Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Caseosa Ensayo de unión que permite predecir la penetración de fármacos en la tuberculosis lesiones

Resumen

En este artículo se describe un método de diálisis de equilibrio rápido (RED) para medir la unión de fármacos a caseum de lesiones y cavidades de tuberculosis pulmonar. El protocolo también se utiliza con una matriz espumosa derivada de macrófagos que es un sustituto efectivo del caseo.

Resumen

La erradicación de la enfermedad de la tuberculosis requiere regímenes farmacológicos que pueden penetrar las múltiples capas de lesiones pulmonares complejas. La distribución de fármacos en los núcleos caseosos de cavidades y lesiones es especialmente crucial porque albergan subpoblaciones de bacterias tolerantes a fármacos también comúnmente denominadas persisters. Los métodos existentes para la medición de la penetración del fármaco en lesiones de tuberculosis implican costosos y largos estudios farmacocinéticos in vivo acoplados a técnicas bioanalíticas o de formación de imágenes. La medida in vitro de la unión de fármacos a macromoléculas de caseo se propuso como una alternativa a tales técnicas ya que esta unión dificulta la difusión pasiva de moléculas de fármaco a través de caseo. La diálisis de equilibrio rápido es un sistema rápido y fiable para realizar estudios de unión a proteínas plasmáticas y tejidos. En este protocolo, se utilizó un dispositivo de diálisis de equilibrio rápido (RED) para medir la unión de fármacos a homogenados de caseo que es excised de las lesiones y de las cavidades de los conejos de tuberculosis infectados. El protocolo también se describe cómo generar una matriz sustituta de lípido cargado macrófagos THP-1 para utilizar en lugar de caseosa. Este / ensayo de unión sustituto caseosa es una herramienta importante en el descubrimiento de fármacos tuberculosis y se puede adaptar para ayudar a estudiar la distribución del fármaco en las lesiones o abscesos causados ​​por otras enfermedades.

Introducción

El tratamiento de la tuberculosis pulmonar requiere una distribución eficaz de fármacos en diferentes tipos de lesiones. Las lesiones necróticas y las cavidades contienen centros caseosos que albergan subpoblaciones de bacterias tolerantes a los fármacos o "persistentes". ^{1 , 2} La enfermedad cavitaria se asocia con tasas de curación inferiores y mal pronóstico. ^{3 , 4} Estudios previos han demostrado, usando técnicas cuantitativas y de imágenes, que la capacidad de penetrar el caseo varía significativamente de una clase de fármaco a otra. ^{5 , 6} Estos métodos, sin embargo, requieren el uso de modelos de infección animal que son lentos y tediosos. Se diseñó un ensayo in vitro que mide la unión del fármaco al caseo ex vivo . Se encontró que esta unión se correlacionaba inversamente con la penetración del fármaco en granulomas caseosos y, por lo tanto, esUtilizado como herramienta predictiva. ⁷

La diálisis de equilibrio se considera como el método estándar de oro para los estudios de unión a proteínas plasmáticas. El dispositivo de diálisis de equilibrio rápido (RED) proporciona un sistema rápido, fácil de usar y fiable para realizar tales ensayos. ⁸ El dispositivo se compone de dos componentes: insertos de un solo uso y desechables compuestos de 2 cámaras separadas por un cilindro vertical de membrana semipermeable; Y placas de base reutilizables que pueden contener hasta 48 insertos a la vez. La membrana de diálisis tiene un corte de peso molecular de 8 kDa (MWCO) que es ideal para estudios de unión de fármacos-macromoléculas. La alta relación superficie / volumen del compartimento de membrana permite una diálisis rápida y equilibrio. Tanto los insertos como la placa de base han sido validados para una unión no específica específica. La combinación del dispositivo RED con técnicas bioanalíticas proporciona estimaciones precisas de las fracciones no unidas de fármacos en pLasma ^{8 , 9}

Aunque originalmente se diseñó para medir la unión a proteínas plasmáticas, el dispositivo RED se ha utilizado en varios estudios de unión de tejidos utilizando homogenados. ^{10 , 11} En este protocolo, medimos la unión del fármaco al caseo, los residuos necróticos escindidos de las lesiones necróticas y cavidades de los conejos infectados con tuberculosis. La naturaleza acelular y no vascular del material caseoso hace que sea fácil de homogeneizar en una suspensión homogénea que sea compatible con el ensayo.

Dado que el caseum es tedioso para producir y difícil de conseguir, el protocolo también ha sido validado para su uso con una matriz sustituta que se prepara a partir de macrófagos espumosos. Los macrófagos derivados de monocitos THP-1 son inducidos con ácido oleico para acumular múltiples cuerpos lipídicos que les dan su aspecto "espumoso". Estas células cargadas de lípidos se cosechan yprocesada para producir una matriz que usamos como un sustituto para caseosa. Este estudio ha demostrado la unión a esta matriz sustituta se correlaciona bien con la unión a caseosa, imitando eficazmente el proceso in vivo que impide la penetración del fármaco en el núcleo caseosa de granulomas y cavidades que de drogas.

Protocolo

Todos los estudios con animales se llevaron a cabo de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud, con la aprobación del Comité Institucional Animal Cuidado y Uso del NIAID (NIH), Bethesda, MD. Se realizaron todos los estudios con M. tuberculosis en un laboratorio con nivel de bioseguridad de contención 3 (BSL-3).

1. Conejo Modelo de infección y caseosa Colección

1. Infect Nueva Zelanda conejos blancos con M. tuberculosis usando un sistema de exposición a aerosol sólo para la nariz como se describió anteriormente. ^{12, 13} permitir que la infección progrese durante 12-16 semanas. Sedate los conejos con 35 mg / kg de ketamina y 5 mg / kg de xilazina por vía intramuscular, la eutanasia a los conejos con 0,22 ml / kg de pentobarbital de sodio de sodio y fenitoína por vía intravenosa y proceder con la necropsias.
2. El uso de pinzas y bisturí, retire los pulmones de la ca pechoVidad De cada lóbulo pulmonar, diseccionar cavidades individuales y grandes granulomas necróticos con un bisturí. Raspe con cuidado el caseum de las paredes de la cavidad y del granuloma. Pesar, registrar y almacenar las muestras en tubos tapados con tornillos de 2 mL a -20 ° C hasta que estén listos para su uso.
3. Irradiar gamma las muestras de caseo infeccioso a 3 MegaRad en hielo seco para hacerlas no infecciosas y seguras para su uso en un laboratorio BSL-2.

2. Generación in vitro de sustituto de caseo a partir de células THP-1

1. Cultivo de monocitos THP-1 en medio RPMI 1640 (L-glutamina 2 mM y suero fetal bovino al 10%) en matraces de cultivo celular T175 (80 ml / matraz). Incubar los matraces en una atmósfera de CO2 al 5% a 37 ° C durante 3-4 días.
2. Centrifugar el cultivo de un matraz T175 en dos tubos cónicos de 50 ml a 150 xg durante 5 min. Desechar el sobrenadante y suspender el sedimento en 10 ml de medio RPMI 1640.
3. Pipetear 5 μL de este cultivo en un tubo de 1,5 ml que contenga 45 μl de tRypan azul Mezcle bien pipeteando. Transferir 10 μL a un hemocitómetro y contar el número de monocitos THP-1 viables (sin tinción) utilizando un microscopio óptico (aumento de 10X). Calcular el número de células viables por ml del cultivo. Diluir con medio RPMI hasta la densidad final de 1,25 x 106 células / ml.
4. Cargar 40 mL del cultivo en una placa de cultivo celular grande (50 x 106 células / placa). Añadir 40 μL de 100 μM de PMA (forbol 12-miristato13-acetato preparado en etanol) y permitir que las células se adhieran durante la noche en la incubadora.
   NOTA: La concentración final de PMA es 100 nM.
5. Diluir ácido oleico puro (OA) (0,89 g / ml) en etanol hasta la concentración de 0,1 M ( es decir, 31,7 μl de OA en 968,3 μl de etanol). Diluir esta solución en medio RMPI precalentado fresco a una concentración de 10 mM. Diluir esta suspensión de OA a 0,4 mM (concentración final de trabajo) en medio RPMI precalentado a 37ºC.
6. Eliminar los medios existentes y losDe las placas de cultivo celular y añadir suavemente 40 ml de OA 0,4 mM a los macrófagos THP-1 (THP-M). Incubar a 37 ° C en la incubadora durante la noche.
7. Utilice un microscopio óptico con una ampliación de 40x para confirmar visualmente la presencia de numerosas inclusiones de cuerpo lipídico en cada THP-M. Eliminar todo el medio RPMI de las placas de cultivo celular y lavar suavemente las células adherentes dos veces con solución salina tamponada con fosfato (PBS) usando una pipeta serológica de 50 ml.
   NOTA: Los cuerpos lipídicos aparecen como estructuras pequeñas, claras y esféricas en el citoplasma del THP-M.
8. Añadir 40 mL de ácido etilendiaminotetraacético 5 mM (EDTA) en PBS a cada placa. Incubar durante 15 minutos a 37 ° C.
9. Desmonte los macrófagos espumosos (FM) pipeteando repetidamente hacia arriba y hacia abajo sobre la superficie de la placa entera usando una pipeta serológica de 10 ml. Transferir la suspensión celular a un tubo cónico de 50 ml y centrifugar a 150 xg durante 5 min.
10. Resuspender el sedimento celular en 10 ml de PBS (tercer lavado con PBS) aNd a un tubo cónico de 15 mL previamente pesado. Girar de nuevo a 150 xg durante 5 min. Aspirar cuidadosamente el sobrenadante con una pipeta serológica y desecharla.
11. Sujeción de los gránulos de FM a 3 ciclos de congelación-descongelación para lisar las células e incubar a 75 ° C durante 20-30 min para desnaturalizar las proteínas en la matriz. Guarde los gránulos a -20 ° C hasta que estén listos para su uso.

3. Ensayo de Diálisis de Equilibrio Rápido (RED)

1. Preparar soluciones madre 10 mM de todos los compuestos de ensayo en dimetilsulfóxido (DMSO). Diluir a 500 μM de soluciones de trabajo en DMSO antes de cada ensayo.
2. Pesar el tubo que contiene la pastilla de caseo sustituto. Reste el peso del tubo vacío para obtener el peso del gránulo solo. Añadir 2-3 perlas de metal por tubo y, utilizando un homogeneizador de tejidos a 1200 golpes / minuto durante 1 minuto, romper el caseo o la matriz sustituta en PBS (1: 9 w / v) para conseguir 10x de suspensión diluida de cada matriz.
3. Spike 6.5 μL de los 500ΜM del compuesto de ensayo en 643,5 μl del homogeneizado para alcanzar la concentración final de 5 μM (≤1% de DMSO) y vórtice.
4. Coloque los insertos ROJOS en la placa base. Añadir 200 μl de la matriz de droga en la cámara del donante (anillo rojo) de cada inserto ROJO y 350 μl de PBS en cada cámara receptora. Prepare 3 insertos para cada compuesto de ensayo (muestras triplicadas). Sellar la placa con un sello de placa adhesiva e incubar a 37 ° C en el termomixer a 200 rpm (1 xg) durante 4 h.
5. Después de la incubación, mezcle suavemente el contenido de las cámaras del donante y del receptor pipeteando arriba y abajo 2-3 veces. Pipetear 20 μL de alícuotas de homogeneizado de las cámaras donadoras y añadir 20 μL de PBS limpio en un tubo de 1,5 ml (1: 1). De forma similar, se pipetean alícuotas de 20 μl de muestras de PBS de las cámaras receptoras y se añaden a 20 μl de homogeneizado limpio (combinación de matriz). ⁸
   NOTA: La concordancia de matriz elimina la need para 2 curvas de calibración separadas (en homogeneizado y PBS) que se hizo para el análisis cuantitativo. El contenido de la cámara donante pueden sedimentar con el tiempo. Mezclar suavemente el contenido pipeteando antes de retirar alícuotas.

4. CL-EM Cuantificación y Análisis de Datos

1. Añadir 160! L de 1: 1 de metanol: acetonitrilo que contiene 500 ng / ml de diclofenaco o 10 ng / ml de verapamil (patrón interno) a cada tubo y vórtice para precipitar las proteínas. Centrifugar a 10.000 xg durante 5 min para sedimentar el precipitado sobrenadantes y transferencia en placas de 96 pocillos de pocillos profundos para el análisis de líquido espectrometría de masas-cromatografía (LCMS). ⁷
2. Construir curvas de calibración de 1-1.000 nM para cada compuesto de ensayo mientras se mantiene la misma composición de la matriz que las muestras anteriormente. Cuantificar la concentración de compuesto de ensayo en las muestras de las cámaras donante y receptora utilizando un método LC-MS.
3. Calcular la fracción no unida (f _u) oF el fármaco en matriz diluida utilizando la ecuación 1. Calcular el f _u en matriz sin diluir usando la ecuación 2 ( D = factor de dilución de 10). ¹⁴
   
   
4. Compruebe la recuperación (balance de masa) de cada compuesto usando la ecuación 3 para identificar compuestos con estabilidad / metabolismo / problemas de unión no específicos.
   NOTA: La recuperación típicamente cae entre 70% y 130%. ¹⁵
   

Resultados

Usando este protocolo, hemos probado cientos de compuestos de desarrollo de fármacos para la tuberculosis para su eficacia pronosticada en el caso de penetración. La figura 1 visualiza los conceptos básicos del ensayo RED. La membrana de diálisis de los insertos ROJO permite que pequeñas moléculas no unidas se difundan desde el pozo del donante hasta el pozo receptor, logrando finalmente un equilibrio entre ambos compartimentos. Las moléculas pequeñas que están unidas a ...

Discusión

lesiones necróticas pulmonares y cavidades en los pacientes de tuberculosis infectados contienen subpoblaciones de bacterias que son recalcitrantes al tratamiento farmacológico. Los núcleos caseosos de estas estructuras son particularmente responsable de albergar estos persisters en un entorno extracelular. ¹⁶ distribución favorable de agentes antibacterianos en estos lugares remotos se cree que es un determinante importante de la eficacia del fármaco tuberculosis. Antes de la validación de este ...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Conejos blancos de Nueva Zelanda
Mycobacterium tuberculosis	BEI Resources	NR-13647
Ketathesis (Ketamina) 100 mg/mL C3N	Henry Schein Animal Health	56344
Anased (xilacina) 100 mg/mL	Henry Schein Animal Health	33198
Euthasol (pentobarbital sódico y fenitoína sódica) Solución	Virbac	710101
línea celular monocítica THP-1	ATCC	ATCC TIB-202
175 cm² Matraz tratado con TC (T175)	Fisher Scientific	T-3400-175
RPMI 1640 medios sin glutamina	Fisher Scientific	MT-15-040-CV
Hyclone Suero bovino fetal, irradiado con rayos gamma	Fisher Scientific	SH3091003IR
Hypclona L-glutamina, 200 mM	Plato Fisher Scientific	SH3003401
Cellstar TC, 145 mm x 20 mm, ventilado	Fisher Scientific	T-2881-1
Forbol 12-miristato 13-acetato (PMA)	Fisher Scientific	BP685-1
Ácido etilendiaminotetraacético	Sigma	E6758
Ácido oleico	Fisher Scientific	ICN15178101
Pierce RED Dispositivo Placa base reutilizable	Fisher Scientific	PI-89811
Pierce RED Insertos de dispositivo, 50/caja	Fisher Scientific	PI-89809
Pierce RED herramienta de extracción de plaquitas	Fisher Scientific	89812
Sello de placa adhesiva	Fisher Scientific	08-408-240
PBS, pH 7.4, 10x 500 mL (Gibco)	Tecnologías de la Vida	10010-049
DMSO	Sigma 472301
Acetonitrilo	Sigma	34998
Metanol	Sigma	34860
Clorhidrato de verapamilo	Sigma	V4629
Sal sódica de diclofenaco	Sigma	93484
Solución de azul de tripano, 0.4%	Fisher Scientific	15-250-061
Etanol, 200 pruebas	Fisher Scientific	04-355-451
2010 Geno/Grinder	SPEX SamplePrep	2010
de bolas Homogeneizador Accesorio, perlas de metal a granel	Fisher Scientific	15-340-158
484R Cobalto 60 Irradiador	JL Shepard	7810-484-1
INCYTO  Hemacitómetros desechables C-Chip	Fisher Scientific	22-600-100
Sistema de cromatografía líquida binaria
	AB Sciex	4000

Covance-HN878 Molino Microscopio óptico vertical Leica DM1000 Espectrómetro de masas multicomponente Agilent 1260