Alta sensibilidad detección de micrometástasis de GFP Lentivirus-transduced organitas cultivados de un Tumor de Colon paciente derivado

Resumen

Para permitir la detección altamente sensible de lo cáncer colorrectal humano difundiendo células (CRC) colonizando los tejidos, aquí mostramos un protocolo para la transducción eficiente de partículas lentivirales proteína fluorescente verde (GFP) en células de organoides derivados de PDX CRC antes de su inyección en ratones receptores, con observación en el microscopio estéreo-fluorescencia.

Resumen

A pesar de avances en el tratamiento del cáncer colorrectal (CRC), muy pocas terapias radicales son efectivas para las etapas finales de la Convención. Para superar este desafío clínico, modelos de ratón tumores xenoinjerto usando muchos Ratón transgénico han desarrollado modelos con tumores y líneas celulares de carcinoma humano de larga trayectoria como modelos preclínicos. Parcialmente mímico las características de los carcinomas humanos, pero a menudo no recapitular los aspectos clave de las malignidades humanas incluyendo la invasión y metástasis. Por lo tanto, modelos alternativos que mejor representan la progresión maligna en el CCR humano han sido esperados durante mucho tiempo.

Mostramos en la presente generación de xenoinjertos tumorales derivados del paciente (PDXs) mediante implantación subcutánea de pequeños fragmentos CRC disecados quirúrgico de un paciente. El colon PDXs desarrollar e histopathologically se asemejan a la CRC en el paciente. Sin embargo, pocos micrometástasis espontáneas son perceptibles en perfiles convencionales de afectados órganos distantes en el modelo PDX. Para facilitar la detección de diseminación metastásica a órganos distantes, extrae las células tumorales de organoide de las PDXs colon en cultura e infectados con lentivirus GFP antes de la inyección en altamente inmunodeficientes Shi/NOD-scid IL2Rγ null Ratones (NOG). Orthotopically inyectan derivados de PDX CRC organoide de células constantemente forma tumores primarios positivos para GFP en ratones receptores. Por otra parte, espontáneamente desarrollando micrometastásica colonias expresando GFP se detectan principalmente en los pulmones de los ratones por microscopía de fluorescencia. Por otra parte, intrasplenic inyección de CRC organoides con frecuencia produce colonización hepática. Tomados en conjunto, estos resultados indican GFP-labelled CRC derivados de PDX organoide células ser visualmente perceptible durante un proceso de varios pasos como la cascada de metástasis invasión. Los protocolos descritos incluyen el establecimiento de PDXs de CRC humana y cultura 3D de las celdas correspondientes de organoide CRC transduced por partículas lentivirales GFP.

Introducción

Cáncer colorrectal (CCR) es la segunda causa de muertes de cáncer en todo el mundo¹. La insuficiente respuesta a las terapias convencionales de pacientes con enfermedad en estadio avanzado indica la ineficacia de los intentos de curar radicalmente CRCs. Para el desarrollo de enfoques terapéuticos más eficaces, se han establecido varios modelos de ratón preclínico de cáncer que imitan las características de la CRC. Varias líneas celulares CRC se han utilizado ampliamente para generar xenoinjertos tumorales debido a su comodidad y facilidad de manipulación. Cultura a largo plazo de líneas celulares de cáncer, sin embargo, a menudo provoca la selección de las poblaciones de célula única que son absolutamente proliferativa bajo una condición particular de la cultura, lo que resulta en resultados poco fiables y limitaciones cruciales en el preclínico de drogas desarrollo.

Sin ser cultivadas en vitro, xenoinjertos tumorales derivados del paciente (PDXs) también se han generado por la implantación en modelos animales de tejidos humanos de CRC quirúrgicamente disecados de pacientes^2,3,4. PDXs son ampliamente reconocidos como recapitula las principales características histopatológicas y alteraciones genéticas originalmente presentan en los tumores de los pacientes de los cuales fueron derivados. Por otra parte, organoides derivados del paciente tumor compuesto por células tumorales racimos fueron establecidos por la cultura en condiciones 3D que mímico de cerca las propiedades biológicas de los tumores originales^5,6. También se aplicaron estos organoides de tumor para detección de drogas de alto rendimiento, lo que permite terapias personalizadas ser diseñado⁵. Sin embargo, marcadamente heterogénea población de CRC se asume para estar presente dentro de un tumor masa. Particular poblaciones de CRC pueden selectivamente proliferan y ampliar durante la serie en vivo y en vitro de pasajes de organoides PDX y tumor, respectivamente. Esto puede permitir también los perfiles de expresión génica global y estado epi/genética de lo CRC afectado al cambio, lo que resulta en un mínimo parecido con el CRC parental.

CRC organoides derivados del paciente y los extraídos de colon humano benigno dirigido al puerto de combinaciones de mutaciones oncogénicas también han sido empleados para investigar las características distintivas de las células tumorales humanas ejemplificadas por la invasión tumoral y metástasis ^6,7,8,9. Sin embargo, la muy baja incidencia de metástasis espontánea que surjan de implantación ortotópica de CRC derivados del paciente en ratones inmunodeficientes, ha hecho más difícil estudiar el proceso de varios pasos de la cascada de metástasis invasión que incluye local invasión, intravasación, transporte en el torrente sanguíneo, la extravasación y la colonización de órganos distantes^4,10. Micrometástasis como representaron por la deposición de células de tumor ≤2 mm, forman por organoides derivados del paciente de la CRC, a menudo pasado por alto en el análisis histopatológico de las secciones de órganos distantes afectadas en modelos experimentales de ratón. Visualización de micrometástasis espontánea también ha sido mínima en vivo debido a la dificultad de introducir eficientemente marcadores fluorescentes en las células del tumor organoide antes de su inyección en ratones receptores. En este estudio, hemos desarrollado un protocolo para transducir eficazmente lentivirus GFP en células de organoides derivados de PDX CRC en 3D cultura antes de la inyección en ratones receptores y para permitir la detección altamente sensible, empleando microscopía de fluorescencia de estéreo de su colonización de los diferentes órganos en forma de micrometástasis.

Protocolo

La paciente proporcionó consentimiento de informado escrita y el proyecto fue aprobado por el Comité de ética de investigación de la Facultad de medicina de la Universidad de Juntendo. Los experimentos de ratón también fueron aprobados por el Comité de ética de investigación Animal de la Facultad de medicina de Juntendo.

1. establecimiento de CRC PDXs en ratones inmunodeficientes

Procedimientos experimentales para el establecimiento de CRC PDXs (paso 1) se describen en la figura 1A.

1. Preparar el tejido primario de CRC inmediatamente después de la resección quirúrgica del tumor del paciente.
2. Lave el tejido primario de CRC por agitación suave varias veces en 30 mL de fosfato estéril helada tampón salino (PBS) en un tubo cónico de 50 mL y mantener en hielo.
3. Coloque el tejido en un plato de Petri de 10 cm con pinzas estériles, quitar las zonas necróticas tan ampliamente como sea posible usando tijeras estériles y cortar los tejidos de tumor sólido en trozos pequeños (5 x 5 x 5 mm³ en tamaño) con hojas de afeitar estériles.
   Nota: Las áreas necróticas son a menudo más blanco, más suave y más friable que las áreas circundantes.
4. Coloque las piezas pequeñas del tumor con pinzas estériles en 2 mL de PBS estéril helada en una placa de 6 pozos.
5. Raza 6 semanas de edad IL2Rγ Shi/NOD-scid null (NOG) altamente ratones inmunodeficientes bajo condiciones libres de patógenos específicos y libre–germen–.
6. Anestesiar los ratones con inhalación isoflurano con el aparato de anestesia de inhalación de animales pequeños y desinfectar la piel con etanol al 70%. Asegurar la tarifa normal y la profundidad de la respiración y la ausencia de un reflejo del pellizco del dedo del pie para anestesia adecuada. Veterinario ungüento en los ojos es una opción, para evitar la sequedad ocular bajo anestesia.
7. Esterilizar todas las herramientas quirúrgicas mediante esterilización con calor seco y luego usar estas herramientas para todos los procedimientos para prevenir las infecciones de la herida en ratones receptores.
8. Coloque el ratón anestesiado en una posición prona sobre la mesa de laboratorio. Hacer una pequeña incisión en la parte inferior de los flancos derecho e izquierdos del ratón receptor para generar bolsillos subcutáneos para la implantación de tejido con tijeras estériles. Tenga cuidado de no para perforar la membrana peritoneal. Debe haber poco sangrado con este procedimiento.
9. Suavemente de la inmersión anterior preparado fragmentos de tumor en 50 μl de matriz extracelular artificial y luego los implantes en la parte inferior de los bolsillos subcutáneos derecha e izquierdas.
10. Sutura de la incisión con clips de herida en los ratones sometidos a procedimientos quirúrgicos. Asegúrese de que los tejidos de tumor implantado se encuentran a cierta distancia de la incisión debajo de la piel.
    Nota: Según minimizando los procedimientos quirúrgicos, no hay tratamientos para el dolor post quirúrgico y la infección fueron administrados en este estudio.
11. Coloque el ratón sobre una almohadilla caliente y mantener la posición decúbito esternal hasta que se restablece la conciencia suficiente. Una vez totalmente recuperado y puede sentarse en las cuatro patas, los ratones pueden devolverse a sus jaulas hogar. Para evitar la depredación, no permiten la cría con animales no operados en la misma jaula.
12. Comprobar estanqueidad de la sutura y confirmar que los ratones están en condiciones estables al día siguiente, en el grupo tratado quirúrgicamente. Compruebe los ratones para detectar signos de enfermedad y medir el tamaño del tumor en cada ratón, una vez por semana, empleando pinzas.

2. disección de CRC PDXs de ratones

Procedimientos experimentales para la disección de CRC PDXs (paso 2) se detallan en la figura 1B.

1. Permitir que el tumor creciendo subcutáneamente a ~ 1 cm³ de tamaño, que generalmente toma aproximadamente de 1 a 3 meses.
2. Anestesiar el ratón con inhalación isoflurano con el aparato de anestesia de inhalación de animales pequeños y desinfectar la piel con etanol al 70%.
3. Coloque el ratón en una posición prona sobre la mesa de laboratorio. Haga una incisión en la piel, exponer el tumor y separar con cuidado la piel del tumor utilizando tijeras estériles. Después de quitar el tumor, coloque sobre un plato de Petri de 10 cm y eliminar regiones totalmente necróticas del tumor, luego enjuague dos veces con 5 mL de PBS.
   Nota: Las áreas necróticas son a menudo más blanco, más suave y más friable que las áreas circundantes.
4. Coloque el tumor en hielo y dividir igualmente en al menos 4 partes para diferentes aplicaciones incluyendo 1) la cultura de organoide CRC, 2) transplante en ratones secundarios, 3) histológica examinación y 4) de congelación y conservación de los fragmentos del tumor.
   1. Para la generación de los organoides de la CRC, coloque el tejido de tumor sólido en un plato de petri de 6 cm que contiene 1 mL de PBS estéril. No tejido en hielo hasta su procesamiento (paso 3).
   2. Para establecer el modelo PDX para CRC humano, paso el fresco PDXs CRC en un ratón secundario. Cortar el tejido del tumor en trozos pequeños (5 x 5 x 5 mm³ en tamaño) con hojas de afeitar estériles y sumergir suavemente estos fragmentos de tejido en 50 μl de matriz extracelular artificial. Entonces, implantar estos fragmentos en la parte inferior de los bolsillos subcutáneos derecho e izquierdos del ratón NOG, tal como se describe en el paso 1.8, 1.11.
   3. Para el análisis histológico, fijar las muestras en 5 mL de formalina tamponada neutra 10% en un tubo cónico de 15 mL a temperatura ambiente por 2 días.
   4. Para la criopreservación, cortar el tejido del tumor en trozos pequeños (5 x 5 x 5 mm³ en tamaño) y suavemente sumergir las muestras en 500 μl de la solución en tubos de cryovial de 1 a 1,5 mL de congelación de la célula. Luego, transferir el tubo a un congelador de-80 ° C.

3. extracción de PDXs en la suspensión celular para la cultura de organoide CRC

Procedimientos experimentales para disociación de CRC PDXs (paso 3) se detallan en la figura 1B.

1. Lugar arriba (paso 2.4.1) tumor preparado los fragmentos en una placa de Petri de 10 cm.
2. Pique los fragmentos utilizando cuchillas de afeitar estériles y transferir a un tubo cónico de 15 mL con 8 mL de suero de ternera fetal 10% (FCS)-medio (DMEM modificado Eagle de Dulbecco) con 80 μl del stock de enzima colagenasa (véase Tabla de materiales).
3. Cierre el tubo herméticamente y envuelva la tapa con parafilm para evitar fugas. Para disociar los fragmentos de tumor picada en la suspensión de células, agítelo suavemente durante 2 h a 37 ° C. Nota que todavía habrá muchos fragmentos de tejido no digerido permanecen en el tubo.
4. Centrifugar el tubo a 300 x g durante 5 min a 4 ° C y eliminar el sobrenadante. Resolver el sedimento celular con 10 mL de 10% FCS-DMEM a hacer la suspensión de células.
5. Para eliminar restos de tejido no digerida, filtrar la suspensión de células dos veces con el colador de la célula de 40 μm en un tubo cónico de 50 mL. Luego, centrifugar el paso a 300 x g durante 5 min a 4 ° C. Quite el sobrenadante y mantener el diábolo en el hielo.

4. generación de los organoides CRC cultivadas en matriz extracelular Artificial

Procedimientos experimentales para el cultivo de organoide CRC de las colon PDXs (paso 4) se describen en la figura 1B.

1. Establecer un medio de cultivo adecuado para los organoides derivados de PDX CRC (véase Tabla de materiales, "el medio de cultivo de organoide CRC") empleando medios anteriormente descritos para humanos colon organitas¹¹.
2. Aplicar 150 μL de matriz extracelular artificial (véase Tabla de materiales) por así en una placa de 12 pozos en el hielo y luego lo incube durante 30-60 min a 37 ° C, 5% CO₂ incubadora para solidificar el gel.
3. Suspender el sedimento celular del paso 3.5 con el medio de cultivo de organoide CRC (del paso 4.1) con 5% FCS para lograr ajuste a 3 x 10⁵ células/mL. Entonces, la semilla 1 mL del medio en la artificial placa de recubrimiento de matriz extracelular preparado en el paso 4.2. e incubar durante la noche a 37 ° C debajo del 5% CO₂. Utilizar un hemocitómetro para contar el número de células del tumor como las células y agrupaciones multicelulares (un grupo de células adherentes) en la suspensión de células.
   Nota: 5% FCS se utiliza para calmar la actividad enzimática residual de colagenasa en este estudio.
4. Recoger cuidadosamente el medio de cultivo, incluyendo flotando células que se han separado de la artificial extracelular placa revestida de matriz, en un 1,5 mL tubo de centrífuga en el día siguiente y centrifugue a 1.400 x g durante 5 minutos. A continuación, quite el sobrenadante y Resuspenda el sedimento en 70 μl de matriz extracelular artificial en hielo.
5. Para aumentar la viabilidad celular CRC, superponer el tumor que contiene células artificiales matriz extracelular en el organoide de tumor células conexión a la placa de recubrimiento de matriz extracelular artificial e incuban 30 min a 37 ° C, 5% CO₂ incubadora para solidificar la capa de matriz extracelular artificial. Luego, incubar con 1 mL el CRC organoide de la célula del medio de cultivo con FCS de 1% a 37 ° C bajo 5% CO_2.
6. Cambiar el medio de cultivo cada dos días. Como los organoides CRC llenan el medio, puede ser necesario cambiar el medio cada día.

5. generación y enriquecimiento de partículas lentivirales de GFP

Procedimientos experimentales para la generación y enriquecimiento de partículas lentivirales GFP (paso 5) se describen en la figura 1.

1. Las células HEK293T con Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 medio con 10% FCS de la cultura y preparar seis platos de 10 cm (2 x 10⁶ células por plato) para el siguiente procedimiento de transfección.
2. Para transfección por plato, prepare 500 μl de la mezcla incluyendo dos plásmidos de embalaje lentivirales, pCMV-VSV-G (1 μg) como dvpr pCMV-dR8.2 (5 μg), de 1,5 mL estéril y 20 μl del reactivo de transfección en DMEM con un vector PRRL-GFP (5 μg)¹² microtubo. Mantener la mezcla a temperatura ambiente durante 20 minutos y recubrimiento en cada uno de los platos de 10 cm e incubar de 18 h.
3. Quitarlo del medio, añadir 5 mL de 10% FCS-RPMI 1640 medio fresco a cada plato y dejar reposar durante 24 h.
4. Recoger el medio condicionado de cada plato en un tubo de centrífuga de 50 mL y almacenar un total de 30 mL de medio a 4 ° C durante la noche. Añadir 5 mL de la 1640 RPMI fresco en cada plato y dejar reposar durante 24 h.
5. Recoger el medio condicionado de cada plato en un tubo de centrífuga de 50 mL y, en total, 30 mL del medio en el hielo. A continuación, deseche las células.
6. Filtro 60 mL del medio (desde el paso 5.4-5.5) a través de un filtro de 0.45 μm para eliminar las células y dividir esta cantidad en 12 tubos de centrífuga de polipropileno de 5 mL por ultracentrifugación.
7. Para concentrar virus, centrifugar utilizando un rotor oscilante de cubo (véase Tabla de materiales) en 85.327 x g durante 1,5 h a 4 ° C.
8. Retire inmediatamente el medio. Para resolver la pelotilla de virus concentrado, colocar 250 μl de mezcla de nutriente Ham F-12 (F12) y medio DMEM sin FCS en cada uno de los doce tubos mantener a 4 ° C durante la noche. Tenga en cuenta que el virus de la pelotilla es a menudo invisible.
9. Pipetee suavemente el medio para recoger 3 mL del concentrado 5 x GFP lentivirus stock, en total, probablemente incluyendo partículas lentivirales GFP con 10 unidades transductoras de⁸ por el mL (TU/mL). A continuación, guarde los doce microtubos de 1,5 mL (incluyendo 250 μl por tubo) bajo condiciones estériles a-80 ° C por hasta un año. Preparar muchas pequeñas alícuotas de la solución original para evitar múltiples ciclos de descongelación de congelación–.

6. etiquetado de CRC organoide células GFP partículas lentivirales cultivadas en matriz extracelular Artificial

Procedimientos experimentales para el etiquetado de las células de organoide CRC con lentivirus GFP (paso 6) se describen en la figura 1.

1. Permita que el CRC organitas preparado en el paso 4.6 para crecer sin interferencia por 7 – 10 días y cosechar mecánicamente utilizando un raspador celular estéril y luego transferirlos en un microtubo de 1.5 mL.
   Nota: El crecimiento de organoides de la CRC en la cultura depende de la naturaleza de los tumores originales de los pacientes. Evitar crecimiento excesivo de los organoides de la CRC, al mantener en confluencia de 60 – 70% antes de la transferencia en una proporción de 1:2 split en un nuevo artificial extracelular matriz recubierta 12-bien plato.
2. Centrifugue el microtubo de 3 min x 1.400 g, quitar el medio de cultivo y resolver el precipitado de células en 500 μl de PBS dando suaves golpecitos.
3. El microtubo de 3 min a 1.400 x g de centrífuga y eliminar PBS.
4. Para disociar el adherente organitas CRC, Añadir 500 μl de una solución de separación celular de proteolítica y enzimas colagenolíticas a la celda de pellets en el tubo y mezclan dando suaves golpecitos. Luego, dejar los tubos a 10 min a temperatura ambiente.
5. Pipetee suavemente la suspensión de células con un adicional de 500 μl de 1% FCS-DMEM varias veces en un microtubo de 1.5 mL aproximadamente disociar las células. Generación de las células de los organoides de la CRC mediante pipeteo áspero marcadamente reduce la viabilidad de las células. Por lo tanto, es indispensable dejar la masa de células visualmente perceptible en la suspensión de células mediante pipeteo muy suavemente en un microtubo de 1.5 mL.
6. Centrifugar la suspensión celular por 3 min a 1.400 x g y eliminar el sobrenadante.
7. Resolver el precipitado de células con una mezcla de 100 μl del stock de lentivirus de 5 x GFP (> 10⁸ TU/mL) y 400 μL de medio de cultivo de organoide CRC en un microtubo de 1.5 mL golpeando suave para ajustar a una concentración de 5 x 10⁵ disociar las células del tumor por 500 μl . Utilizar un hemocitómetro para contar el número de células del tumor, incluyendo las células y grupos de células en la suspensión de células, como se describe anteriormente (paso 4.3).
8. Preparar una artificial extracelular matriz placa revestida de 12 pozos, como se describe en el paso 4.2. Luego, coloque 500 μl de la suspensión preparada en el paso de 6.7 en la placa y dejarla por 18 h a 37 ° C en 5% CO₂.
9. Recoja el medio con las células flotantes separadas de la placa de recubrimiento de matriz extracelular artificial en un tubo de centrifugación de 1,5 mL. Centrifugue a 1.400 x g y luego quite el sobrenadante y Resuspenda el sedimento en 70 μl de matriz extracelular artificial en hielo.
10. Para aumentar la viabilidad celular CRC, superponer el tumor que contiene células artificiales matriz extracelular en los organoides del tumor a la artificial extracelular matriz placa revestida de 12 pozos, como se describe en el paso 4.5. A continuación, incubar la placa por 30 min a 37 ° C, 5% CO₂ incubadora para solidificar el recubrimiento de la matriz extracelular artificial y luego la cultura con 1 mL de medio de cultivo de organoide CRC con FCS de 1% a 37 ° C en 5% CO₂.
11. Observar las células en 3 días después de la infección en un microscopio de fluorescencia para confirmar casi 100% de positividad GFP debido al uso de un alto título de partículas lentivirales (ver figura 2A).
12. Cultura el organitas CRC por períodos de 7 a 10 días para ampliar el crecimiento de la célula antes de la inyección en ratones receptores.

7. generación de metástasis por CRC GFP marcado organitas en ratones receptores

Procedimientos experimentales para la generación de metástasis mediante el CRC GFP-labelled organoides (paso 7) se describen en la figura 1.

1. Para disociar el organitas CRC GFP marcado en la suspensión de células, cosechar mecánicamente utilizando un raspador celular estéril y transferir en un microtubo de 1.5 mL, como se describe anteriormente (paso 6.1).
2. Centrifugue el microtubo de 3 min x 1.400 g, retire el medio de cultivo y resolver el precipitado de células en 500 μl de PBS dando suaves golpecitos.
3. El microtubo de 3 min a 1.400 x g de centrífuga y eliminar PBS.
4. Superposición de 500 μl de la solución de separación celular en el precipitado de células en el tubo y mezclar dando suaves golpecitos. Entonces, dejar la situación de la mezcla durante 10 minutos a temperatura ambiente enzimático disociar las organitas adherente de la CRC, como se describe anteriormente (paso 6.4).
5. Pipetee suavemente la suspensión de células con un adicional de 500 μl de 1% FCS-DMEM varias veces en un microtubo de 1.5 mL aproximadamente disociar las células, como se describe anteriormente (paso 6.5). Generación de las células de los organoides de la CRC mediante pipeteo áspero marcadamente reduce la viabilidad de las células. Por lo tanto, dejar la masa de células visualmente perceptible en la suspensión de células mediante pipeteo muy suavemente en un microtubo de 1.5 mL.
6. Centrifugue la suspensión de células durante 3 minutos a 1.400 g de x y eliminar el sobrenadante.
7. Establecer un modelo de ratón de metástasis espontáneas de PDXs CRC:
   1. Preparar una suspensión de células incluyendo 5 x 10⁵ células en 50 μl de PBS con 50% matriz extracelular artificial por ratón. Mantener la suspensión en el hielo antes de usarlo. Utilizar un hemocitómetro para recuento de las células de cáncer, como se indica en el paso 4.3.
   2. Anestesiar un ratón con inhalación isoflurano con el aparato de anestesia de inhalación de animales pequeños y desinfectar la piel con etanol al 70%, como se indica en el paso 1.6.
   3. Coloque el mouse de rompope en una posición supina sobre la mesa de laboratorio. Agarre la mucosa rectal con pinzas estériles y tire suavemente en el ano. A continuación, inyectar inmediatamente la suspensión preparada en el paso 7.7.1 en la submucosa rectal del ratón utilizando una jeringa (tamaño de la aguja: 22 G). Habitualmente, se utilizan 4 a 6 ratones por grupo para evaluar los resultados.
8. Establecer un modelo experimental de metástasis de PDXs CRC:
   1. Preparar una suspensión de células de organoide CRC incluyendo 4 x 10⁴ células en 50 μl de PBS por ratón. Mantener la suspensión en el hielo antes de usarlo. Utilizar un hemocitómetro para recuento de las células de cáncer (paso 4.3).
   2. Anestesiar un ratón con inhalación isoflurano con el aparato de anestesia de inhalación de animales pequeños y desinfectar la piel con etanol al 70%, como se indica en el paso 1.6.
   3. Coloque el ratón NOG anestesiado en una posición prona sobre la mesa de laboratorio. Hacer una pequeña incisión en la parte inferior del flanco izquierdo y luego se corta el peritoneo para exponer cuidadosamente el bazo utilizando pinzas y tijeras estériles. Sujete el tejido graso atado bazo con una pinza estéril, luego lentamente inyectar 50 μl de la suspensión celular (preparada como se indica arriba, paso 8.1) en el bazo. Asegúrese de que la suspensión de células se inyecta correctamente sin salida hacia el exterior, del bazo. Habitualmente, se utilizan 4 ratones por grupo para evaluar los resultados.
9. Coloque todos los ratones en una almohadilla caliente después de la cirugía y mantener en una posición decúbito esternal hasta que se restablece la conciencia suficiente, como se describe en el paso 1.11. Una vez que los ratones han recuperado plenamente, devolverlos a sus jaulas hogar. Para evitar la depredación, no permiten la cría con animales no operados en la misma jaula.
10. Comprobar estanqueidad de la sutura y confirmar que los ratones están vivos, en el grupo tratado quirúrgicamente, al día siguiente. Compruebe los ratones para detectar signos de enfermedad y medir tamaños de tumor, con pinzas, en todos los ratones una vez por semana.
11. Observar los ratones para detectar metástasis espontánea (por períodos de hasta 2,5 meses) y metástasis experimental (1 mes) después de la inyección.
12. Sacrificar a los ratones mediante anestesia y dislocación cervical en los días indicados. Diseccionar los tumores primarios y varios tejidos incluyendo el hígado y los pulmones. Lugar los tumores disecados y órganos en 5 mL de PBS helado en un plato de Petri de 10 cm y guardarlos en hielo.
13. Para detectar células de GFP-positivas CRC organoide, observar los tejidos disecados bajo un microscopio de fluorescencia de estéreo. Adquirir imágenes con una cámara CCD y preparar utilizando software de procesamiento de imágenes estándar.

Resultados

Un adenocarcinoma colorrectal primaria diagnosticada como moderado distinguido había sido resecado quirúrgicamente de una hembra de año 76 con clasificación de TNM, estadio IIIa, seguida de quimioterapia postoperatoria. La principal convención células immunohistochemically mancharon el positivo para Ki-67, cacerola-cytokeratin, el antígeno carcinoembrionario y E-cadherina. Piezas del tumor resecado fueron implantados también por vía subcutánea en ratones NOG para generar el modelo PDX de ...

Discusión

Aunque el modelo PDX CRC ha sido ampliamente empleado para estudiar el crecimiento del tumor primario, si este modelo es también aplicable a la investigación de metástasis del tumor ha no aún se han aclarado completamente. Metástasis espontáneas también fueron apenas detectables en el hígado y los pulmones de varios divulgados colon PDX modelos^4,10. Para detectar micrometástasis con alta sensibilidad, hemos desarrollado un protocolo para la transducción de partíc...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
NOD/Shi-scid IL2Rγ ratones nulos (NOG)	El Instituto Central de Animales de Experimentación,Kanagawa, Japón		Cría ratones machos de 6 semanas de edad en condiciones libres de gérmenes y patógenos específicos
clips de heridas 2× Fabricación	Natsume	Autoclave	-21-S antes de
Jeringa Hamilton tamaño de la aguja: calibre 22	Tokyo Science, Japón		Desinfecte con alcohol al 70% y PBS estéril.
Placa de 6 pocillos	BMBio	#92006
Placa de 12 pocillos	BMBio	#92412
Tubo cónico de 15 ml	Sumitono Baquelita	MS-57150
Tubo cónico de 50 ml	Sumitomo Baquelita	MS-57500
	microtubo Eppendorf	#0030120086	Autoclave antes de usar
Hemocitómetro	Erma	#03-202-1
40μ m filtro de células	Corning	#352340
Matrigel matriz de membrana basal	Corning	#354234	Almacene los aliqupts a -20°C. Coloque en hielo hasta que use
Colagenasa tipo 1	Sigma	#C1030	150 mg / ml colagenasa tipo1 en 1&veces; PBS. Guarde los aliqupts a -20 grados; C por hasta 1 año
Accutase	Innovate Cell Technologies	#5V2623A	Tienda en 4°C.
DMEM/F-12 con GlutaMAX™	Gibco	#10565018	Tienda a 4°C. Cálido a 37° C antes de usar
Cell banker 1plus	ZENOAQ	#628	Almacene a 4°C. Úselo dentro de 1 mes
Penicilina	Gibco	#15140122	Almacene a 4°C. Úselo dentro de 1 mes
Estreptomicina	Gibco	#15140122	Almacene a 4°C. Úselo dentro de 1 mes
hEGF	PEPROTECH	#AF-100-15	Almacene a -20°C. Agregue al medio el mismo día que el uso
Y27632, un inhibidor de ROCK	Wako	#253-00591	Almacenar a -20°C. Añadir al medio el mismo día que el uso
Medio de cultivo	Gibco		DMEM/F-12 con suplemento GlutaMAX™ suplementado con 5% de FBS, 100 U/ml de penicilina y 100 µ g/ml de estreptomicina. Conservar a 4ºC. Utilizar en el plazo de 1 mes.
Medio de cultivo de organoides CRC con 1% o 5% de FCS			DMEM/F-12 con suplemento de GlutaMAX™ (Gibco #10565018) suplementado con 1% o 5% de FCS, 100 U/ml de penicilina, 100 µ g/ml de estreptomicina, 2 ng/ml de hEGF y 10 µ M Y27632, un inhibidor de ROCK. Almacene a 4°C. Úselo dentro de 1 mes.
la transfección FuGENE 6 regent	Roche	11814 443001
Minisart 0.45 µ m filter	Sartorius stedim	17598-K
5 ml tubos de centrífuga de polipropileno	Beckman Coulter	326819
PRRL-GFP	vector Regalo del Dr. Robert A. Weinberg
pCMV-VSV-G	Regalo del Dr. Robert A. Weinberg
pCMV-dR8.2 dvpr	Regalo del Dr. Robert A. Weinberg
el cubo oscilante SW55Ti rotor	Beckman Coulter
a Zeiss Microscopio de fluorescencia estereoscópica Axioplan 2	Zeiss