Beneficios de la terapia de resincronización cardiaca en un modelo asincrónico insuficiencia cardíaca inducida por la ablación de rama de paquete izquierdo y estimulación rápida

Resumen

El establecimiento de un modelo de crónica insuficiencia cardíaca asincrónica (HF) por la estimulación rápida combinada con la ablación de rama de paquete izquierdo se presenta. Seguimiento integral de tiempo velocidad aórtica e imágenes de marcas en dos dimensiones aplican para validar este modelo estable de HF con asincronía ventricular izquierda y los beneficios de la terapia de resincronización cardiaca.

Resumen

Ahora es bien reconocido que pacientes de insuficiencia cardiaca (IC) con bloqueo de rama izquierda (BRI) derivan importantes beneficios clínicos de la terapia de resincronización cardiaca (TRC), y BRI se ha convertido en uno de los predictores importantes para la respuesta de la CRT. Inducida por la tachypacing HF modelo convencional tiene varias limitaciones importantes, incluyendo ausencia de BRI estable y rápida reversión de la disfunción ventricular izquierda (LV) después del cese de la estimulación. Por lo tanto, es esencial para establecer un modelo óptimo de la IC crónica con BRIHH aislado para estudiar los beneficios de la CRT. En el presente estudio, se establece un modelo canino de HF asincrónico inducido por la ablación de rama (LBB) izquierda y 4 semanas de la estimulación ventricular derecha rápida (RV). La aurícula derecha (RA) estimulación electrodos vía la vena yugular, junto con un LV epicárdico electrodo de estimulación y RV fueron implantados para el funcionamiento de la CRT. Se presentan aquí los protocolos detallados de ablación con radiofrecuencia (RF), estimulación conduce la implantación y la estrategia de estimulación rápida. Electrogramas intracardiacos y superficiales durante la operación también fueron proporcionados para una mejor comprensión de la ablación de LBB. La proyección de imagen de seguimiento de marcas en dos dimensiones y velocidad aórtica tiempo integral (aVTI) fueron adquiridos para validar el modelo de HF estable crónica con asincronía de LV y los beneficios de la CRT. Mediante la coordinación de activación ventricular y la contracción, CRT uniformados el trabajo mecánico de LV y había restaurado la función de bomba del LV, que fue seguida por reversión de la dilatación del LV. Por otra parte, el estudio histopatológico reveló una restauración significativa de cardiomiocitos diámetro y colágeno fracción volumen (CVF) después de funcionamiento del CRT, indicando un histologic y celular inversa remodelación provocada por la CRT. En este informe, describimos un método factible y válido para desarrollar un modelo crónico de HF asincrónico, que era conveniente para el estudio estructural y biológica CRT siguiente remodelación inversa.

Introducción

IC crónica avanzada es la principal causa de mortalidad de varias enfermedades cardiovasculares. Un subconjunto de pacientes con insuficiencia cardíaca congestiva (CHF) también desarrollar incoordinación de la conducción ventricular que agrava los síntomas y el pronóstico. CRT, también conocida como estimulación biventricular, se ha introducido como una alternativa para estos pacientes por más de 20 años^1,2. Desafortunadamente, alrededor del 20-40% de los pacientes muestran mala respuesta a la TRC. Desde entonces, se han realizado muchos estudios con el fin de maximizar la CRT respuesta³. Ahora se reconoce bien que los pacientes con BRI podrían beneficiarse más de CRT que los Bri no⁴, puesto que un patrón de BRI causa una mayor magnitud de disincronía cardíaca debido a la asimetría en la libertad de movimiento de la pared entre paredes septales y lateral . Mientras tanto, estudios recientes han comenzado a explorar cambios en la expresión génica y remodelación molecular asociado con CRT⁵. Acompañando la remodelación inversa estructural inducido por la CRT, reversión celular y molecular a un nivel normal es de gran interés⁶. Por lo tanto, es esencial para establecer un modelo óptimo de CHF con BRIHH aislado para estudiar los beneficios de la CRT.

Crónica, la estimulación ventricular rápida fue utilizada una vez para producir CHF en un modelo canino. RV de estimulación sin duda podría producir retraso contracción de LV como un modelo del patrón de BRI-como la contracción. Sin embargo, este tipo de asincronía funcional con un sistema de conducción intacto no puede emular BRI anatómica y no se considera un modelo apropiado para estudiar el funcionamiento del CRT, cuya esencia es coordinar deteriorada activación eléctrica y contracción miocardio. Restauración rápida de la contractilidad del LV y recuperación parcial de dimensiones del LV después de cese de la estimulación también fueron registrados⁷.

Estudios experimentales han inducido BRI crónica por la ablación del RF para establecer contracción ventricular asincrónica⁸. Una combinación de reducción de la función global de la bomba y el trabajo mecánico no válido regional podría exacerbar CHF generando ineficacia cardiaca así como la remodelación cardiaca en el tejido, los niveles celulares y moleculares. En corazones de BRI, la carga de trabajo es más bajo en el tabique y más alto de la pared lateral del LV. Como consecuencia, remodelación cardiaca es más pronunciada en la pared lateral⁹. El propósito del presente estudio es: (i) para avanzar en un modelo estable y crónica de HF con asincronía mecánica interventricular e intraventricular mediante la estimulación rápida del RV en combinación con la ablación de la LBB; (ii) para confirmar dyssynchronous HF en nuestro modelo y los beneficios de la CRT en la coordinación de la contracción por speckle bidimensional seguimiento ecocardiografía y aVTI; y (iii) explorar preliminarmente remodelado inverso celular produce al CRT.

Protocolo

Quince perros beagle macho (12 a 18 meses, pesa alrededor de 10.0-12.0 kg) fueron adquiridos y sometidos a experimentos. Todos los procedimientos fueron realizados en cumplimiento de la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio publicados por el nos institutos nacionales de salud (publicación no. 85-23, revisado 1996) y fueron aprobados por el Comité de cuidado del Animal en el Hospital Zhongshan, Fudan Universidad. La figura 1 muestra el flujo de trabajo esquemático para todos los pasos de protocolo.

1. cirugía previa preparación y recopilación de datos de línea de base

1. Afeitar el pelo de una trasera para venopunción. Establecer un acceso venoso a través de la rama lateral de pequeño de la vena safena de perros beagle experimental utilizando un catéter venoso (22 G, 0,9 x 25 mm). Inyecte lentamente pentobarbital sódico (30 mg/kg) vía el catéter venoso para inducir la anestesia, lo cual se confirma por la pérdida del reflejo de la pestaña. Dar adicional sodio pentobarbital a la dosis de 10 mg/kg en caso de recuperación de la anestesia durante la cirugía.
2. Asegurar las extremidades a la mesa de operación con la cuerda gruesa y mantener el animal en posición supina.
3. Recorte el pelo de las extremidades extremidades y el pecho. Pegar los electrodos de plomo de miembro a las extremidades de la extremidad y los electrodos precordiales plomo en seis ubicaciones designadas en la pared torácica. Registrar el electrocardiograma (ECG) de la línea de base.
4. Evaluación ecocardiográfica
   1. Pegar los electrodos de plomo de la ecocardiografía a las extremidades del animal.
   2. Llevar a cabo un examen ecocardiográfico estándar. De los cuatro apicales convencionales del compartimiento (A4C) y apicales dos vistas (A2C) del compartimiento, obtener el volumen telediastólico LV (VTDVI) volumen telesistólico LV (VTSVI) y fracción de eyección (FEVI) del LV calculados usando el método de Simpson biplano.
   3. Evaluar la tensión longitudinal del LV por proyección de imagen de seguimiento de marcas en dos dimensiones. Realizar el seguimiento de A4C, A2C y vista de eje largo apical (LOMBANA) de marcas.
   4. Obtener las curvas de tensión longitudinal de las anteriores tres vistas apicales a nivel basal, mediados de-ventricular y apical de cada pared (A4C: tabique y pared lateral; A2C: pared anterior y pared inferior; LOMBANA: septo anterior y posterior de la pared). El software automáticamente integrará estos datos para producir un mapa de ojo de buey de 17 segmentos, incluyendo 6 segmentos a nivel basal (tabique, pared lateral, pared anterior, pared inferior, septum anterior y pared posterior), de 6 segmentos en el mediados de-ventricular nivel (tabique, pared lateral, pared anterior, pared inferior, septum anterior y pared posterior), 4 segmentos a nivel apical (tabique, pared lateral, pared anterior, pared inferior) y un tapón apical.
   5. Momento de tensión de pico (TTP) se define como el intervalo de tiempo desde el inicio del complejo QRS hasta el punto más bajo de la curva de tensión, que indica la máxima tensión longitudinal. Calcular la desviación estándar de los 17 segmentos TTP (PSD) para evaluar el sincronismo mecánico del LV.
   6. Registrar las velocidades de flujo Doppler transaortic en la vista apical de la cinco cámara. Medir y media aVTI en 3-4 golpes consecutivos.
5. Intubación orotraqueal y ventilación mecánica
   1. Suavemente saque la lengua y mantener la extensión de la lengua en preparación para la intubación orotraqueal. Colocar el animal en una posición de "oler".
   2. Avanzar la hoja del laringoscopio curva lentamente hasta que la punta de la hoja colocada entre la base de la lengua y la epiglotis. Elevar el laringoscopio hacia arriba para exponer las cuerdas vocales. Inserte un tubo endotraqueal en la boca y pasar el tubo más allá de las cuerdas vocales. Fije el tubo a la cabeza de animal con cinta adhesiva.
   3. Auscultar ambos pulmones para confirmar la colocación del tubo endotraqueal apropiado según lo evidenciado por sonidos de la respiración bilateral y simétrica durante la ventilación de presión positiva.
   4. Conecte el extremo exterior del tubo endotraqueal a un respirador de volumen ciclado. Iniciar y mantener la ventilación mecánica auxiliar con aire de la habitación. Ajustar la frecuencia de la respiración en el 8 - 20 veces por minuto con un volumen tidal de 8-15 mL/kg. Configure los parámetros según SpO₂ medido por oximetría de pulso.

2. epicárdico LV implantación de electrodos de estimulación

1. Conecte los cables del desfibrilador/monitor cardíaco a los electrodos de la piel, que se unen a los miembros. Pre medicar al animal con levofloxacina de 0.3 g por vía intravenosa guttae.
2. Después de afeitar el pelo del cuello y pecho, esterilizar la región torácica anterior y la región cervical izquierda con yodoforo y preparar las hojas estériles.
3. Toracotomía
   1. Realizar la toracotomía conservación de músculo en una posición de decúbito lateral derecho. Después de la administración de fentanilo por una infusión continua de la tasa (0.01 mg/kg/hr) por vía intravenosa, haga una incisión en la piel transversalmente desde la línea paraesternal izquierdo en el cuarto espacio intercostal.
   2. Después de la disección Roma de las 3 capas de músculo torácica (pectoral mayor, pectoral menor, intercostales), abrir la cavidad pleural izquierda en el cuarto espacio intercostal (entre el 4^to y 5^to costillas) por disección aguda. Coloque un retractor de la costilla del espacio intercostal. Paquete de gasas estériles en 0.9% NaCl alrededor de los lóbulos del pulmón para proteger los pulmones y para mantener un claro campo de visión.
   3. Con cuidado haga una incisión lateral pericardio mediante electrocauterización. Abierto el pericardio para exponer completamente la pared lateral del LV con permanecer suturas (0-sutura).
4. LV la implantación de electrodos de estimulación
   1. La sutura del LV unipolar electrodo de estimulación al miocardio de la pared lateral del LV con una puntada usando una sutura de 4-0. Hacer un nudo suave sobre la sutura para evitar lacerar los tejidos miocardio.
   2. Conectar la clavija de metal terminal del cable de estimulación en un cable de puente para comprobar parámetros de plomo. Después de la ejecución satisfactoria parámetros se logran con el umbral de estimulación < 2.0 V ms 0,48 y plomo impedancia < Ω 2.000, tire ligeramente del plomo del electrodo para garantizar una fijación firme.
5. Retire las suturas de la estancia y examine cuidadosamente el área de la cirugía para eliminar el sangrado activo.
6. Cerrar el pericardio con dos puntos de sutura con sutura 2-0/T. Retire la gasa rellena y el separador de costillas.
7. Utilice dos suturas pericostal (0-sutura) para aproximar el 4^to y 5^to costillas. Cerrar la fascia intercostal con varias puntadas usando suturas de 2-0/T. Inflar los pulmones adecuadamente usando un globo auxiliar mediante la intubación orotraqueal antes de la última sutura. Mire a través de los intercostales para confirmar la expansión normal de los pulmones.
8. Reposicionar las capas musculares en el lugar con sin suturas. El cable de estimulación penetra en el pericardio, fascia intercostal y capas musculares sucesivamente a través de la distancia entre nudos de cirugía.
9. Haga una incisión en la piel de la región cervical izquierda y disecar el tejido subcutáneo hasta la fascia profunda con una pinza curva. Construir un túnel subcutáneo por encima de la facia profunda del área precordial a la región cervical izquierda con una pinza recta.
10. Tire el terminal del cable a través del túnel a la región cervical izquierda utilizando una pinza recta. Cubra el perno terminal con una funda de aislamiento, que es ligarse con suturas de 2-0/T. Sutura el cable alrededor de la manga a la fascia y localmente incrustar la cabeza al lado izquierdo del cuello.
11. Cerrar el tejido subcutáneo y la piel de las incisiones torácicas y cervicales utilizando suturas de 0.
12. Para la inducción de la anestesia, cuando el animal está tomando respiraciones espontáneas, desconecte el tubo endotraqueal del ventilador. Después de que el animal se recupera de la anestesia, retirar la intubación traqueal y catéter venoso. Mantener el animal en observación hasta la recuperación completa.
13. Inyectar por vía intramuscular 800.000 U de penicilina cada 12 h durante 2 semanas después de la operación.

3. RA y RV implantación de electrodos de estimulación

1. Implante de RA y RV estimulación de electrodos 2 semanas después de la implantación de electrodos de LV, cuando el animal se recupera de la toracotomía. Llevar a cabo la operación en el quirófano hemodinámica equipado con un aparato de fluoroscopía.
2. Inducir la anestesia como en el paso 1.1. Asegurar las extremidades a la mesa de operación y mantener el animal en una posición supina. Pre medicar al animal con levofloxacina de 0.3 g por vía intravenosa guttae.
3. Recorte el pelo de las extremidades del miembro. Conecte los cables del monitor ECG a los electrodos de la piel y pegar los electrodos en las extremidades del miembro. Encienda el monitor de ECG y seleccione II para supervisar el procedimiento.
4. Después de afeitar el pelo del cuello, esterilizar la región cervical izquierda con yodoforo y cubra la hoja estéril. Administrar fentanilo por una infusión continua de la tasa (0.01 mg/kg/hr) por vía intravenosa durante el procedimiento entero.
5. Enfoque venosa
   1. Hacer una pequeña incisión vertical cerca de la anterior herida en el lado izquierdo de la zona cervical. Mediante disección Roma, separar la fascia para exponer la vena yugular externa izquierda. Separar la vena de los tejidos conectivos cuidadosamente con una pinza de mosquito.
   2. Suavemente Levante la vena con una pinza curva y pasar dos suturas de 2-0/T por debajo de la vena. Ate la sutura distal.
   3. Levante suavemente la sutura distal y corta un pequeño agujero en el centro de las dos suturas con tijeras de iris. Una selección de vena Inserte el pasivo RA en forma de J y activos RV en la vena yugular externa izquierda.
6. Implantación RV
   1. Una vez que el plomo de RV se ha avanzado a la baja aurícula derecha o vena cava inferior bajo fluoroscopia, retirar el estilete del recto del cable RV. Una forma de J en la parte distal del estilete y vuelva a insertarla a través del conductor de RV.
   2. Con la ayuda del estilete curvado, introducir el cable a través de la válvula tricúspide y en el tracto de salida. Retire lentamente el plomo y el estilete, permitiendo que la punta de plomo a prolapso hacia el ápice de RV.
   3. Vuelva a colocar el estilete curvado con una recta. Haga avanzar el cable hacia el ápice.
   4. Comprobar los parámetros de plomo con el estilete retirado sobre a medio camino. Parámetros satisfactorios incluyen un umbral de estimulación < 1.0 V en 0,48 ms, amplitud de la onda de R > 5,0 mV y una impedancia de plomo < Ω 2.000. Una vez que se obtienen aceptables parámetros eléctricos, ampliar la hélice activa, retire el estilete y volver a medir los parámetros.
7. Implantación de plomo RA
   1. Manteniendo el cable RA dirigido hacia el alto atrio anterior, Retire lentamente el estilete recto, permitiendo la retracción del cable preformado en forma de J con su extremidad en el apéndice. Se puede observar un movimiento de vaivén característico del electrodo con actividad auricular.
   2. Parámetros satisfactorios incluyen un umbral de estimulación < 1.0V en 0,48 ms, amplitud de onda P > 2,0 mV y una impedancia de plomo < Ω 2.000. Del mismo modo, cuando se obtienen los parámetros aceptables, ajustar la holgura del cable y retire el estilete.
8. Después de comprobar la estabilidad de ambos conductores, apretar la sutura proximal a la flebotomía. Atar ambos conductores a la fascia profunda subyacente con dos o tres suturas de 2-0/T alrededor de las mangas de la sutura. Vuelva a comprobar los parámetros eléctricos y la posición de ambos conductores bajo fluoroscopia después de la sutura.
9. Hacer un bolsillo del generador de pulso cerca de la entrada venosa y en un plano justo por encima de la capa fascial y debajo de la grasa subcutánea. Crear el bolsillo utilizando disección Roma con una pinza curva. Debe ser sólo lo suficientemente grande como para acomodar los cables redundantes y generador.
10. Limpie y seque las patillas de plomo. Cubra el perno terminal del cable auricular con una manga del aislamiento y el plomo al piso de la cavidad de la sutura. Introduzca el electrodo ventricular en un generador de pulsos marcapasos y apretar con el pin del conector distal más allá de los tornillos del generador.
11. Colocar el generador en el bolsillo con los cables redundantes enrollado debajo del dispositivo. Atar el generador hasta la fascia con una sutura 2-0/T a través del orificio de sujeción en el encabezado del generador. Realizar el examen fluoroscópico de todo el sistema.
12. Después de comprobar para hemostasia, cerrar el bolsillo y la fascia superficial en capas utilizando suturas de 2-0/T. Finalmente aproximar los bordes de la piel con suturas de 0 y programar al marcapasos a un modo OVO utilizando una varita de telemetría.
13. Para los animales del grupo sham, implante los cables LV, RV y RA de manera similar, pero con la no inserción de generador.

4. LBB ablación

1. Realizar la ablación del catéter bajo la guía de fluoroscopia inmediatamente después de RV y RA llevan la implantación. Afeitar el pelo del pecho, espalda y región inguinal derecha. Mantener el animal en posición supina.
2. Preparar un grabador electrofisiológico multicanal para simultánea electrograma intracardiaco y superficie de grabación, con la configuración del filtro de 30-400 kHz (bipolares) o 0.05-500 kHz (unipolar) y una amplificación de la señal de 5.000 veces. Coloque el electrodo de retorno inalámbrico a la parte posterior y los electrodos estándar de 12 derivaciones a extremidades y el pecho. Conecte todos los cables al grabador electrofisiológico y registrar electrograma a una velocidad de barrido de 100 mm/s.
3. Enfoque venosa y arterial
   1. Después de la desinfección rutinaria y drapeado en la región inguinal derecha, hacer una pequeña incisión vertical a través de la piel. Mediante disección Roma, separar la fascia para identificar la vena femoral derecha y arteria femoral.
   2. Suavemente tire la vena femoral hacia arriba y coloque dos suturas de estancia (sutura 2-0/T) en la vena. Atar la vena en el extremo distal. Realizar la misma maniobra en la arteria femoral.
   3. Ligeramente recogida la vena femoral e introducir una aguja de micropunción proximalmente en la vena entre las dos suturas. Mantenga la aguja y colocar una punta flexible (disquete en forma de J) guía a través de la aguja.
   4. Cuando ha pasado suficiente guía en la vena, retire la aguja y avanzar un dilatador y vaina de combinación (6 Fr) sobre la guía en la vena femoral. Retire la guía y el dilatador con la vaina de introducción de un catéter. Atar una sutura suelta alrededor de la vena proximal a la venotomía con la vaina venosa en el lugar.
   5. Del mismo modo, inserte una vaina de 7 Fr en la arteria femoral. Administrar un bolo de 100 U/kg diluida en solución salina heparina en la vaina arterial para evitar la coagulación.
4. Asignación de lado derecho de su potencial de paquete
   1. Avanzar un catéter tetrapolar orientable 6 Fr en la vena femoral a través de la vaina venosa. Conecte el extremo del catéter al grabador multicanal electrofisiológico a través del módulo de entrada del catéter por cables.
   2. Pasar el catéter a la aurícula derecha y a través de la válvula tricúspide hasta que esté claramente en el ventrículo derecho. En un anterior derecho (RAO) 30° fluoroscopia vista oblicua, retire el catéter en el orificio tricúspide hasta un potencial auricular aparece y se hace más grande. Una leve torsión hacia la derecha ayuda a mantener los electrodos en contacto con el tabique. Cuando los potenciales atriales y ventriculares son aproximadamente iguales en tamaño, una deflexión bifásica o trifásica aparece entre ellos, representando el lado derecho potencial del haz de His.
5. La ablación y la izquierda rama potencial (LBP) asignación
   1. Introducir un catéter de ablación orientable de 7 Fr 4-punta de mm en la arteria femoral a través de la vaina arterial. Conecte el extremo del catéter de ablación para el generador de RF y la grabadora electrofisiológico de varios canales por cables.
   2. Pasar el catéter arterial retrogradely a través de la válvula aórtica y avance a el VI en una visión de 30° RAO. Desviar la punta del catéter hacia el septo interventricular. Mantener el electrodo en contacto con el tabique.
   3. En un anterior oblicua (LAO) 45° fluoroscopia vista izquierda, Retire lentamente el catéter a lo largo del tabique hasta el cara de izquierda que se registra el potencial de su paquete entre electrograma atrial y ventricular, justo debajo de la válvula aórtica. Luego poco a poco avanzar el catéter a lo largo del tabique y manipular la punta para identificar un dolor lumbar discreta, que se registra por debajo de la aorta la válvula, típicamente de 1-1.5 centímetros inferior a la izquierda a un lado su paquete en el sitio de grabación.
   4. Cuando el intervalo de electrograma potencial-ventricular es más cortos que el intervalo HV y un unos 10 ms / V electrograma relación entre < 1:10 se observa, la ETB se identifica. El LBP para el primer intervalo de electrograma ventricular (LBP-V) es generalmente inferior a 20 ms, que podría minimizar el riesgo de bloqueo A-v completo.
   5. Una vez que se logra una satisfactoria posición de LBP, iniciar ablación con un generador de RF, entregando energía de onda sinusoidal de 500 kHz monocromos (potencia rango de 30-40 W). Ajustar la potencia para alcanzar una temperatura de 60 ° C en la interfase electrodo-tejido. Si la temperatura no sube por encima de 50 ° C dentro de los 15 s, suspender el suministro de energía, ajustar la punta del catéter y empezar de nuevo.
   6. Controlar la impedancia continuamente durante la aplicación de la energía. Una gota de impedancia mayor que 6-8 Ω durante la entrega de energía se considera un signo de buen tejido contacto y calefacción adecuada.
   7. BRIHH típico se define por: a la prolongación de la duración del QRS; QRS positivo en plomos I, II, V5, V6 con muesca de la onda R y negativo conduce AVR, V1; y una pérdida de electrograma LBP. Si no hay ningún cambio en la morfología de QRS después de 10 s, detener la entrega de energía y ajustar la sonda para encontrar un nuevo objetivo de ETB. Cuando en el electrograma de superficie aparece una típica morfología de QRS LBBB, continuar la aplicación de energía de 60-90 s o hasta que un repentino aumento de impedancia.
   8. Detener el suministro de energía inmediatamente en caso de terminar el bloque auriculoventricular (3^rd grado) o fibrilación ventricular (FV). Implementar desfibrilación eléctrica rápidamente cuando se produce el VF.
   9. Cuando se consigue una morfología del QRS LBBB, observar el electrograma de superficie para un período de estabilización de 30 minutos. Si una morfología QRS normal vuelve a aparecer, repita el procedimiento de ablación antes mencionados.
6. Una vez finalizado el procedimiento de ablación de catéter, retire ambos catéteres. Quite la vaina arterial y venosa y hacer nudos apretados rápidamente sobre la sutura proximal para evitar la hemorragia.
7. Después de la examinación cuidadosa para excluir sangrado activo, cerca de la fascia en capas utilizando suturas de 2-0/T. Finalmente cerrará la piel con suturas de 0.
8. Desconecte todos los electrodos del animal y controlar al animal con frecuencia hasta la completa recuperación de la anestesia. Inyectar por vía intramuscular 800.000 U de penicilina cada 12 h durante 1 semana después de la operación.
9. LBB ablación no se realiza para el grupo sham.

5. rápida estimulación para inducción HF

1. Cuando el animal se recupera de la operación, registro la superficie ECG para confirmar una presencia permanente de BRI 1 semana más adelante. Luego programar al marcapasos a un modo VVI 260 pulsaciones por minuto (bpm) utilizando una varita de telemetría.
2. Inducir la anestesia (como en el paso 1.1) y programar al marcapasos en modo OVO después de 4 semanas de estimulación rápida.
3. Realizar ecocardiografía para evaluar la FEVI (referente a paso 1.4). Si la FEVI disminuye por debajo del 35%, preparar el animal para el funcionamiento de la CRT. Si la FEVI está todavía por encima de 35%, someter al animal a RV rápida estimulación otra vez por reprogramación del marcapasos en modo VVI a 260 bpm.
4. Realizar ecocardiografía cada 2 semanas hasta que la FEVI por debajo del 35%. Una vez que lograr el objetivo de la FEVI, terminar la estimulación rápida de RV y prepararse para estrategia de CRT.
5. Animales del grupo de tratamiento simulado no se someten a estimulación rápida.

6. resincronización terapia rendimiento

1. Se dividen los animales con IC en el grupo control y grupo de CRT al azar. Para el grupo de control HF, dejar al animal sobrevivir otro 8 semanas sin intervención. Grupo de CRT, start performance de CRT mediante estimulación biventricular.
2. Después de la inducción de la anestesia (como en el paso 1.1), que el animal en una posición supina por asegurar a los miembros a una mesa de operación. Pre medicar al animal con levofloxacina de 0.3 g por vía intravenosa guttae. Afeitar el pelo del cuello, esterilizar la región cervical izquierda y coloque la hoja estéril.
3. Después de la administración de fentanilo por una infusión continua de la tasa (0.01 mg/kg/hr) por vía intravenosa, haga una pequeña incisión vertical inmediatamente junto a la anterior herida en el lado izquierdo del cuello. Utilizando disección Roma, separar la fascia para aislar el generador de pulso y ritmo conduce (incluyendo las puntas RA, RV y LV) sin lesión.
4. Suelte el perno terminal de plomo de RV de la cabecera de generador aflojando los tornillos. Con cuidado cortar las suturas apretadas sobre los cables del LV y RA y Destape los terminales faston. Limpiar los pines de los conductores mediante inmersión en etanol y utilizando una gasa seca sucesivamente.
5. Inserte las puntas RA, RV y LV correctamente el encabezado de un generador de pulso de CRT y apriete los tornillos. Agrandar el bolsillo utilizando disección Roma para estar en forma para el generador de nuevo. Colocar el generador en el bolsillo y corbata el generador hasta el suelo de la bolsa con una sutura 2-0/T.
6. Compruebe el bolsillo para la hemostasia. Cerrar el bolsillo y la fascia superficial en capas utilizando suturas de 2-0/T. Luego, cierre la piel con suturas de 0.
7. Programa el marcapasos a un modo DDD con retraso auriculoventricular de (AV) a un valor de 70 ms y retraso interventricular (VV) Sra. 0 examinar al animal con frecuencia hasta la recuperación de la anestesia. Inyecte 800.000 U de penicilina por vía intramuscular cada 12 h durante 1 semana.
8. Después de 8 semanas de funcionamiento de la CRT, realizar ecocardiografía transtorácica otra vez sobre los animales de todos los grupos (como en el paso 1.4).

7. sacrificar animales y análisis histológico

1. Asegure las extremidades del animal a la mesa de operación bajo anestesia general. Inyectar 100 mg/kg de pentobarbital intravenoso para llevar a cabo el sacrificio de animales. Asegurar la muerte animal por ausencia de latidos cardíacos y respiración movimiento.
2. Haga una incisión en la piel de la región cervical izquierda. Con una combinación de disección aguda y Roma, libres del generador y los cables. Desconecte todos los conductores del generador aflojando los tornillos.
3. Libre de los cables del tejido subcutáneo poco a poco y remontar hasta el punto de entrada venosa. Identificar las mangas de la sutura y corte todas las suturas de retención. Retire la hélice de fijación activa de la iniciativa de RV para facilitar su extracción.
4. Haga una incisión transversal en el cuarto espacio intercostal de la línea esternal a la línea de midclavicular izquierda. Gratis el plomo del LV de la fascia precordial, a lo largo del túnel subcutáneo, hasta la región cervical izquierda, con una pinza recta.
5. Después de la disección Roma de los músculos torácicos, abrir la cavidad pleural izquierda. Coloque un retractor de la costilla del espacio intercostal. Abra por completo el pericardio.
6. Cortar la sutura en el electrodo de plomo LV epicárdico. Separar el electrodo del corazón cortando un pedazo pequeño de la envoltura de tejido miocárdico alrededor del electrodo.
7. Corte las cámaras derecha junto con el tabique. Separar los electrodos RA y RV de miocardio mediante disección aguda y Roma. Generalmente las puntas de los electrodos están encapsuladas por tejido fibroso y del miocardio. Cortar los tejidos circundantes del centro si es necesario.
8. Pasar un estilete recta a la punta de cada cable con el perno terminal. Extraiga los cables RV y RA desde el punto de entrada venosa y retire el cable del LV del túnel subcutáneo. Si los conductores no se liberó debido a adherencias fibrosas, la tira a las adherencias fibrosas a lo largo de los plomos con disección Roma.
9. Levante suavemente el corazón y el clip a través del tejido del corazón cerca de la aorta para el corazón. Coloque el corazón en un recipiente estéril y enjuague varias veces con solución salina fisiológica. Corte del miocardio transmural de la pared lateral del LV para análisis histológico.
10. Fijar los tejidos miocardio con formalina tamponada, luego deshidratar y embed en parafina. Después de cortar en secciones gruesas de 5 μm, Desparafinizar las muestras y tinción con hematoxilina y eosina (HE) y Masson trichrome.
11. Medir los diámetros celulares de las secciones longitudinales teñidos con. Expresar CVF en porcentaje de la superficie manchada de colágeno dividido por zona de tejido total en secciones de tinción tricrómica de Masson. Seleccionar y contar cinco campos de alta potencia (400 x) al azar para cada sección. Tome fotografías digitales y analizar mediante un sistema de análisis de imagen digital de alta resolución.

Resultados

LBB exitosa ablación:

Figura 2 representa un típico electrograma intracardiaco y superficie en el curso de la ablación del catéter. La media de ETB-V medido es 18,8 ms de ±2.8, que fue aproximadamente 10 ms más cortos que el intervalo de referencia H-V (28,8 ±2.6 ms, p < 0.01). La duración QRS prolongada de 59,2 ms ±6.8 ms ±8.6 94,2 (p < 0,01) después de la ablación de LBB. La p...

Discusión

Miocardiopatía dilatada constituye una causa importante de CHF, que se caracteriza por dilatación ventricular, disfunción sistólica con FEVI reducida y anormalidades del llenado diastólico¹¹. Desde crónica mediada por taquicardia HF es una condición clínica reconocida, la estimulación rápida de aurícula o ventrículo durante al menos 3 a 4 semanas sirve como un modelo animal con frecuencia utilizado para inducir CHF¹¹. Cambios hemodinámicos ocurren tan pronto como 24 horas d...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Sistema de catéter intravenoso cerrado (0,9 mm y veces; 25mm)	Becton Dickinson Medical	5264442	Utilizado como aguja de retención venosa
Pentobarbital de sodio	Sigma-Aldrich Company	130205	Para la anestesia
Cortadora de mascotas	Wuhan Shernbao suministros para mascotas Co., Ltd.	PGC-660	Para el afeitado
del pelo Electrocardiógrafo	Shanghai instrumento electrónico médico fotoeléctrico Co., Ltd.	ECG-6511	Para el registro de electrocardiogramas
Ecocardiógrafo	GE-Vingmed Ultrasound Company	VIVID E9	Para la evaluación ecocardiográfica
Software EchoPAC	healthcare	Version201	Laringoscopio de análisis fuera de línea
	Shanghai Medical Instrument Co., Ltd		Intubación orotraqueal
Tubo endotraqueal	SIMS Portex Inc, Reino Unido	274093	Intubación orotraqueal
Respirador de ciclo de volumen	Newport Corporation	C100	Ventilación artificial
HeartStart XL Desfibrilador/monitor Philips	Medical Systems	M4735A	Monitor de electrocardiograma durante el funcionamiento
Tintura de bromuro de benzalconio	Shanghai Yunjia Pharmaceutical Co., Ltd.	H31022694	utilizado para la desinfección de la piel
Retractor de costillas	Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.		Para toracotomía
4-0 sutura	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LTD.	24L1005	Sutura de electrodo epicárdico VI
Sutura 2-0/T	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LTD.	11M0505	Sutura de cables de estimulación, fascia, vasos, etc.
0 suturas	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LTD.	11P0501	Penicilina de sutura cutánea
en polvo	North China Pharmaceutical Co., Ltd.
Máquina de rayos X DSA	Philips	Allura Xper FD10	Rayos X para fluoroscopia
Electrodo de estimulación de baja tensión	Medtronic, Inc.	LBT 4965
RV electrodo de estimulación	St. Jude Medical	Tendril 1888
RA electrodo de estimulación	St. Jude Medical	IsoFlex 1642T
Generador de impulsos	Medtronic, Inc.	Enpulse E2DR01	Para la estimulación rápida del RV
Generador de impulsos CRT	St. Jude Medical	Anthem PM 3212	Para el rendimiento de la CRT
Registrador electrofisiológico multicanal	GE Medical Systems	2003232-004	Para electrograma de superficie e intracardíaco
Módulo de entrada de catéter	GE Medical Systems	301-00202-08	Interruptores de múltiples polos para estimulación o grabación
Generador de radiofrecuencia	Johnson-Johnson Company	ST-4460	Para el suministro de corriente de RF
Electrodo de retorno inalámbrico	Covidien	E7509	Para la formación de circuitos de corriente
Cubierta Cordis 6-Fr	Johnson-Johnson Company	504-606X	Acceso para catéter de mapeo
Cubierta Cordis 7-Fr	Johnson-Johnson Company	504-607X	Acceso para catéter de mapeo y ablación
Catéter cuadripolar de 6 Fr	Johnson-Johnson Company	F6QRA005RT	Catéter de mapeo
Catéter de ablación orientable de 7 Fr y 4 mm en punta	St. Jude Medical		402823 Catéter de mapeo y ablación
Prucka Cardio-Lab® 2000	GE Medical Systems	6.9.00.000	Paquete de software para el registro de electrogramas
Heparina	Haitong Pharmaceutical Co., Ltd	160505	Anticoagulante durante la ablación con catéter
Sistema de análisis de imágenes digitales	Leica Microsystems	Qwin V3	Para análisis histológico