecha a las plaquetas de la etiqueta. Para estabilizar la jeringa y mantener la aguja en posición, mantener la jeringa con una mano y la aguja con el fórceps Graefe con la otra mano durante el injection.After inyección, sujetar el sitio de la inyección con las pinzas Graefe para evitar el sangrado.
    14. Abrir las mordazas de la pinza hemostática e insertarse con las pinzas para sujetar Graefe la pared del vaso de la zona de la inyección, y luego ligar el sitio de la inyección con una sutura 6-0.
      NOTA: Como una alternativa de paso 2.1.15, aplicando presión a la zona de inyección con un dedo durante 2 minutos se detendrá el sangrado; Sin embargo, este método tiene un riesgo de causar sangrado si el coágulo en el sitio de inyección se retira accidentalmente más.
    15. Sin rodeos diseccionar el tejido blando y la fascia alrededor de la glándula submaxilar izquierda con la pinza y la pinza Graefe y tire de la glándula hacia la posición 7 horas (Figura 3E) para exponer el músculo esternocleidomastoideo izquierdo (flecha azul en la Figura 3E).
    16. Sin rodeos diseccionar la fascia (Figura 3E, línea punteada) entre el músculo esternocleidomastoideo izquierdo y el músculo omohioideo o la sternohyOID muscular (Figura 3E, flecha verde) situado a la izquierda del sitio de la tráquea con la pinza hemostática.
    17. Pasar una aguja con sutura de seda 6-0 (alrededor de 15 cm de longitud) en el medio del músculo esternocleidomastoideo (flecha azul en la Figura 3E), poner los dos extremos de la sutura en conjunto y tire de la sutura lateralmente hacia la posición de diez .
      NOTA: Este procedimiento debe realizarse con cuidado para evitar lesiones de la vena yugular izquierda, que se encuentra fuera del músculo esternocleidomastoideo.
    18. Sin rodeos separar el músculo esternohioideo delgada y / o músculo omohioideo para exponer la arteria carótida (CA) (Figura 3F flecha) después de alejarse del músculo esternocleidomastoideo. Cortar el músculo esternohioideo y / o músculo omohioideo según sea necesario. Utilice la pinza hemostática para separar el tejido blando de CA sin tocar la CA.
      NOTA: CA está acompañado por el nervio vago, la estructura se ve en blanco Figura 3G (flecha verde), y en la mayoría de los casos es por debajo del músculo esternohioideo delgada y / o músculo omohioideo (entre las líneas de puntos amarillos en la Figura 3F).
    19. Use unas pinzas de punta para recoger la fascia lateral alrededor de la CA, evitando el nervio vago y CA. Use otros fórceps de punta fina para perforar un agujero en la fascia entre el CA y el nervio vago.
    20. Pasar el gancho a través del agujero y levante suavemente la CA, y luego colocar las pinzas de punta fina bajo la CA. Mover el gancho y fórceps en direcciones opuestas a lo largo del CA para despojar a los tejidos blandos de la adventicia. Libre de al menos 5 ~ mm de longitud de CA (Figura 3H, flecha azul) del tejido circundante.
    21. Para bloquear la fluorescencia de fondo, presione el extremo de un plástico negro agitador de café al piso, CrossCut el agitador de café en una pieza de 3 mm, y luego se corta longitudinalmente a lo largo de los bordes de plegado para obtener dos piezas de "T" de plástico de forma (Figura 3H, verde flecha).
    22. Enjuague una pieza de esta "U" forma plástica con solución salina y sostenerlo con unas pinzas y colocarlo bajo la CA mientras levanta suavemente la CA con el gancho (Figura 3H, flecha verde). Inmediatamente aplique 2-3 gotas de solución salina para evitar el secado de la CA.
  2. En tiempo real de grabación de vídeo
    1. Transferir la tapa del ratón y la placa junto a la platina del microscopio y colocar en una posición apropiada bajo la lente de 10X agua. Llenar el espacio entre la lente de 10X y la CA con solución salina.
    2. Iniciar la aplicación de software de grabación de vídeo digital, y poner en marcha un nuevo archivo y el nombre que en consecuencia. Grabar imágenes de los vasos normales y anote el número de cuadro cuando se detiene la grabación de vídeo.
      NOTA: Consulte el software de grabación de vídeo en el equipo para la grabación. Utilizamos software de grabación de vídeo digital y las siguientes descripciones se basan en esta aplicación.
      NOTA: Desde tra mecánicauma puede dañar el endotelio y dar lugar a la formación de trombos 20, es necesario para confirmar que no hay una lesión quirúrgica en la pared del vaso antes de la lesión FeCl 3. También es necesario para confirmar que no hay tejido restante alrededor de la CA, que puede formar una barrera y atenuar el efecto de FeCl 3 lesión inducida. Anote el número de cuadro de los registros hará que sea fácil de analizar los vídeos según los tiempos transcurridos después.
    3. Mover el ratón con la tapa de la placa de la lente de 10X. Doblar una esquina de una toalla de papel para hacer una punta delgada y fina y utilizarlo para borrar cuidadosamente la solución salina alrededor del CA (evite tocar CA), así como en otros lugares en el campo quirúrgico. Esto es importante para evitar la dilución de la solución de FeCl 3 utilizado.
    4. Use unas pinzas de punta y recoger un trozo de papel de filtro saturado con una solución de FeCl3 y colocarlo directamente en la CA y mantenerlo en el sitio durante 1 min.
      NOTA: To visualización de la ayuda de la información exacta del torrente sanguíneo y cosecha, coloque el papel de filtro cerca del extremo distal del expuestos CA (Figura 3I) y dejar un pequeño segmento en el sitio proximal (flecha verde en la figura 3I) para observar el flujo sanguíneo en la última hora fase (ver abajo).
    5. Retire el papel de filtro (este punto de tiempo se define como el comienzo de "después de la lesión") y enjuague la CA con solución salina (al menos 2 ml).
    6. Ponga el ratón con la tapa de la placa posterior de la lente de 10X; observar el barco y empezar a grabar imágenes de vídeo. Anote el número de fotogramas de vídeo al final del primer minuto de grabación.
      NOTA: La formación de trombos se identifica por la acumulación de las plaquetas fluorescentes, que se observa en las imágenes de vídeo en tiempo real en la pantalla del ordenador o bajo microscopio. Grabar imágenes de vídeo inmediatamente después de poner el ratón de nuevo bajo el microscopio. Mantenga la grabación hasta el final de la primera minutos después de retirar la filtrar papel. Observar todo el barco desde el extremo distal de los sitios proximales para obtener información acerca de la lesión, y luego se centran en el área de interés (por lo general es el centro de la zona lesionada) para obtener más imágenes.
    7. Imágenes de vídeo de registro para 10 seg cada minuto para la primera 10 min (por ejemplo, 02:55-03:05) y después 10 seg cada dos minutos hasta el final del experimento. Escribir los números del bastidor cuando se detiene cada grabación.
      NOTA: Los puntos finales del modelo son: 1) cuando el flujo de sangre ha dejado de> 30 seg; o 2) si la oclusión no se ve en 30 min después de la lesión. En este caso, el uso de 30 minutos para el análisis estadístico. Establecer el tiempo de exposición de la grabación de vídeo de hasta 10 ms al inicio, por lo que será fácil de observar el flujo sanguíneo a través de los trombos. Cuando los trombos se hacen grandes y la fluorescencia satura sensor de la cámara, se hace difícil para identificar el flujo de sangre a través de los trombos. Para resolver este problema, mueva la imagen center al sitio ileso proximal (Figura 3I, flecha verde) donde el flujo de sangre que aún se puede observar con claridad. También aumentan el tiempo de exposicion a 15 o 20 ms cuando se enfoca en el sitio de la ONU con lesión proximal, por lo que el flujo de sangre se puede observar con mayor claridad. Cuando el flujo sanguíneo cesará, numerosas células más grandes (leucocitos) empiezan a rodar por la pared del vaso en el sitio proximal del trombo. Flujo general se detiene en 2 - 3 min después de la aparición de las células grandes. Anote la hora Expose en la hoja de registro si se cambia. Por lo general toma alrededor de 30 minutos de la anestesia hasta el final del experimento, si se utilizaran los de tipo salvaje ratones normales C57BL6.
      PRECAUCIÓN NOTA: No utilice el coágulo de plaquetas agregadas blanco como el signo de la cesación del flujo sanguíneo, lo que no dará una información precisa y se ve afectada por el tiempo de exposición. El coágulo blanco cubrió la luz del vaso no significa que el flujo de sangre dejado (ver el video representativa 1).
    8. Al final del experimento, la eutanasia a los ratones utilizando una sobredosis de ketamina / xilazina (200/20 mg / Kg), seguido por dislocación cervical después de confirmar sin respiración y latidos del corazón.

3. FeCl3 inducida por la arteria mesentérica / Trombosis Venosa Modelo

  1. Anestesiar 8 - ratones C57Bl6 12 semanas de edad como se mencionó en la sección 2.1.1. Aplique un ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad durante la anestesia.
  2. Inyectar la solución papaverina (en total 0,4 mg / ratón) por vía intraperitoneal para inhibir el peristaltismo intestinal.
  3. Retire la piel en el cuello y el abdomen con una maquinilla eléctrica animal. Crema depilatoria no es necesario.
  4. Asegure el ratón en la posición supina sobre la tapa de 15 cm placa de cultivo de tejidos. Utilice cuatro trozos de cinta pequeña (2 cm x 0,5 cm) para asegurar todas las piernas. Utilice una sutura de 4 -0 para envolver alrededor de los incisivos, cinta de los dos extremos de la sutura a la tapa para mantener el cuello recto (Figura 2).
  5. Siga los procedimientos 2.1.4 -2.1.15 para exponer la vena yugular para la inyección de rodamina 6G a las plaquetas de la etiqueta.
  6. Realizar una incisión en la línea media a través de la piel de la xifoides hasta el abdomen inferior con las tijeras quirúrgicas (Figura 4A). Recoger el peritoneo medio (también llamada línea alba, la figura 4A, flecha) con una pinza Graefe, que es clara y no tiene vasos sanguíneos, levantar unos 2 - 3 mm de altura, confirmar ninguna de intestino bajo la línea de corte, y cortar el peritoneo abierto longitudinalmente con las tijeras finas (Figura 4B).
  7. Vuelva a asegurar los ratones a la posición lateral derecha. Colocar el gel de agarosa de medio círculo cerca del abdomen, y exteriorizar suavemente los intestinos y se extendió en la parte superior del gel con las pinzas Graefe (Figura 4C). Usa los segundos ramales para el experimento trombosis (Figura 4C, flecha).
    NOTA: Utilice la pinza o pinzas de micro-Adson para ayudar a exteriorizar los intestinos. Evitar herir laintestino y el recipiente.
  8. Coloque 5-6 gotas de solución salina para mantener la humedad del intestino y de los vasos. Transferir el ratón con la tapa de placa junto a la platina del microscopio y colocar en la posición adecuada debajo de la lente seca 10X.
    NOTA: Utilice un objetivo seco porque la membrana yeyunoileales no puede contener solución salina. Asegúrese de dejar caer una solución salina en los tejidos expuestos a mantenerlos húmedos.
  9. Secar la solución salina alrededor de la arteria mesentérica y vena antes del tratamiento.
  10. Use unas pinzas de punta para recoger un trozo de papel de filtro saturado con una solución de 12,5% de FeCl3 y colocarlo directamente en la arteria mesentérica y vena durante 1 min (Figura 4D). Retire el papel de filtro (este punto de tiempo se define como el comienzo de "después de la lesión") y enjuagar la arteria mesentérica heridos y la vena con solución salina (al menos 2 ml).
  11. Ponga el ratón con la tapa de la placa de nuevo bajo la lente seca 10X; observar los vasos y empezar a RECord imágenes de vídeo que se han mencionado en el punto 2.2).
    NOTA: Los puntos finales de este experimento son: 1) cuando el flujo de sangre ha dejado de> 30 seg; o 2) si la oclusión no se ve en 30 min después de la lesión, y en este caso utilizar 30 min para el análisis estadístico.
  12. Al final del experimento, la eutanasia a los ratones utilizando una sobredosis de ketamina / xilazina (200/20 mg / Kg), seguido por dislocación cervical después sin respiración y los latidos del corazón se confirman.

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Resultados

La trombosis de la arteria carótida Modelo
En ratones C57BL6 con el fondo, se recomienda utilizar 7,5% FeCl3 para el tratamiento de la embarcación durante 1 min como punto de partida. Bajo tratamiento de 7,5% FeCl3, las fronteras de la zona lesionada y la pared vascular normal se identifican fácilmente bajo el microscopio (Ver video en línea 1), lo que sugiere que la capa endotelial fue dañado de manera significativa. El trom...

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Discusión

El FeCl3 inducida modelo es uno de los modelos de trombosis más ampliamente usados, que no sólo pueden proporcionar información valiosa acerca de las modificaciones genéticas sobre la función plaquetaria y trombosis 7,8,16,19,31-33, pero también puede ser una herramienta valiosa para la evaluación de compuestos terapéuticos y estrategias para el tratamiento y prevención de enfermedades aterotrombóticos 11,17,34-37. Aquí hemos demostrado que nuestros modificaciones y refinamientos de este...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre (NHLBI) de los Institutos Nacionales de Salud bajo los números de adjudicación R01 HL121212 (PI: Sen Gupta), R01 HL129179 (PI: Sen Gupta, Co-I: Li) y R01 HL098217 (PI: Nieman). El contenido de esta publicación es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente los puntos de vista oficiales de los Institutos Nacionales de Salud.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tijeras quirúrgicas - Carburo de tungstenoFine Science Tools 14502-14cortar y sujetar la piel
Micro-Adson Pinzas - Dentado/Recto/12 cmFine Science Tools 11018-12cortar y sujetar la piel
Tijeras Metzenbaum Fino - Carburo de tungsteno/Curvo/Romo-Romo/14,5 cmHerramientas de ciencia fina 14519-14   para diseccionar y separar los tejidos blandos
Hemostático ultrafino - Liso/Curvo/12,5 cmFine Science Tools 13021-12para diseccionar y separar tejidos blandos
Pinzas Graefe - Dentado/Recto/10 cmFine Science Tools 11050-10para diseccionar y separar tejidos blandos
Dumont #5 Pinzas Finas - Puntas de Biología/Recto/Inox/11 cmHerramientas de Ciencias Finas 11254-20 Aislar el vaso del tejido circundante
Pinzas de #5XL Dumont - Puntas Estándar/Rectas/Inox/15 cmFine Science Tools 11253-10Aislar el vaso del tejido circundante
Gancho romo- 12 cm/0,3 mm Diámetro de la puntaHerramientas de ciencia fina 10062-12Aislar el vaso del tejido circundante
Castroviejo Micro Needle HoldersFine Science Tools 12061-02Portaagujas
Hilo de sutura 4-0Fine Science Tools 18020-40Para la fijación de los incisivos a la placa
Hilo de sutura 6-0Fine Science Tools 18020-60Para todas las cirugías y ligaduras
Kalt Suture Needles FineScience Tools 12050-03
rodamina 6G Sigma83697-1GPara lebel plaquetas
FeCl3 (Anhidro)Sigma12321Para inducir lesiones
vasculares Clorhidrato de papaverinaSigmaP3510Para inhibir el peristaltismo intestinal.
Medline Esterilización de instrumentos quirúrgicos Cintas de autoclave de vaporMedline111625Para fijar el ratón a la placa
Fisherbrand™   Filtros de jeringa - estériles 0.22 y micro; mFisher09-720-004Para la esterilización de soluciones inyectadas a ratones
Fisherbrand™   Filtros de jeringa - estériles 0.45 y micro; mFisher09-719DPara filtrar la solución de FeCl3
Almohadilla de preparación con alcohol estérilFisher06-669-62Para esterilizar el sitio quirúrgico
Agarose BioExpressE-3120-500Para fabricar
el microscopio fluorescente Leica DMLFSMicroscopio IntravitalLeica
GIBRALTAR Plataforma y sistema de etapa X-Y con placa calefactora adjunta.npi electronic GmbHhttp://www.npielectronic.de/products/micropositioners/burleigh/gibraltar.html
Streampix versión 3.17.2 softwareNorPixhttps://www.norpix.com/
con etapa de gel

Referencias

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