Artículo de método

La combinación de la microfluídica y Microrheology para determinar las propiedades reológicas de materia blanda durante las transiciones de fase repetido

DOI:

10.3791/57429

⸱

19 de abril de 2018

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Biomolecular Engineering, Lehigh University, 2Process and Engineering Development, Procter & Gamble Co.

En este artículo

Resumen

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Demostramos la fabricación y el uso de un dispositivo de microfluidos que permite múltiples partículas seguimiento medidas de microrheology para estudiar los efectos reológicos de transiciones de fase repetidos sobre materia blanda.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La microestructura de la materia blanda directamente afecta las propiedades reológicas macroscópicas puede modificarse por factores como el cambio coloidal durante los cambios de la fase anterior y aplicado corte. Para determinar la magnitud de estos cambios, hemos desarrollado un dispositivo de microfluidos que permite repetir las transiciones de fase inducidas por el cambio de la caracterización de fluidos y microrheological circundante limitando esquileo en la muestra. Esta técnica es μ2reología, la combinación de la microfluídica y microrheology. El dispositivo de microfluidos es un diseño de dos capas con streams de entrada simétrica que entra en una cámara de muestra que atrapa a la muestra de gel en su lugar durante el intercambio de fluidos. Succión puede aplicarse lejos de la cámara de muestra para extraer fluidos en la cámara de muestras. Propiedades reológicas de los materiales se caracterizan mediante rastreo microrheology (MPT) de múltiples partículas. En el MPT, las partículas de la sonda fluorescente están incrustadas en el material y el movimiento browniano de las sondas se registra usando microscopia video. Se realiza un seguimiento del movimiento de las partículas y se calcula el desplazamiento de media-squared (MSD). MSD se relaciona con propiedades reológicas macroscópicas, utilizando a la relación de Stokes-Einstein generalizada. La fase del material se identifica por la comparación al exponente crítico relajación, determinó la superposición del tiempo de curación. Las mediciones de un gel coloidal fibroso ilustran la utilidad de la técnica. Este gel tiene una estructura delicada que puede ser irreversiblemente cuando se aplica el corte. μ2reología datos muestran que el material se equilibra repetidamente a las mismas propiedades reológicas después de cada transición de fase, lo que indica que las transiciones de fase no desempeñar un papel en los cambios microestructurales. Para determinar el papel de la corte, las muestras pueden ser esquiladas antes de la inyección en nuestro dispositivo de microfluidos. μ2reología es una técnica extensamente aplicable para la caracterización de materia blanda lo que permite la determinación de las propiedades reológicas de microestructuras delicados en una sola muestra durante las transiciones de fase en respuesta a cambios repetidos en la las condiciones ambientales circundantes.

Introducción

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Transiciones de fase en materia blanda pueden cambiar la estructura del andamio, que tiene implicaciones en la estabilidad final y procesamiento de los materiales1,2,3. La caracterización de los materiales blandos durante las transiciones de la fase dinámica proporciona información esencial acerca de la relación entre la estructura de equilibrio y evolución estructural y propiedades reológicas. Por ejemplo, muchos productos de cuidado del hogar requieren un cambio de fase durante el uso del consumidor. También, durante la fabricación, pasos de procesamiento, incluyendo la dilución y mezcla, puede impartir la cizalla que afectan las propiedades reológicas y la microestructura final del producto. Comprensión de las propiedades reológicas a través de un cambio de fase asegura que el producto funciona como diseñado. Además, si las fuerzas de modificar la reología a partir del material durante la fabricación, las transiciones de fase pueden producir resultados inesperados y no deseados, cambiar la función y la eficacia. En el punto de gelificación crítico, definido como el punto donde el material de las transiciones de una solución de coloides asociados o polímeros a una red de gel que atraviesan la muestra, las propiedades del material cambian drásticamente con ligeros cambios a la asociación. Cualquier modificación de la estructura en el punto crítico del gel puede afectar el producto final4. Durante estas transiciones dinámicas, materiales blandos tienen débiles propiedades mecánicas y medidas que utilizan técnicas experimentales clásicas pueden ser dentro de la medición ruido límite5,6,7. Para tener en cuenta esto, técnicas como la microrheology, que es sensible en la gama de módulos bajos (10-3 - 4 Pa), se utilizan para caracterizar el gel incipiente débil durante la evolución dinámica. Algunos materiales son susceptibles a cambios en la microestructura debido a fuerzas externas, que presenta un desafío durante la caracterización, ya que cualquier cambio de material o líquido puede afectar la estructura y, en definitiva, las propiedades del material finales. Para evitar alterar la microestructura del material, hemos desarrollado un dispositivo de microfluidos que puede intercambiar el fluido ambiental en una muestra reduciendo al esquileo. Intercambiando el ambiente líquido, cambios en las propiedades reológicas y microestructura se miden durante las transiciones de fase con aportes mínimos de corte. El dispositivo se combina con múltiples partículas microrheology (MPT) de seguimiento de una técnica llamada μ2reología. Esta técnica se utiliza para cuantificar las propiedades del material durante los cambios de fase consecutiva de un gel en respuesta a una fuerza impulsora externa. La técnica se ilustrará mediante un gel coloidal fibroso, aceite de ricino hidrogenado (HCO)9,10,11.

Andamios de gel pueden experimentar cambios en la asociación y disociación debido a su muestra medio ambiente12,13,14,15. La fuerza de gelificación y degradación son material específico y debe ser adaptado para cada material de interés. μ2reología puede utilizarse para caracterizar sistemas de gel que responden a estímulos externos, incluidas las redes coloidales y poliméricas. Alteración de pH, presión osmótica o la concentración de la sal es ejemplos de fuerzas que pueden inducir cambios en la microestructura del material de la conducción. Por ejemplo, HCO sufre transiciones de fase controlada mediante la creación de un gradiente de presión osmótica. Cuando una muestra de gel concentrada de HCO (4% en HCO) es sumergida en agua, debilitaran las fuerzas atractivas entre las partículas coloidales, causando degradación. Por otra parte, cuando una solución diluida de HCO (% en peso de 0,125 HCO) se pone en contacto con un material hidrofílico (conocido como el agente gelificante y conformada en su mayoría glicerina y surfactante), el atractivo fuerzas de retorno, provocando gelificación. Este sistema de gel se utilizará para mostrar el funcionamiento del aparato como una herramienta para medir las transiciones de fase consecutivos en una sola muestra9,10. Para caracterizar estos andamios de gel durante las transiciones dinámicas y la estructura del delicado gel incipiente en la transición de fase crítica, utilizamos MPT para caracterizar estos materiales con alta resolución espacio-temporal.

Microrheology se utiliza para determinar propiedades de gel y la estructura, especialmente en la transición crítica, de una gran variedad de materiales blandos, como los geles coloidales y poliméricos5,6,9,16. MPT es una técnica de microrheological pasiva que utiliza la microscopia video para grabar el movimiento browniano de las partículas de la sonda fluorescente incrustado dentro de una muestra. Las posiciones de la partícula a lo largo de los videos se determinan precisamente para dentro de 1/10th de un píxel utilizando clásico seguimiento algoritmos17,18. El conjunto un promedio de desplazamiento de media-squared (MSD, (Δi2(t))) se calcula a partir de estas trayectorias de la partícula. MSD se relaciona con propiedades de los materiales, tales como el cumplimiento de la fluencia, usando la relación de Stokes-Einstein generalizó17,19,20,21,22, 23. El estado del material se determina mediante el cálculo de la pendiente logarítmica de la curva MSD en función del tiempo de retraso, α,

figure-introduction-1

donde t es el tiempo de retraso y comparándolo con el exponente crítico de relajación, n. n se determina mediante la superposición de tiempo de curación, una técnica bien documentada que fue modificada para analizar datos MPT por Larsen y Furst6. Por la comparación de n α el estado del material se determina cuantitativamente. Cuando α > n el material es un sol y cuando α < n el material es un gel. Trabajo previo ha caracterizado el sistema HCO microrheology determinar el exponente crítico relajación9. Con esta información, determinamos precisamente cuando el material de las transiciones de un gel a un sol durante un experimento. Además, se puede calcular el parámetro no-gausiano, αNG, para determinar el grado de heterogeneidad estructural de un sistema de

figure-introduction-2

donde Δx(t) es el movimiento de la partícula unidimensional en la dirección x . Con el MPT, podemos caracterizar una transición de fase única, pero por la caracterización de materiales con MPT en un dispositivo de microfluidos, somos capaces de manipular el entorno fluido y recopilar datos de varias transiciones de fase en una muestra de gel solo.

Este dispositivo de microfluidos está diseñado para investigar las transiciones críticas de una muestra de gel solo que sufre cambios de fase en respuesta a cambios en el entorno fluido. El dispositivo de intercambios de líquido que rodea la muestra cuando es en el estado de gel o de sol por la muestra en su lugar para inducir una transición de fase minimizando el corte de cierre. Una cuenca de solvente se encuentra directamente encima de la cámara de muestras, que están conectados por seis canales de entrada simétricamente espaciados. Esta simetría permite el intercambio del líquido de la cuenca del solvente a la cámara muestra al crear igual presión alrededor de la muestra, trabándolo en el lugar. Ha habido varios estudios que utilizan esta técnica para sola partícula y captura de ADN, pero este trabajo escala hasta el volumen de las moléculas individuales para las muestras que son aproximadamente 10 μl24,25,26. Este diseño único permite también caracterización de la microrheological en tiempo real durante las transiciones de fase.

μ2reología es una técnica robusta que es aplicable a muchos sistemas de materia blanda. La técnica descrita en este documento fue diseñada para los geles coloidales, pero puede ser adaptado fácilmente a otros materiales tales como polímeros o soluciones micelares. Con esta técnica, determinan no sólo cómo las transiciones de fase afectan las propiedades del equilibrio material, pero pasos de tratamiento también diferentes pueden tener efectos sobre la evolución reológica del material y la estructura de andamio final duraderos y propiedades.

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Protocolo

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1. fabricación del dispositivo de microfluidos

  1. Fabricación de sello de microfluidos.
    Nota: Este paso requiere el uso de materiales volátiles y debe realizarse en una campana de humos químicos.
    1. Utilice un diseño impreso negativa con las mismas dimensiones que el portaobjetos de cristal (75 × 50 m m), el color blanco de canales, y el fondo de color negro (ver figura 1). Imprimir este diseño en una hoja transparente de acetato (transparencia) con una resolución de 1200 dpi.
    2. Si la sección oscura de la transparencia permite a través de la luz, varios negativos de capa y se adhieren con cinta de doble cara.
    3. Encienda la fuente luminosa de alta intensidad ultravioleta (UV) y deje que se caliente a una salida constante (aproximadamente 30 min).
      Nota: Se deben usar gafas protectoras UV cuando se utiliza la fuente de luz UV de alta intensidad.
    4. Relleno tres platos de Petri de 150 mL con agua destilada, etanol y acetona.
    5. Coloque una transparencia en blanco sobre una superficie plana cerca de la fuente de UV de alto rendimiento, pero no directamente debajo de la UV luz. Esto proporcionará una base para fabricar el sello de microfluidos.
    6. Esquema de las esquinas de un 75 × 50 mm portaobjetos de cristal en el centro de la transparencia en blanco usando un permanente marcador y lugar cuatro de cristal los espaciadores (aproximadamente 30 × 30 × 1 mm) en las esquinas del rectángulo delineado.
    7. Vierta aproximadamente 5 mL de resina de tiol: ene curables UV en el centro de los espaciadores, luego coloque cuidadosamente un 75 x 50 x 1 diapositiva de cristal de mm en los espaciadores de vidrio, para que la cola está totalmente cubierta por el portaobjetos de vidrio con sin burbujas de aire.
    8. Coloque la transparencia negativo impresa sobre el portaobjetos de cristal y mover todos los componentes anteriores (de abajo hacia arriba: en blanco transparencia, espaciadores para vidrio y pegamento UV, portaobjetos de vidrio y negativo transparencia impresa) arrastrando la transparencia en blanco cuidadosamente bajo la fuente de luz UV.
    9. Permitir que la luz UV a través de la negativa a la resina y la curación. El tiempo de curación se puede ajustar para cambiar la altura del canal. 45 s cura tiempo resultado de una altura de canal de 1 mm, usando nuestra fuente de luz.
    10. Aleje de los componentes de la fuente de UV y quitar la transparencia impresa negativo y diapositiva de cristal. El portaobjetos de cristal con los canales fabricado en pegamento Ultravioleta ahora se mencionará como el sello de microfluidos.
    11. Deseche a los espaciadores de vidrio y transparencia.
    12. Sumerja el sello de microfluidos en el baño de acetona, seguido por el baño de etanol. Repita este paso dos veces. Acetona degradará el pegamento Ultravioleta, así que no deje la acetona en el sello durante más de 10 s.
    13. Manteniendo el sello, sumerja el sello en el agua y use un hisopo de algodón para quitar el resto de la resina sin reaccionar. Lo limpie directamente las porciones curadas, ya que hará que los canales áspera.
    14. Coloque el sello en una toalla de papel y volver a la fuente de UV para por lo menos 30 minutos asegurar un curado completo.
  2. Moldeado de polidimetilsiloxano (PDMS)
    1. Verter 70 g de base PDMS en una taza transparente y añadir el agente reticulante a base en una proporción de 1:10 crosslinker a la base. Estas son el fabricante recomendado relaciones. No utilice un envase de cristal.
    2. Mezclar al vinculante y base completamente con un agitador de metal; la mezcla debe ser turbia debido a las burbujas de aire atrapado, una vez bien mezclado.
    3. Poner el PDMS en un vacío vacío horno y tire en el PDMS mixto. Desconecte el vacío si la solución comienza a desbordarse de la Copa, luego reanudar vacío después de que el desbordamiento se desploma. La presión total en el horno vacío no importa, ya el vacío sólo acelera el proceso de desgasificación. Dejar en la cámara hasta que todas las burbujas han sido evacuadas de la mezcla (aproximadamente 60 minutos).
    4. Lugar el sello de microfluidos en una vacía de 150 mm de diámetro de plástico plato de Petri, luego Vierta lentamente el PDMS en la caja Petri, cubriendo por completo el sello de microfluidos. Vierta cerca de la superficie de la placa de Petri para minimizar las burbujas de reformar en el PDMS.
    5. Cubrir la placa Petri y colocar en un horno de 55 ° C durante la noche para curar. Una vez completamente curado, corte el modelado PDMS con un cuchillo y retire el sello. Conservar exceso PDMS para la construcción de la cuenca del solvente (paso de protocolo 1.6.3) y tapones de PDMS (paso de protocolo 2.2.1.1).
    6. Usando un punzón de biopsia de 0,5 mm, cortar agujeros en las siguientes ubicaciones: uno en cada esquina, uno en la cámara de succión cerca del borde del canal, seis en la cámara de muestra colocado simétricamente 60° aparte y uno en el centro de la cámara de muestra. Para asegurar los agujeros simétricamente colocados impresión un patrón en una hoja de papel y lugar en la cámara de muestras. Puesto que el PDMS es claro, puede ver fácilmente dónde deben colocarse los agujeros.
  3. Preparación de solución sol-gel para crear paredes de cristal en dispositivo de microfluidos
    1. En un tarro de 100 mL, agregar 25 mL de etanol al 90%, 25 mL de pH 4 (0,0001 M) solución de ácido clorhídrico, 25 mL de tetraethoxysilane 98% y 25 mL de methyltriethoxysilane de 98%. Coloque la solución de 100 mL, ahora conocida como el líquido preconverted, en el microondas sin cubrir durante 10 segundos, luego introduzca en un 80 ° C durante la noche.
  4. Montaje del dispositivo
    1. Coloque ambos el modelado PDMS y un 75 × 50 × 0,10 mm limpiador de cristal corredera en el plasma y ajustar la válvula de 3 vías a la posición de apagado.
    2. Encienda la bomba de vacío y espere un minuto evacuar la sala.
    3. Poner la válvula de 3 vías para posición del regulador de flujo y dejar que la cámara se equilibre durante 5 segundos. La posición del regulador de caudal permite un pequeño caudal de aire entre el plasma más limpio, lo suficiente para mantener la cámara a bajas presiones. Encienda el interruptor de radio frecuencia (RF) al medio durante 40 segundos, luego apagar el interruptor de RF y la bomba de vacío.
    4. Coloque la válvula de 3 vías a la posición abierta para devolver la cámara a las condiciones atmosféricas. Quitar la corredera PDMS y vidrio estampada.
    5. Siga cuidadosamente el modelado PDMS para el portaobjetos de cristal poniendo las dos superficies en contacto entre sí.
    6. Aplicar Imprimación UV a las costuras alrededor del modelado PDMS y curación durante 5 minutos bajo luz ultravioleta de baja intensidad.
  5. Fabricación de paredes de cristal en los canales de microfluidos.
    Nota: Este paso debe completarse dentro de 30 minutos de tratamiento del plasma, como se basa en los cambios de superficie de PDMS que ocurren durante el tratamiento de plasma. El espesor de la capa será aproximadamente 5-10 μm. Este paso requiere el uso de materiales volátiles y debe realizarse en una campana de humos químicos.
    1. Fijar una placa a 100 ° C y preparar cuatro jeringas (tres de 30 mL y 3 mL) con agujas de calibre 18 y longitud de aproximadamente 30 cm de la tubería termoplástica transparente.
    2. Llene tres jeringas de 30 mL con etanol, cloroformo y aire, respectivamente. Llene una jeringa de 3 mL con preconverted líquido (del paso de protocolo 1.3.1.)
    3. Inserte el tubo termoplástico transparente con conectores de acero inoxidable en cada uno de los orificios en el modelado PDMS, a excepción del agujero de una de las esquinas. Este agujero se utilizará como entrada, mientras que todos los demás puntos de venta.
    4. Llene el dispositivo microfluídico con preconverted líquido de la jeringa, luego coloque el dispositivo de microfluidos en el plato caliente de 100 ° C para que el vidrio inferior toca la superficie de la placa.
    5. Flujo 3 mL de líquido preconverted a través del dispositivo de microfluidos durante 10 segundos. El espesor de las paredes de cristal se ajusta cambiando la velocidad de flujo del líquido preconverted.
    6. Retire el dispositivo de microfluidos de la placa. Vuelva a colocar la jeringa de la solución preconverted con la jeringa de aire y expulsar cualquier exceso de líquido preconverted.
    7. Vuelva a colocar la jeringa de aire con la jeringa de cloroformo y flujo lentamente 15 mL de cloroformo a través del dispositivo de microfluidos. Vuelva a colocar la jeringa de cloroformo con la jeringuilla del etanol y flujo lentamente 30 mL de etanol a través del dispositivo de microfluidos. Estos pasos deben tomar aproximadamente 1 minuto.
    8. Vuelva a colocar la jeringa de etanol con el aire de la jeringa y el flujo de aire a través del dispositivo de microfluidos hasta que se seque.
  6. Aplicación de soportes para vidrio y cuenca del solvente
    1. 75 × 10 × 1 mm de corte tiras de vidrio de 75 x 25 x 1 mm vidrio portaobjetos.
    2. Aplicar Imprimación UV a las tiras de vidrio. Coloque el dispositivo de microfluidos en las tiras, con la cara PDMS hacia arriba. Mueva bajo fuente de luz de UV de baja intensidad durante 5 minutos.
    3. Corte un 30 × 30 mm cuadrado de PDMS. Con un punch de biopsia, corte un agujero lo suficientemente grande como para cubrir la cámara de muestra de 10 mm.
    4. Colóquela la PDMS cuadrados y dispositivo de microfluidos en el plasma, luego poner la válvula de 3 vías a la posición de apagado y encender la bomba de vacío.
    5. Espere un minuto evacuar la cámara. La válvula de 3 vías a la posición del regulador de flujo y la cámara de equilibrar durante 5 segundos.
    6. Encender interruptor de RF a medio durante 40 segundos y luego apague el interruptor de RF y la bomba de vacío.
    7. Coloque la válvula de 3 vías a la posición abierta para devolver la cámara a las condiciones atmosféricas.
    8. Retire el dispositivo de Cuenca y microfluídicos solventes de la cámara plasma y siga poniéndose en contacto con las superficies. Asegúrese de colocar el cuenca solventes sobre el compartimiento de muestra.

2. μ2reología procedimiento

  1. Preparación de muestras de materia blanda
    1. Partículas de la sonda de lavado
      1. Pipetear agua y 0,5 μm sondas en un tubo de microcentrífuga en una proporción de agua a las sondas de 10:1. Mezclar bien utilizando pipeta mezcla, luego coloque el tubo de microcentrífuga en la microcentrífuga y vuelta a 4600 x g durante 10 minutos.
        Nota: La solución de sonda utilizada en este trabajo se recibió suspendidos en el agua con una concentración inicial de sólidos/volumen de 2.6%, y la concentración final de sondas de la muestra es 0.1% sólidos/volumen.
      2. Retire el tubo de microcentrífuga y pipeta hacia fuera el sobrenadante. Vuelva a colocar el sobrenadante con agua desionizada. Repetir la centrifugación por un total de tres veces.
      3. Coloque el tubo de microcentrífuga en sonicador y someter a ultrasonidos en baja durante 15 minutos para eliminar cualquier agregados.
    2. Combinación de sondas y materia blanda.
      Nota: Para este procedimiento, se utilizó un gel coloidal como la muestra de materia blanda.
      1. En un 75 × 50 mm portaobjetos de vidrio, medir 1 mL de muestra del material. Pipetear 40 μl de la solución de la sonda en el centro de la muestra.
      2. Doblar suavemente la muestra con una espátula de metal hasta que totalmente combinado. Sirva la muestra en un tubo de microcentrífuga y centrifugar a 2340 x g durante 15 s para remover el aire atrapado.
      3. Llene una jeringa de 1 mL provista de una aguja de calibre 18 y tubo transparente termoplástico con la mezcla de sonda/HCO.
  2. Transiciones de la fase consecutiva inducidas por intercambio de fluidos
    1. El dispositivo de microfluidos de relleno
      1. Para crear tapones de PDMS, con PDMS exceso de paso de protocolo 1.2.5, corte una sección cuadrada de 5 mm de PDMS. Usando un punzón de biopsia 0,5 mm de diámetro, orificio a medio camino en el tope PDMS. Inserte un conector de acero inoxidable en el agujero de 0,5 mm de diámetro.
      2. Conecte la tubería termoplástica a tres de los canales de entrada de la esquina y el canal de salida de la cámara de aspiración. Llene completamente el aparato con agua utilizando una jeringa conectada al dispositivo. Asegurarse de que no queden burbujas en la cámara de muestras o en los canales de microfluidos. Bloquear el orificio de la esquina restante con tapones de PDMS.
      3. El cuenca solventes debe llenarse parcialmente de paso 2.2.1.2; Si no se llena, llenar la bañera solvente con agua.
      4. La jeringa de paso protocolo 2.1.2.3, inyectar 10 μl de la mezcla de la sonda de muestreo a través del canal del centro de la cámara de la muestra a aproximadamente 2 μl/s, entonces use un tapón PDMS para bloquear el canal central de la cámara de muestras.
    2. Recogida de datos de microrheological
      1. Gire los ajustes de la cámara a los optimizados para minimizar partículas estáticas y dinámicas, seguimiento de errores, y cambiar el objetivo de inmersión de agua × 63 pipeta una gota de agua sobre la lente.
      2. Coloque el dispositivo de microfluidos en la platina del microscopio y eleve el objetivo hasta que se centra en la muestra.
      3. Tienen videos del movimiento browniano de las sondas sobre intervalos de tiempo apropiados para la longitud total de un cambio de fase. Para la gelificación, seguir tomando videos hasta que el movimiento de la sonda se ha detenido completamente.
        Nota: Recopilamos datos cada 10 minutos. Si empezamos con un experimento de degradación, se recogen datos hasta que las puntas de prueba están difundiendo completamente.
    3. Intercambio de fluidos en la cámara de la muestra (flujo por gravedad, cambio de líquidos de densidad inferiores con fluidos de densidad mayor)
      1. Retire el dispositivo de microfluidos de la platina del microscopio.
      2. El agua de la cuenca del solvente mediante una pipeta de succión, luego pipetear 4 mL de líquido de densidad más alta en la cuenca del solvente.
      3. Devuelva el dispositivo de microfluidos para la platina del microscopio y repita paso 2.2.2.3
    4. Intercambio de fluidos en la cámara de la muestra (flujo de succión, intercambio de fluidos de densidad más alta con fluidos de densidad baja)
      1. Retire el dispositivo de microfluidos de la platina del microscopio y quite el tapón PDMS de la cámara de succión.
      2. Inserte una jeringa con aguja calibre 18 y tubo transparente termoplástico, el canal de la cámara de aspiración y conectar la jeringa hasta una bomba de jeringa. Ajustar la bomba de jeringa para tirar de a 1 mL/min.
      3. Quitar a exceso agente gelificante en el cuenca solventes y enjuagar tres veces con agua llenando el cuenca solventes y luego aspirar hacia fuera el líquido de enjuague.
      4. Comience la succión con la bomba de jeringa añadiendo agua a la cuenca del solvente durante un minuto. No deje el cuenca solventes vacíela totalmente, ya que esto le tire aire en la cámara de muestra.
      5. Retire la jeringa del dispositivo de microfluidos y reemplace el tapón PDMS en la cámara de succión.
      6. Devuelva el dispositivo de microfluidos para la platina del microscopio y seguir tomando las muestras
  3. Continúe tomando muestras a intervalos regulares durante la degradación/congelación hasta que se complete el número de ciclos o hay suficientes sondas para la medición de los ciclos.

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Resultados

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Se construye un dispositivo microfluídico dos capas con PDMS (figura 1a, b), que está estampado en un sello de microfluidos. El diseño del sello se muestra en la figura 1c. Disposición experimental incorrecta puede resultar en errores en los flujos microrheology y microfluídicos pasivos durante alrededor de intercambio fluido (figura 2). Ejemplos de incorrecta dispos...

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Discusión

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El dispositivo de microfluidos dos capas (figura 1) se puede hacer fácilmente por siguientes microfluídicos documentado fabricación técnicas29. Soportes para vidrio se agregan a la parte inferior del dispositivo para disminuir los efectos vibracionales en el movimiento de la sonda. El portaobjetos de cristal es muy fino (0,10 mm) para acomodar la distancia del objetivo de microscopio. Esto hace que el dispositivo sensible a pequeñas vibraciones en el edificio y el ent...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

No hay ninguna información para este trabajo.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fondos para este trabajo fue proporcionado por la Procter & Gamble Co. y American Chemical sociedad investigación fondo petrolero (54462-DNI7). Se hace reconocimiento a los donantes de americano químico sociedad investigación fondo petrolero para soporte parcial de esta investigación. Los autores desean reconocer el Dr. Marco Caggioni discusiones útiles.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Placa de Petri de 150 x 15 mm Corning, Inc.
Portaobjetos de vidrio de 75 x 50 x 0,15 mmFisher ScientificCustom
75 x 50 x 1,0 mm Portaobjetos de vidrioFisher Scientific12-550-C
75 x 25 x 1,0 mm Portaobjetos de vidrioFisher Scientific12-550-A3
22 x 22 Cubreobjetos de vidrioFisher Scientific12-542-B
Acetona, 99.5%VWR Analytical67-64-1
Fuente UV de baja intensidadUVPUVL-56
Cloroformo, 99.9%Fisher ChemicalC298-500
Hisopos de algodónQ-tips 83289205
etanol, 90%Fisher ChemicalA962-4
Fluoresbrite® Microesferas de carboxilato YG 0.50 y micro; mPoliciencias, Inc. 15700-10
Lámpara UV de alta intensidadSpectroline Corp.SB-100P Placa
calienteCorning, Inc.PC-420
Ácido clorhídrico, 6NRicca Chemical Company3750-32
Metiltrietioxisilano, 98%Acros Organics174622500
MicrocentrífugaEppendorf5424
Limpiador de plasmaHarrick Plasma, Inc.PDC-32G
Polidimetilsiloxano (PDMS)Robert McKwown Company2065622
SonicatorBranson, Emerson Electric1800
Conectores de acero, ID 0.023 pulgadasNew England Small Tube Corp.personalizado
, 98%Alfa AesarA14965
Resina de tiol-eno (curable UV)Norland Products, Inc. NOA81
TransparenciaGrapas Inc. 21828
Tubo Tygon, ID 1/32 pulgadasMcMaster-CarrE-3603
Horno de vacíoFisher Scientific282A
de 8 mmWorld Precision Instruments504535
Punzón Bioposy de 0,5 mmde 504528de World Precision Instruments
, 30 mLBD309659
Jeringa, 3 mLBD309651
Aguja, calibre 18BD305195
Tubo de microcentrífuga, 1,5 mLEppendorf22-36-320-4
Vision ResearchMiroM120 
MicroscopioCarl Zeiss AGZeiss Observer, Z1
Bomba de jeringaNew Era Pump SystemsNE-300
Aceite de ricino hidrogenadoProcter & GambleN/A
Afí cio MP 6002 ImpresoraRicoh Company, Ltd.
351058Tetraetoxisilano Punzón de biopsia Jeringa Cámara de alta velocidad 415877

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mitchell, P. Microfluidics-downsizing large-scale biology. Nat. Biotech. 19, 717-721 (2001).
  2. Haber, C. Microfluidics in commercial applications; an industry perspective. Lab Chip. 6, 1118-1121 (2006).
  3. Whitesides, G. M. The origins and the future of microfluidics. Nature. 442, 368-373 (2006).
  4. Huang, X., Raghavan, S. R., Terech, P., Weiss, R. G. Distinct kinetic pathways generate organogel networks with contrasting fractality and thixotropic properties. J. Am. Chem. Soc. 128, 15341-15352 (2006).
  5. Larsen, T. H., Schultz, K. M., Furst, E. M. Hydrogel microrheology near the liquid-solid transition. Korea-Aust. Rheol. J. 20, 165-173 (2008).
  6. Larsen, T. H., Furst, E. M. Microrheology of the liquid-solid transition during gelation. Phys. Rev. Lett. 100, 146001(2008).
  7. Schultz, K. M., Baldwin, A. D., Kiick, K. L., Furst, E. M. Rapid rheological screening to identify conditions of biomaterial hydrogelation. Soft Matter. 5, 740-742 (2009).
  8. Switzer, L. H., Klingenberg, D. J. Flocculation in simulations of sheared fiber suspensions. Int. J. Multiph. Flow. 30, 67-87 (2004).
  9. Wehrman, M. D., Lindberg, S., Schultz, K. M. Quantifying the dynamic transition of hydrogenated castor oil gels measured via multiple particle tracking microrheology. Soft Matter. 12, 6463-6472 (2016).
  10. Wehrman, M. D., Milstrey, M. J., Lindberg, S., Schultz, K. M. Using µ2rheology to quantify rheological properties during repeated reversible phase transitions of soft matter. Lab Chip. 17, 2085-2094 (2017).
  11. Wehrman, M. D., Lindberg, S. E., Schultz, K. M. Impact of shear on the structure and rheological properties of a hydrogenated castor oil colloidal gel during dynamic phase transitions. J. Rheol. , (2018).
  12. Loh, X. J. Dual-responsive "reversible micelles". J. Appl. Polym. Sci. 127, 992-1000 (2013).
  13. Kern, F., Zana, R., Candau, S. J. Rheological properties of semidilute and concentrated aqueous solutions of cetyltrimethylammonium chloride in the presence of sodium salicylate and sodium chloride. Langmuir. 7, 1344-1351 (1991).
  14. Trappe, V., Prasad, V., Cipelletti, L., Segre, P. N., Weitz, D. A. Jamming phase diagram for attractive particles. Nature. 411, 772-775 (2001).
  15. Philipse, A. P., Wierenga, A. M. On the density and structure formation in gels and clusters of colloidal rods and fibers. Langmuir. 14, 49-54 (1998).
  16. Schultz, K. M., Bayles, A. V., Baldwin, A. D., Kiick, K. L., Furst, E. M. Rapid, high resolution screening of biomaterial hydrogelators by mu2rheology. Biomacromolecules. 12, 4178-4182 (2011).
  17. Crocker, J. C., Grier, D. G. Methods of digital video microscopy for colloidal studies. J. Colloid Interface Sci. 179, 298-310 (1996).
  18. Crocker, J. C., Weeks, E. R. Particle tracking using IDL. , Available from: http://www.physics.emory.edu/faculty/weeks//idl/tracking.html (2011).
  19. Mason, T. G. Estimating the viscoelastic moduli of complex fluids using the generalized Stokes--Einstein equation. Rheol. Actac. 39, 371-378 (2000).
  20. Mason, T. G., Ganesan, K., van Zanten, J. H., Wirtz, D., Kuo, S. C. Particle tracking microrheology of complex fluids. Phys. Rev. Lett. 79, 3282-3285 (1997).
  21. Mason, T. G., Weitz, D. A. Optical measurements of frequency-dependent linear viscoelastic moduli of complex fluids. Phys. Rev. Lett. 74, 1250-1253 (1995).
  22. Squires, T. M., Mason, T. G. Fluid mechanics of microrheology. Annu. Rev. Fluid Mech. 42, 413-438 (2010).
  23. Gittes, F., Schnurr, B., Olmsted, P. D., MacKintosh, F. C., Schmidt, C. F. Microscopic viscoelasticity: shear moduli of soft materials determined from thermal fluctuations. Phys. Rev. Lett. 79, 3286-3289 (1997).
  24. Mai, D. J., Brockman, C., Schroeder, C. M. Microfluidic systems for single DNA dynamics. Soft Matter. 8 (41), 10560-10572 (2012).
  25. Tanyeri, M., Ranka, M., Sittipolkul, N., Schroeder, C. M. A microfluidic-based hydrodynamic trap: design and implementation. Lab Chip. 11, 1786-1794 (2011).
  26. Lee, J. S., Dylla-Spears, R., Teclemariam, N. P., Muller, S. J. Microfluidic four-roll mill for all flow types. Appl. Phys. Lett. 90, 074103(2007).
  27. Crocker, J. C., Grier, D. G. Methods of digital video microscopy for colloidal studies. J. Colloid Interface Sci. 179 (1), 298-310 (1996).
  28. Mason, T. G., Weitz, D. Optical measurements of frequency-dependent linear viscoelastic moduli of complex fluids. Phys. Rev. Lett. 74 (7), 1250(1995).
  29. Schultz, K. M., Furst, E. M. High-throughput rheology in a microfluidic device. Lab on a chip. 11, 3802-3809 (2011).
  30. Abate, A. R., Lee, D., Do, T., Holtze, C., Weitz, D. A. Glass coating for PDMS microfluidic channels by sol-gel methods. Lab Chip. 8, 516-518 (2008).
  31. Happel, J., Brenner, H. Low Reynolds Number Hydrodynamics: with special applications to particulate media. , Prentice-Hall. (1965).

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