Method Article

Semiautomatizado Longitudinal basado en la tomografía Microcomputed cuantitativo análisis estructural de un modelo de rata desnuda fractura Vertebral relacionada con la Osteoporosis

DOI:

10.3791/55928

⸱

September 28th, 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Skeletal Biotech Laboratory, Hebrew University-Hadassah Faculty of Dental Medicine, 2Department of Surgery, Cedars-Sinai Medical Center, 3Board of Governors Regenerative Medicine Institute, Cedars-Sinai Medical Center, 4Biomedical Imaging Research Institute, Cedars-Sinai Medical Center, 5Department of Orthopedics, Cedars-Sinai Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El objetivo de este protocolo es generar un modelo de fractura de compresión vertebral relacionada con la osteoporosis rata desnudo que puede ser evaluados longitudinalmente en vivo usando un microcomputed semiautomatizado basado en tomografía cuantitativa análisis estructural.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las fracturas de compresión vertebrales relacionadas con la osteoporosis (OVCFs) son una necesidad común y clínicamente no satisfecha con el aumento de prevalencia como las edades de la población de mundo. Modelos OVCF animales son esenciales para el desarrollo preclínico de estrategias de ingeniería de tejido traslacional. Mientras que en la actualidad existe un número de modelos, este protocolo describe un método optimizado para la inducción de defectos vertebrales altamente reproducibles múltiples en una sola rata desnuda. Una tomografía de la novela microcomputed semiautomatizado longitudinal (µCT)-basado en análisis estructural cuantitativa de los defectos vertebrales también se detallan. Brevemente, las ratas fueron reflejadas en múltiples puntos de tiempo post operatorio. La exploración de día 1 fue reorientada a la posición estándar y se define un volumen de interés. Exploraciones posteriores µCT de cada rata fueron registradas automáticamente para la exploración del día 1 por lo que el mismo volumen de interés entonces se analizaron para evaluar para la nueva formación del hueso. Este enfoque versátil adaptable a una variedad de otros modelos donde análisis longitudinal basado en la proyección de imagen podrían beneficiarse de una alineación exacta 3D. semiautomatizada. Tomados en conjunto, este protocolo describe un sistema fácilmente cuantificable y fácilmente reproducible para la investigación de la osteoporosis y del hueso. El protocolo sugerido toma 4 meses para inducir osteoporosis en ratas ovariectomizadas desnudas y entre 2,7 y 4 h para generar, de la imagen y analizar dos defectos vertebrales, dependiendo del tamaño del tejido y el equipo.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Más de 200 millones de personas en todo el mundo sufren de osteoporosis1. Patológico subyacente disminución de la densidad mineral ósea (DMO) y microarquitectura ósea alterada aumentar la fragilidad del hueso y, consecuentemente, el riesgo relativo de fractura2. La osteoporosis es tan frecuente y nocivo para la salud que la OMS ha definido una preocupación de salud pública importante. Además, como la población mundial se espera que a la edad, osteoporosis se espera llegar a ser aún más común.

Las fracturas de compresión vertebrales osteoporóticas son las fracturas más comunes de fragilidad, estimadas en más de 750.000 al año en los Estados Unidos. Se asocian con morbilidad significativa y tanto como una mortalidad mayor de nueve veces la tarifa3. En los ensayos clínicos, actualmente disponibles intervenciones quirúrgicas, como la vertebroplastia y cifoplastia, fueron encontradas para no ser más eficaz que un impostor tratamiento4,5, dejando sólo el tratamiento del dolor disponible para estos pacientes. Puesto que los tratamientos actuales de OVCF son limitados, es imprescindible para el desarrollo de un modelo animal que puede replicar el desorden6,7,8. Tales modelos animales podrían facilitar la investigación de los métodos actuales de tratamiento y el desarrollo de nuevas terapias que se traducirá en la práctica clínica. La osteoporosis ha sido inducida y sostenido en animales modelo mediante la administración de una dieta baja en calcio (LCD) en conjunto con ovariectomía1,9,10,11, 12 , 13 , 14 , 15. para modelar aún más la pérdida de hueso asociada con OVCFs, defectos óseos vertebrales se establecieron en las ratas inmunocompetentes 16,17,18,19, 20,21,22,23,24. En este trabajo se presenta un modelo de defecto vertebral de immunocompromised ratas con osteoporosis modelada. Este nuevo modelo puede utilizarse para evaluar terapias celulares con células de diferentes fuentes y especies para la reparación de fracturas difíciles, tales como OVCFs.

La proyección de imagen del hueso es una parte crucial de la evaluación de fracturas y enfermedades óseas. Métodos de proyección de imagen avanzados fueron desarrollados para la evaluación precisa de cambios óseos estructurales y de estrategias de regeneración25. Entre ellos, la proyección de imagen µCT ha surgido como un método no invasivo, de fácil de usar y de bajo costo que ofrece imágenes 3D de alta resolución. La proyección de imagen µCT tiene varias ventajas sobre otras modalidades en la evaluación de pacientes de osteoporosis, ya que ofrece alta resolución 3D osea microarquitectura26 que luego pueden ser analizadas cuantitativamente. Este último puede entonces utilizarse para comparar los efectos terapéuticos de tratamientos propuestos. De hecho, en vivo µCT la proyección de imagen es un estándar de oro para la regeneración de defectos vertebrales monitoreo1,16,27. Sin embargo, algunas publicaciones28,29,30,31 han empleado herramientas de registro automatizado para minimizar la dependencia del usuario, sesgo de interpolación y error de precisión de µCT Análisis basado en la proyección de imagen. Recientemente, fuimos los primeros en utilizar un procedimiento de registro para mejorar el análisis de la regeneración ósea en un hueso estandarizado vacío, como se explica en este protocolo32 .

El método aquí descrito se puede utilizar para estudiar el efecto de terapias celulares nuevos para OVCFs, unhindered por host respuestas de células T que pueden rechazar las células alogénicas o xenogeneicos. La osteoporosis es inducida en ratas jóvenes a través de la ovariectomía (OVX) y 4 meses de un LCD. La edad de las ratas OVX, combinado con la pantalla LCD, nos permitió alcanzar una masa ósea pico baja, imitando la osteoporosis postmenopáusica conduciendo a la pérdida ósea irreversible. Esto puede explicarse en parte por el hecho de que, en la pantalla LCD y alrededor de 3 meses de edad, la transición de las ratas del hueso modelado para remodelación de la fase en la vértebras lumbares33, aumentando así la probabilidad de mantener la osteoporosis tiempo. Utilizando animales jóvenes hace que este modelo más rentable, como cuestan menos. Sin embargo, está limitada por intrínsecamente no son responsables de los cambios biológicos en el animal de envejecimiento.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

todos los experimentos con animales se realizaron bajo un protocolo aprobado por el cuidado institucional del Animal y el Comité uso (IACUC) de Cedars-Sinai Medical Center (protocolo # 3609). Se administró anestesia para todos los procedimientos quirúrgicos e imágenes. Todos los animales fueron alojados según los protocolos aprobados de IACUC.

Nota: el diseño experimental de este protocolo se muestra en la figura 1. Compra de ratas de 6 semanas de edad con sus ovarios quirúrgicamente removido y darles de comer un LCD compuesto por fosfato de calcio y 0.77% 0.01%. Después de un período de 4 meses de un LCD, perfore un defecto vertebral de tamaño crítico en el cuarto y quinto cuerpos vertebrales lumbares (L4-L5). Después de la cirugía, imagen de las ratas en el día 1 y las semanas 2, 4, 8 y 12 después del establecimiento del defecto. Localizar defectos de márgenes en la exploración del día 1, reorientar a una posición estándar y definir un volumen cilíndrico de interés (VOI). Registrar automáticamente las exploraciones posteriores µCT (es decir, para la semanas 2, 4, 8 y 12) de cada rata a la posición estándar definida para la correspondiente exploración del día 1. Aplicar el día 1 predefinidos VOI a los análisis registrados. Evaluar la densidad de volumen óseo y la densidad aparente de las VOIs.

1. inducción de Osteoporosis

  1. poner ratas de seis semanas de edad athymic ovariectomizada en 4 meses de un LCD compuesto por fosfato de calcio y 0.77% 0.01%.
  2. Interruptor de nuevo a una dieta normal.
    Nota: Estas ratas se hará referencia a como " las ratas " en adelante.

2. Modelo de defecto vertebral

Nota: la sincronización es 40-50 minutos por animal.

  1. Herramientas de autoclave todo quirúrgico previo a la cirugía.
  2. En el caso de múltiples cirugías, esterilizar instrumentos quirúrgicos todos.
    1. Lavar las herramientas y colocarlos en un baño sonicador para 5 minutos en un conjunto de esterilizador de grano caliente a 250 ° C para permitir s. 20 las herramientas se enfríe durante 5 min.
  3. Inducir anestesia.
    1. Lugar la rata osteoporótica en la cámara de inducción conectado a una máquina de anestesia con un sistema de barrido central. Inducir la anestesia con isoflurano de 5% en oxígeno al 100% y mantener a través del cono de nariz en 2-3% de isoflurano. Use ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad mientras esté bajo anestesia.
    2. Aplicar un estímulo del pellizco del dedo del pie para asegurar el adecuado plano de anestesia. Si se observa no hay respuesta, iniciar el procedimiento de.
  4. La rata anestesia en recumbency dorsal sobre una almohada (37 ° C) y estirar las extremidades mediante un sistema de retracción de fijador magnético ( figura 2A).
    Nota: La temperatura de la almohada es importante para la prevención de la hipotermia, ya que una rata anestesiado es incapaz de regular su temperatura corporal.
  5. Afeitar la zona abdominal con una afeitadora eléctrica. Esponja con base de yodo antiséptico y clorhexidina gluconato 0.5% seguida de etanol al 70%.
  6. Inyectar la rata con carprofeno (5 mg/kg peso corporal (BW), subcutánea (SQ)) antes de comenzar el procedimiento quirúrgico.
  7. Utilizar un bisturí estéril para cortar la piel. Comenzar la incisión de 1 cm por debajo del proceso xifoides y corte a través de la línea media (~ 5-8 cm) ( figura 2B).
  8. Utilizar tijeras quirúrgicas para realizar una incisión de la aponeurosis a través de la linea alba para acceder a la cavidad abdominal ( figura 2).
  9. Exponer la cavidad abdominal utilizando retractores ( Figura 2D).
  10. Desviar los intestinos hacia la derecha de la rata para exponer la aorta abdominal y el riñón izquierdo ( Figura 2E). Palpe la zona lumbar antes de proceder a exponerlo. Para evitar la deshidratación, uso estériles gasas empapadas con solución salina estéril para envolver los órganos internos.
  11. Thermocautery uso para exponer en capas el aspecto anterior de cuerpos vertebrales lumbares L4-5 y aíslan el tejido conectivo y los músculos circundantes ( figura 2F -G).
    Nota: Thermocautery debe utilizarse para controlar el sangrado durante la disección.
  12. Utilizar un hisopo de algodón estéril impregnado de solución salina estéril para remover el tejido de sangre y residual de la vértebra L4. Utilice una broca de taladro trépano estéril (~ 2 mm de diámetro) para perforar un defecto de 5 mm de profundidad del hueso en el centro del aspecto anterior expuesto del cuerpo vertebral (Figura 2 H-I).
    Nota: Aplique una mínima presión para perforar a través de solo la corteza ventral y hueso trabecular subyacente; evitar la perforación a través de la corteza dorsal. Tenga en cuenta que las vértebras de las ratas son muy frágiles. Use un hisopo de algodón para limpiar el defecto y aplicar presión para detener el sangrado, si está presente.
  13. Repetir paso 2.11 en la vértebra L5 para crear un total de 2 defectos por rata ( figura 2J).
  14. Devolver el intestino a la cavidad abdominal.
  15. Utilizar una vicryl sutura quirúrgica absorbible sintético (vicryl 3-0 sin teñir 27 " SH taper) en un patrón continuo para suturar la aponeurosis ( figura 2 K).
  16. Cerca de la piel mediante una sutura no absorbible 4-0 monofilamento nylon en un patrón interrumpido simple ( figura 2 L).
  17. Aplicar 100 μl del pegamento de la piel de uso tópico sobre las suturas de la piel y entre ellos para asegurar el cierre completo de la piel.
  18. Inyectar la rata con ringer entibiada caliente (37 ° C) ' solución de s (1CC/100 g BW, SQ) para prevenir la hipotermia y la deshidratación.
  19. Inyectar la rata con buprenorfina (0, 5 mg/kg BW, SQ) antes de la cirugía y cada 8-12 h para aliviar el dolor después de la operación según sea necesario.
  20. No descuide el animal hasta que ha recuperado la conciencia suficiente para mantener el recumbency esternal. Además, no devolver un animal que ha experimentado la cirugía a la compañía de otros animales hasta que haya recuperado completamente.
  21. Después de que el animal se ha recuperado en la almohada, devolverlo a su jaula.
    Nota: Las ratas de la casa individualmente (es decir, en jaulas separadas) para prevenir la mutilación de rata a rata de las suturas y heridas.
  22. Chow remojado en agua en un plato de Petri en el piso de la jaula para unos días después de la operación ayudar a las ratas a alcanzar la comida de lugar.
  23. Administrar carprofen (5 mg/kg BW, SQ) después de la cirugía 24 h para el alivio del dolor cada 24 h según sea necesario.
  24. Retire las suturas de la piel mientras el animal está bajo 2% isoflurano anestesia 10-14 días después de la operación.

3. MicroCT exploración

Nota: la sincronización es 30-40 minutos por animal.

  1. Al día siguiente de la intervención quirúrgica, colocar la rata osteoporótica en la cámara de inducción conectada a una máquina de anestesia con un sistema de barrido central. Inducir la anestesia con isoflurano de 5% en oxígeno al 100% y mantener a través del cono de nariz en 2-3% isoflurano.
  2. Analizar la rata usando un escáner en vivo µCT. Repetir la exploración para el análisis longitudinal de la regeneración ósea.
    Nota: Asegúrese de que todos los animales se analizan con la misma configuración (es decir, energía de rayos x, análisis medio, intensidad, tamaño del voxel y resolución de la imagen) y en un similaorientación de la r. Por ejemplo: energía de rayos x, 55 kVP; corriente, 145 μA; tamaño de voxel, 35 μm; incrementos, 115 μm; y tiempo de integración, 200 ms; con las muestras en PBS. Consulte a Bouxtein et al. 34 para más explicaciones y consideraciones implicados en roedores µCT análisis para una evaluación de la microestructura ósea. Idealmente, se utilizaría la máxima resolución de escaneo disponible para todos los escaneos; sin embargo, exploraciones de alta resolución requieren tiempos más largos de la adquisición, generan conjuntos de datos grandes y exponen a los animales a más radiación ionizante. Este último puede introducir efectos no deseados, incluyendo la disminución de fracturas. Por lo tanto, el equilibrio entre datos adicionales y tiempo de la exploración se debe cuidadosamente considerar.

4. Separación vertebral

Nota: el tiempo es 20-30 min por ejemplo.

  1. Contorno de la vértebra de interés, como se muestra en la Figura 3A-I. Asegúrese de incluir todas las partes de la vértebra y excluyendo las partes que pertenecen a las vértebras adyacentes.
    1. Clic en " programa de evaluación de µCT " y seleccionar la muestra en el menú de.
    2. Contorno de cada rebanada con el mouse.
    3. Uso el " Z " bar para ir a la rebanada siguiente.
  2. Guardar la vértebra contorneada como un archivo independiente ( figura 3J -K) haciendo clic en " archivo " → " GOBJ guardar " cada par de rebanadas.

5. definición del VOI para evaluación cuantitativa Longitudinal

Nota: los pasos siguientes dependen de si el análisis es desde el día 1 después de la cirugía (vértebra de referencia) o desde el momento posterior puntos ( blanco las vértebras).

  1. Vértebra referencia.
    Nota: El momento es de 20-30 minutos por muestra.
    1. Z-rotación, medir el ángulo de los márgenes con un segmento XY desde el centro del defecto ( Figura 4A -B).
      1. En el plano Z, ir a la zona de la vértebra donde el defecto es más claro y la pantalla captura la vértebra.
      2. En un software de presentación, preparar un objeto con forma de rectángulo que cabe en el defecto.
      3. Girar la imagen de la vértebra que el defecto esté orientada hacia arriba y los márgenes del defecto son paralelos a los lados del rectángulo.
      4. Medir el ángulo de rotación (haga clic en la imagen → " formato de imagen " → " tamaño ").
      5. Utilice el ángulo medido para rotar la vértebra ( figura 4).
        1. Abrirá una nueva ventana de DECterm (" Session manager " → " aplicaciones " → " DECterm ").
        2. Run " ipl ":
        3. Ipl > turn3d
        4. -entrada [en] >
        5. -salida [out] >
        6. -turnaxis_angles [0.000 90,000 90.000] > 90 90 0
        7. -turnangle [0.000] > ángulo medido
        8. -img_interpol_option [1] >
    2. Para rotación, medir el ángulo de los márgenes con una YZ-slice desde el centro del defecto ( figura 4 -E). Use el ángulo medido para girar la vértebra ( figura 4F).
      1. Clic en " YZ " en " programa de evaluación de producto " y repita los pasos 5.1.1.1-5.1.1.5.2.
      2. Ipl > isq
      3. -aim_name [en] >
      4. -isq_filename [default_file_name] > Introduzca el directorio de archivo ISQ (p. ej., " DK0: [MICROCT. DATOS. GAZIT. MAXIM.80.DAY1]Z2102970. ISQ ")
      5. -pos [0 0 0] >
      6. -dim [-1 -1-1] >
    3. tapa la vértebra rotada al cambiar el plano XY al plano ZX.
      1. Abrirá una nueva ventana de DECterm (" Session manager " → " aplicaciones " → " DECterm ").
      2. Run " ipl ":
      3. Ipl > flip
      4. -entrada [en] > hacia fuera
      5. -entrada [fuera] > out2
      6. -new_xydir [yz] > zx
    4. Definir el VOI. Contorno de
      1. dibujar una circular del defecto utilizando un segmento desde el centro del defecto seleccionando el icono de contorno circular en " programa de evaluación de producto " ( figura 6A). Copia que contorno y pegar en todos los sectores en el defecto ( Figura 6B).
        Nota: Puesto que todos los defectos fueron creados usando el mismo procedimiento, analizar el mismo número de rodajas y, posteriormente, el volumen total (TV) para todas las muestras de.
  2. Vértebra objetivo.
    Nota: El momento es de 10-20 minutos por muestra. Archivos de
    1. carga el DICOM de la blanco y las vértebras de la referencia a la ventana principal del software de análisis de imagen.
      Nota: Evitar los cambios de valor de escala de grises, definir el mismo tipo de salida datos como los archivos originales de DICOM en el menú de carga.
    2. Registro de la referencia de la vértebra.
      1. Lanzamiento el " registro Voxel 3D " módulo y la vértebra de referencia como el " volumen Base " y la vértebra de destino como la " partido volumen. " haga clic en " registro " para registrar las vértebras ( Figura 5).
    3. Salvar el fichero registrado utilizando los mismos datos tipo e importación a un entorno de µCT.
    4. Aplicar el VOI.
      1. Aplicar el VOI definido para la vértebra de la referencia a la vértebra destino registrado haciendo clic en " programa de evaluación del producto " → " archivo " → " GOBJ de carga " y seleccionando la GOBJ previamente creado. Compruebe que la VOI y defecto son concéntricos.

6. Análisis MicroCT

Nota: la sincronización es 10-20 minutos por muestra.

  1. Enviar el VOI para la evaluación del uso de un programa de evaluación de µCT ( figura 6).
    Nota: Asegúrese de utilizar los mismos parámetros al analizar los VOIs. Asegúrese de que el umbral es suficientemente alto como para omitir el ruido de fondo con pérdida mínima de hueso. Si se utiliza un biomaterial radiopaco, podría utilizarse una serie de estrategias para analizar la formación de hueso. Si hay una diferencia en densidad entre el biomaterial y el hueso el tejido, el biomaterial podría segmentarse a 35 , 36. De lo contrario, los investigadores podrían evaluar cualitativamente las diferencias en la formación ósea entre los grupos experimentales.

7. Eutanasia

  1. lugar la rata osteoporótica en la cámara de inducción conectado a una máquina de anestesia. Inducir la anestesia con isoflurano de 5% en oxígeno al 100%.
  2. Mantener la anestesia mediante el cono de la nariz y realizar la eutanasia mediante la incisión de la cavidad torácica para producir un neumotórax bilateral 37.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mediante este protocolo, una imagen y cuantificar la regeneración de n = 8 defectos vertebrales osteoporóticas modeladas a través de diferentes puntos temporales. La coincidencia anatómica obtenida por el procedimiento de registro permite el análisis del misma VOI todos los puntos de tiempo. Esto resulta en un análisis histomorfométrico 3D longitudinal altamente preciso, incluso cuando ya no son reconocibles los márgenes del defecto original. Utilizamos cinco puntos de tiempo (día 1, sema...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La osteoporosis es la causa más frecuente de las fracturas de compresión vertebral causada por una carga mayor sobre la columna vertebral y que resultan en el colapso del cuerpo vertebral. Sin embargo, es prácticamente imposible generar una lesión en un roedor que auténticamente Replica similar colapso vertebral. En cambio, los investigadores crean un vacío cilíndrico en el centro del cuerpo vertebral para imitar OVCFs16,17,18

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta investigación fue apoyada por una beca del Instituto de California de medicina regenerativa (CIRM) (TR2-01780).

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La investigación fue apoyada por una beca del Instituto de California de medicina regenerativa (CIRM) (TR2-01780).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
IsofluranoMWI Salud Animal, Pasadena, CA501017
BetadineSolutionMWI Salud Animal, Pasadena, CA4677
Gluconato de clorhexidina 2% exfolianteMWI Salud Animal, Pasadena, CA510083
Alcohol isopropílico 70% cuartoMWI Salud Animal, Pasadena, CA501044
CarprofenoMWI Salud Animal, Pasadena, CA26357
Buprenorfina 0,3 mg/mLMWI Animal Health, Pasadena, CA56163
Ratas desnudas atímicas ovariectomizadasHarlan Laboratories, Indianápolis, INHsd:RH-Foxn1 rnu
Alimento bajo en calcioNewco Distributors, Inc., CA 1814948(5AV8 AIN-93M con bajo contenido de calcio)
Solución salina tamponada con fosfatoLife Technologies Corporation
DermabondJ AND J ETHICONDHVM12
Máquina de anestesiaPatterson ScientificTEC 3EX
Cámaras de inducción con tapa deslizantePatterson Scientific78917833
ProStation Estación de trabajo calefactadaPatterson Scientific78914731
paño quirúrgicoHALYARD HEALTH INC89101
Sistema de retracción del fijador magnéticoFine Science Tools, Inc., CA18200-50
Tijeras de disección, 10 cm, curvadas, SSWorld Precision Instruments, FL14394
Tijeras de iris, 11,5 cm, 45 ° Ángulo, dentado, afilado/afiladoWorld Precision Instruments, FL
, n.º 5World Precision Instruments, FL555048FT
Micro Pinzas Hemostáticas para MosquitosWorld Precision Instruments, FL503360
Gasa de algodón estérilMedtronic, MINNEAPOLIS, MN9024
Lanzas de absorción - Montadas/estérilesFine Science Herramientas, CA18105-01
Jeringa, 1 mLTERUMO TERUMO MEDSS-01T
Aguja, calibre 25BD MED SYS INYECCIÓN SYS
Campana de flujo laminarBakerSterilGARD e3-Clase II Tipo A2 Cabina
de cauterio térmicoWorld Precision Instruments, FL
Microtaladro OmniDrill115/230VWorld Precision Instruments, FL503598
Trefinas para Micro Taladro, 2 mm de diámetroFine Science Tools, CA18004-20
3-0 Vicryl sin teñir 27" SH taperJ AND J ETHICON1663G
4-0 Ethilon negro 18" Corte convencional PC3J AND J ETHICON1954G
Conebeam in vivo microCT (vivaCT 40)Scanco MedicalvivaCT 40
SCANCO Medical paquete de software de sistemas microCTScanco MedicalvivaCT 40
Analyze softwareBiomedical Imaging, Mayo Clinic, Rochester, MNAnalyze 12Software de análisis
de imágenes Veterenery eye opomada
14190250 Pinzas 503225 305127 de bioseguridad Unidad 501292

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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