Artículo de método

Hidrogel Bioprintable alginato/gelatina 3D In Vitro modelo sistemas inducen formación de glóbulo esferoide

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DOI:

10.3791/57826

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2 de julio de 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, McGill University Montreal, 2Department of Bioengineering, McGill University Montreal, 3Department of Molecular Biology, Instituto Potosino de Investigación Científica y Tecnológica, A.C. (IPICyT), 4Department of Mining and Materials Engineering, McGill University Montreal, 5Department of Biomedical Engineering, McGill University Montreal

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Hemos desarrollado un modelo de cáncer de mama heterogéneos consistiendo en las células fibroblastos y tumor inmortalizadas encajadas un bioink de alginato/gelatina de bioprintable. El modelo recoge el microambiente tumoral de en vivo y facilita la formación de esferoides multicelulares tumor, dando la penetración en los mecanismos de conducción tumorigenesis.

Resumen

La heterogeneidad celular, bioquímica y Biofísica del microambiente tumoral nativo no es recapitulada por creciente líneas celulares de cáncer inmortalizadas mediante cultivo celular (2D) bidimensional convencional. Estos retos pueden superarse mediante técnicas de bioprinting para construir modelos de tumor heterogéneo de (3D) tridimensional por el que se encajan los diferentes tipos de células. Alginato y la gelatina son dos de los biomateriales más comunes empleados en bioprinting debido a su biocompatibilidad, biomimética y propiedades mecánicas. Mediante la combinación de dos polímeros, logramos un hidrogel compuesto de bioprintable con similitudes a la arquitectura microscópica de un tejido conectador tumoral nativo. Estudiamos la imprimibilidad de hidrogel compuesto por reología y obtiene la ventana de impresión óptima. Fibroblastos y las células de cáncer de mama fueron incrustados en los hidrogeles e impreso para formar un modelo 3D que mímico el microambiente en vivo . El modelo heterogéneo de bioprinted alcanza una alta viabilidad de cultivos celulares a largo plazo (> 30 días) y promueve el automontaje de las células de cáncer de mama en esferoides multicelulares tumor (MCTS). Se observan la migración y la interacción de las células de fibroblastos asociada al cáncer (CAF) con el MCTS en este modelo. Mediante el uso de plataformas de la cultura de célula bioprinted como sistemas de co-cultivo, ofrece una herramienta única para estudiar la dependencia de tumorigénesis de la composición del estroma. Esta técnica cuenta con un alto rendimiento, bajo costo y alta reproducibilidad, y también puede proporcionar un modelo alternativo a los cultivos de monocapa de celulares convencionales y modelos animales de tumor para el estudio de la biología del cáncer.

Introducción

Aunque cultivo celular 2D es ampliamente utilizado en la investigación del cáncer, existen limitaciones como se cultivan las células en forma de monocapa con una concentración uniforme de nutrientes y oxígeno. Estas culturas carecen de importante célula-célula y las interacciones célula-matriz presentan en el microambiente del tumor nativo (TME). En consecuencia, estos modelos mal recapitulan las condiciones fisiológicas, lo que resulta en comportamientos aberrantes de la célula, incluyendo morfologías antinaturales, organización irregular del receptor, polarización de la membrana y expresión de genes anormales, entre otros condiciones1,2,3,4. Por otra parte, cultivo celular 3D, donde las células se expanden en un espacio volumétrico como agregados, esferoides, organoides, ofrece una técnica alternativa para crear ambientes en vitro más precisas para estudiar la fisiología y biología de la célula fundamental. Modelos de cultura celular 3D también pueden fomentar las interacciones célula-ECM que son la fundamentales características fisiológicas de los TME nativo en vitrode4,1,5. La tecnología emergente de bioprinting 3D ofrece posibilidades para construir modelos que imitan el TME heterogéneo.

Bioprinting 3D se deriva de prototipado rápido y permite la fabricación de microestructuras 3D que son capaces de imitar algunas de las complejidades de la vida tejido muestras6,7. Los métodos actuales de bioprinting incluyen chorro de tinta, extrusión y asistida por láser impresión8. Entre ellos, el método de extrusión permite la heterogeneidad a ser controlada dentro de las matrices impresas colocando precisamente distintos tipos de materiales en diferentes lugares iniciales. Por lo tanto, es el mejor enfoque para fabricar heterogéneos en vitro modelos que involucran a múltiples tipos de células o matrices. Bioprinting de extrusión se ha utilizado con éxito para construir andamios forma auricular9,11,de10,12de estructuras vasculares y tejidos13, resultando en la célula y alta fidelidad de impresión de la piel viabilidad. La tecnología también ofrece selecciones de material versátiles, la capacidad de depósito de materiales con células con una densidad conocida y alta reproducibilidad14,15,16,17 . Hidrogeles naturales y sintéticos se utilizan con frecuencia como bioinks para 3D bioprinting debido a su biocompatibilidad, bioactividad y sus redes hidrofílicos que pueden ser diseñados para parecerse estructuralmente a la ECM7,18 ,19,20,21,22,23. Los hidrogeles también son ventajosos ya que pueden incluir sitios de adhesivo para las células, elementos estructurales, permeabilidad de gases y nutrientes, y las adecuadas propiedades mecánicas a la célula de desarrollo24. Por ejemplo, hidrogeles de colágeno ofrecen integrina sitios de anclaje que las células pueden utilizar para atar a la matriz. Gelatina, colágeno desnaturalizado, conserva sitios de adherencia de células similares. En contraste, el alginato es bioinert pero proporciona integridad mecánica mediante la formación de reticulaciones con iones divalentes25,26,27,28.

En este trabajo, hemos desarrollado un hidrogel compuesto como un bioink, compuesto de alginato y gelatina, con similitudes a la arquitectura microscópica de un tejido conectador tumoral nativo. Fibroblastos y las células de cáncer de mama fueron encajados en los hidrogeles e impresión por medio de una bioprinter basada en la extrusión para crear un modelo 3D que imita el microambiente en vivo . El entorno 3D ingeniería permite las células cancerosas para formar esferoides multicelulares tumor (MCTS) con una alta viabilidad por largos períodos de cultivo celular (> 30 días). Este protocolo muestra las metodologías de síntesis de hidrogeles compuestos, caracterización de la microestructura e impresión, bioprinting celular modelos heterogéneos, los materiales y observar la formación de MCTS. Estas metodologías se pueden aplicar a otros bioinks en bioprinting de extrusión así como diversos diseños de modelos de tejido heterogéneo con potenciales aplicaciones en detección de drogas, ensayos de migración de la célula y estudios que se centran en la célula fundamental funciones fisiológicas.

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Protocolo

1. preparación de los materiales, hidrogel y materiales de la cultura de célula

  1. Preparación de material y la solución
    1. Lavar y secar 250 mL y vasos de precipitado de 100 mL vidrio, agitadores magnéticos, espátulas, cartuchos de 10 mL, boquillas cilíndricas 25 G (0.5 en) y un diámetro interno de 250 μm. Esterilice en autoclave los los materiales ellos a 121 ° C/15 min/1 ATM no los materiales bajo condiciones estériles hasta su uso.
      Nota: Consulte la Tabla de materiales para la información del vendedor.
    2. Pesar 3 g de alginato (3% w/v) y 7 g de gelatina (7% w/v) (denotado como A3G7 en adelante).
    3. Esterilizar los siguientes elementos bajo UV luz para por lo menos 4 h: alginato y gelatina polvos, película de parafina, pedazos de papel de aluminio de 5 cm2y 1 mL y jeringas de 5 mL. Esterilizar las tapas, tapas de las puntas y pistones por inmersión en etanol al 70% durante al menos 4 h y lavarlas 2 x con agua ultra puro estéril.
      Nota: Consulte la Tabla de materiales para la información del vendedor.
    4. Disolver 4 g de agarosa ultra pura agua y esterilizar en autoclave.
      Nota: La agarosa se disuelve completamente después del proceso de esterilización en autoclave.
    5. Preparar una solución de 100 mM de cloruro de calcio anhidro (CaCl2) en agua ultrapura estéril y un filtro estéril (con un tamaño de poro de 0,22 μm) antes de su uso.
    6. Para placas de 6 pozo revestido de agarosa, fundir la agarosa estéril en el microondas para obtener una solución líquida; entonces, debajo de un gabinete de seguridad biológica (BSC) y utilizando una micropipeta de 1 mL, añadir 2 mL por pozo y se mezcla suavemente para crear una capa uniforme en el fondo del pozo. Dejar enfriar y sellar el pozo con la película de parafina. Mantener a temperatura ambiente (RT) hasta su uso.
  2. Preparación del precursor del hidrogel de A3G7
    1. Mezclar 3 g de alginato y 7 g de polvos de gelatina en un vaso de precipitados de 250 mL dentro de un BSC. Añadir un agitador magnético y 100 mL de DPBS. Sellar el recipiente con parafina estéril película de papel y de aluminio (5 cm2) para evitar la contaminación.
    2. Disolver los polvos en una agitación constante en un plato magnético caliente con 600 rpm a 60 ° C por 1 h y RT para un extra de 2 h.
    3. Calentar el material a 37 ° C hasta que el gel somete a una transición de fase al estado líquido (para 100 mL de solución stock de gel, esto toma aproximadamente 45 minutos). Transferir la solución a tubos de centrífuga cónico de 50 mL estéril, sellarlas y centrifugar los tubos a 834 x g durante 5 min eliminar las burbujas de gas del material.
    4. Aspire el precursor de hidrogel en jeringas de 10 mL. Sello de las jeringas con los casquillos y la película de parafina. Almacenar a 4 ° C hasta su uso.
  3. Cultivo de células
    Nota: Los pasos de esta sección deben realizarse en condiciones estériles.
    1. Preparar el medio DMEM basal como sigue (1 L): en un BSC, mezclar 100 mL de suero bovino fetal (FBS) más 10 mL de una solución de antibiótico/antimicótico (100 x solución estabilizada) en un recipiente estéril fresco. Añadir medio DMEM para ajustar la mezcla hasta 1.000 mL. Sellar el recipiente y mantenerla a 4 ° C.
    2. En un baño de agua previamente precalentado (37 ° C), 1 frasco de MDA-MB-231-GFP (línea de células de cáncer de mama humano localización marcada con GFP, nuclear) y 1 frasco de IMR-90-mCherry (asociada con el cáncer del fibroblasto líneas celulares etiquetado mCherry, con localización citoplásmica de descongelación ) las células desde el almacenamiento de nitrógeno líquido moviendo suavemente en el agua. Líneas celulares y la plásmidos para la GFP y etiquetado mCherry, están disponible en el mercado.
    3. Transferencia de 160 μL/pocillo de solución celular (3 x 106 células/mL) en una placa de 6 pozos y añadir 5 mL de medio DMEM basal precalentado (37 ° C). Incubar la placa a 37 °C/5% CO2 durante 24-48 h hasta que las células alcanzan el 80% de confluencia.
    4. Después de que las células alcanzan confluencia, deseche el medio y enjuague las células dos veces con DPBS; Incubar las células con 500 μl de solución de tripsina-EDTA/pozo (0.25%, 1 x, calentado previamente a 37 ° C) a 37 ° C durante 6 minutos. Luego, desactivar la tripsina por agregar 500 μl de FBS, recuperar la solución celular y transferir a matraces T-75. Incúbelos otra vez a 37 °C/5% CO2 de las células hasta el 80% de confluencia.
      Nota: El volumen de solución de tripsina-EDTA puede variar dependiendo de la nave de crecimiento de la célula.
    5. Repita el paso anterior para trabajar con células en el paso 3-4 es cuando las células tienen más actividad metabólica y la estabilidad.
    6. Contar las células usando un análisis de azul de tripán (0.4%) para determinar la concentración inicial de células que se mezcla con el hidrogel.

2. medición de propiedades reológicas de los hidrogeles

  1. Preparar el precursor del hidrogel de alginato/gelatina como se describe en el paso 1.2.
    Nota: Las condiciones de esterilidad no son necesarias para muestras generadas para ensayos mecánicos y análisis. Todas las pruebas reológicas se realizan por triplicado.
  2. Tome una jeringa del precursor del hidrogel y calentar en baño de agua de 37 ° C durante 1 hora.
  3. Encienda el Reómetro e inicializar el sistema de acuerdo a los siguientes pasos.
    1. Encender el compresor de aire conectado con el Reómetro y deje que el compresor de aire para 30 minutos encendido y la caja de control de temperatura para el Reómetro, encienda el Reómetro de sí mismo y encender el ordenador conectado con el Reómetro.
    2. Abra el software del reómetro para, haga clic en iniciar en el panel de control y dejar que el proceso de inicialización final. Ajuste la temperatura de la plataforma a 37 ° C en el panel de control.
    3. Haga clic en la pestaña de sistema de medición y desplácese hasta la función de servicio, seleccionar la inercia del conductor de ajuste en el menú desplegable y haga clic en Inicio de ajuste en la ventana emergente.
    4. Monte un paralelo herramienta en el Reómetro de medición. Todos los experimentos realizados aquí utilizan una placa de 25 mm de diámetro con una separación de 1 mm entre las placas.
    5. Haga clic en Set zero-gap en el panel de control y esperar a que el procedimiento termine. Preste atención a la fuerza normal durante este proceso.
      Nota: Después de este procedimiento, la fuerza normal debe ser 0.
    6. Haga clic en la pestaña de sistema de medición y desplácese hasta la función de servicio, seleccione inercia de sistema de medición superior de ajustey haga clic en Inicio de ajuste en la ventana emergente. Una vez hecho esto, haga clic en el botón de triángulo en el panel de control para permitir el aparato de medición subir.
  4. Realizar un barrido de amplitud.
    1. Haga clic en Inicio, luego haga clic en Insertar en el menú principal, seleccione esperar desde el menú desplegable. Tire hacia arriba de la ventana de configuración y configurar el tiempo de espera a 2 h.
      Nota: Esto agregará un paso espera antes de las pruebas.
    2. Haga clic en Inicio, haga clic en el botón Insertar otra vez y en el menú desplegable, seleccione dispositivo. Tire hacia arriba de la ventana de configuración, elegir temperaturay ponerlo a 25 ° C. Desmarque la casilla de espere hasta alcanza el valor.
    3. Haga clic en el paso de medición, haga clic en la variable tensión de oscilación, tire hacia arriba de la ventana de configuración, perfil que logaritmo de rampay cambie el valor de 0,001% y el 100% como la cepa inicial y tensión final, respectivamente. Ajuste la frecuencia de 0,01 Hz.
    4. Haga clic en el botón Agregar para añadir la variable de temperatura . Haga clic en la variable temperatura y ponerlo a 25 ° C. En la ventana de pull-up, ampliar calculadora, densidad de punto 10 puntos/década.
    5. Tome la jeringa en el baño de agua y extraer aproximadamente 0,5 mL del precursor en la plataforma de reómetro.
    6. Haga clic en el triángulo hacia abajo el botón del panel de control. Espere a que el aparato de medición mover hacia abajo a la posición de corte.
    7. Use una espátula para recortar cualquier exceso precursores que escaparon en el borde de la herramienta de medición y desechar el material sobrante.
    8. Pipeta de aceite mineral sobre el borde de la herramienta de medición y espere hasta que el aceite sella completamente el límite.
    9. En el panel de control, haga clic en continuar . Haga clic en el botón Start (triángulo verde), seguido de clic en continuar en la pantalla inferior.
    10. Cuando se realiza la prueba, libere la herramienta de medición y haga clic en el triángulo hacia arriba el botón en el panel de control. Retire la herramienta de medición y limpiar con etanol al 70%. Limpiar la plataforma con etanol al 70%.
    11. En el proyecto actual, haga clic en el paso de medición y tire hacia arriba de la ventana Configuración. Ahora, conjunto la frecuencia a 100 Hz. Mantenga todos los demás parámetros sin cambios.
    12. Repita los pasos 2.4.5 - 2.4.10.
    13. Haga clic en Diagrama. Observar la curva de G', G " frente a la cepa de oscilación. Encontrar los puntos de deflexión de G' para ambas frecuencias (0,01 Hz y 100 Hz). Encuentra las cepas correspondientes de la oscilación de dos puntos de desviación.
    14. Elige la menor tensión de oscilación y 1/10 de esta variedad para todas las pruebas de oscilación realizadas después.
      Nota: El inicio de la G' desviación se considera la deformación última del lineal elástico (ULES) que no debe ser excedido en exámenes de control. La relación 1/10 se utiliza generalmente en la ingeniería por razones de seguridad. Esto calcula la tensión es denotada como gC.
    15. Después de la prueba, haga clic en tabla, copiar todos los datos y pegar en un archivo de texto.
  5. Realizar un barrido de temperatura.
    1. Haga clic en mis aplicaciones y seleccione la plantilla rampa de temperatura, cizalla oscilatoria: gelificación.
    2. Nombre del proyecto.
    3. Haga clic en el paso de medición del flujo de trabajo. Haga clic en la variable temperatura, tire hacia arriba de la ventana de configuración y seleccione la temperatura inicial y final para ser 37 ° C y 25 ° C, respectivamente.
    4. En la ventana de pull-up, ajustar tensión de oscilación a 0.1%, la frecuencia de oscilación a 1Hz. Luego establecer el número de puntos de datos a ser 61. Establece la frecuencia de recogida de datos a 1 punto/min haga clic en calculadora y punto densidad en 0,2 ° C/punto.
      Nota: Esto permitirá que la temperatura a la cambio a una tasa de 0,2 ° C/min.
    5. Cargar la muestra en la plataforma del reómetro y efectuar la prueba, siguiendo los pasos 2.4.5 - 2.4.10.
    6. Haga clic en Diagrama, observar el G', G " frente a la temperatura. Encontrar el punto de cruce de G' y G ". Encontrar la temperatura en el punto de cruce.
      Nota: Esta es la temperatura de transición sol/gel del precursor del hidrogel.
    7. Repita el paso 2.4.15.
  6. Realizar un barrido de tiempo isotérmico.
    1. Mis aplicaciones , haga clic en buscar y haga clic en la plantilla de prueba isotérmica temperatura y tiempo. Haga clic en el paso de medición del flujo de trabajo y a continuación, haga clic en la variable tensión de oscilación, tire hacia arriba de la ventana de configuración, establecer que la cepa de oscilación a 0.1% y la frecuencia de oscilación a 1 Hz. En la ventana de pull-up, establezca el número de puntos de datos a 120. Establecer la frecuencia de recogida de datos a 1 punto/min.
      Nota: El valor de esta tensión se basa en los resultados del barrido de amplitud.
    2. Haga clic en el botón Agregar para añadir la variable de temperatura . Haga clic en la variable temperatura en la ventana media y situado a 25 ° C.
      1. Haga clic con el botón derecho el paso dispositivo mover al punto de medición del flujo de trabajo, haga clic en eliminar. Haga clic en el que dispositivo de ajustede paso, desmarque la casilla espere hasta alcanza el valory establecer el valor a 25 ° C. Haga clic en la imagen, título, botones en la pantalla inferior, desmarque la casilla continuar. Haga clic en el paso de Inicio, nombre del proyecto y guárdelo.
    3. Cargar la muestra en la plataforma del reómetro y comenzar la prueba siguiendo los pasos 2.4.5 - 2.4.10.
    4. Observar el G', G " versus el tiempo. Encontrar el punto de cruce de G' y G ". Encontrar el tiempo en el punto de cruce. Después de la prueba, haga clic en tabla, copiar todos los datos y pegar en un archivo de texto.
      Nota: Este es el tiempo de transición sol/gel del precursor del hidrogel a 25 ° C.
  7. Medir la fuerza de la producción en varias ocasiones gelificantes.
    1. Mis aplicaciones , haga clic en buscar y haga clic en la plantilla estrés de rendimiento y caudal, Gel-like. Nombre del proyecto. Haga clic en el paso Start del flujo de trabajo. Haga clic en Insertar en el menú superior y, en el menú desplegable, seleccione esperar. Tire hacia arriba de la ventana de configuración y configurar el tiempo de espera a 20 minutos.
      Nota: Esto agregará un paso espera antes de las pruebas.
    2. Haga clic en Inicio, luego haga clic en Insertar otra vez y, en el menú desplegable, seleccione dispositivo. Tire hacia arriba de la ventana Configuración, eligió la temperatura y ajuste a 25 ° C. Desmarque la casilla espere hasta alcanza el valor.
    3. Haga clic en el paso de medición del flujo de trabajo, seleccione la variable tensión de esquileo, tire hacia arriba de la ventana de configuración y configurar el esfuerzo cortante inicial y final en Pa 0 y 10.000, respectivamente.  Haga clic en calculadora, la densidad de punto a punto 0.2/PA. En la pestaña de puntos de datos a la izquierda, puso 1 punto por segundo.
      Nota: esto resultará en una tasa de rampa de tensión de 5 Pa/s.
    4. Haga clic en la ficha de control de eventos en la parte inferior de la ventana de pull-up y establecer el criterio de parada: parada la medición Si la cizalla velocidad > 100 s-1.
      Nota: Esto detendrá automáticamente la medición Si se cede el material.
    5. Cargar la muestra en la plataforma del reómetro y comenzar la prueba siguiendo los pasos 2.4.5 - 2.4.10.
    6. Haga clic en Diagrama. Observar la curva de tensión-estrés. Encontrar el punto de deflexión de la tensión y su correspondiente tensión. Repita los pasos 2.7.2 - 2.7.6, pero cambiar el tiempo de espera a 30, 40 y 50 minutos para cada repetición; Esto dará lugar a la fuerza de la producción a diferentes tiempos de gelificación.
      Nota: Esta tensión es considerada como la fuerza de la producción aparente.
      Nota: software clicks pueden diferenciarse mediante reómetro modelos y versiones de software. Recomendamos a los lectores a tomar referencia de los parámetros de prueba que ofrecemos, mientras que consulte el manual del software o reómetro en uso práctico.
       

3. diseño, cargado de celular hidrogel e impresión 3D modelos de andamios

  1. Diseño de andamios
    1. Dibujar un modelo de propulsor-como en papel.
      Nota: El modelo de propulsor-como está diseñado en base a las siguientes consideraciones: (a) it simula el escenario en vivo donde las células cancerosas están rodeadas de cafés; (b) se reduce al mínimo la concentración de estrés mediante el uso de geometrías circulares; (c) es flexible para que más sectores se pueden agregar en el modelo en el futuro sin cambiar las geometrías existentes; y (d) es plana en su escala vertical para facilitar la difusión de nutrientes.
    2. Sea el centro de la hélice el origen y utilice los símbolos R0 R1y R2 para representar el radio máximo del círculo interno, sectores medios y los sectores externos, respectivamente. Utilice los símbolos m y n para representar el número de arcos internos y rayos dentro del área del sector, respectivamente.
    3. Calcular las coordenadas de cada nodo en el modelo de propulsor-como y escribir en las expresiones simbólicas de R0 R1, R2, my n.
    4. Iniciar un programa script, establecer R0 R1, R2, my n como variables y la expresión simbólica de cada nodo clave de entrada.
      Nota: Consulte la Tabla de materiales para cualquier software.
    5. Organizar una ruta que conecta los nodos y asignar un cartucho para el círculo interno, los sectores medios y los sectores externos. Ajustar el espesor de la capa 150 μm y el número de capas que 4.
    6. Deje que el programa de salida de un archivo de texto en formato de código de G que es reconocible por la bioprinter.
    7. Conjunto R0 = 3,85, R1 = 6.85, R2 = 8.65, m = 2 y n = 5. Ejecute el script y recuperar el archivo de código G generado. Copiar y pegar el archivo a la carpeta de código de G dedicado de bioprinter.
    8. Encienda la bioprinter y su software de control. Inicializar la impresora. Abra la secuencia de comandos G-code sólo crea y establece todas las presiones a cero. Volver al software de control, haga clic en la ficha generador Scaffoldery haga clic en el botón Ejecutar en la esquina inferior derecha. Observar la trayectoria móvil de la impresora.
      Nota: Esto pondrá a prueba la precisión del código G generado. Consulte la Tabla de materiales para la información relacionados con la bioprinter.
    9. Este paso es opcional. Construir un modelo 3D demostrativos basado en los parámetros sobre vía software de diseño asistido por ordenador (CAD).
      Nota: Consulte la Tabla de materiales para la información de software de proveedor.
  2. Hacer un precursor de hidrogel de A3G7 cargados de celular
    Nota: Los pasos de esta sección deben realizarse en condiciones estériles. Mantenga el bioprinter dentro de un BSC.
    1. Esterilizar el bioprinter rociando bien etanol al 70% y exponerlo a la luz UV durante la noche.
    2. Saque una jeringa del precursor del hidrogel (a 4 ° C) y caliente en un baño de agua a 37 ° C durante 1 h.
    3. Tomar el frasco de T con las células (véase el paso 1.3) del CO2 la incubadora y coloque dentro de un BSC. Descartar el medio de cultivo y enjuague dos veces las células con DPBS. Agregar una solución de tripsina-EDTA calentado (3,0 mL) e incubar a las células a 37 ° C durante 6 minutos Inactivate la tripsina con un mismo volumen de FBS. Contar las células usando análisis de azul de tripano.
    4. Tomar la jeringa del precursor del hidrogel del baño, limpiar y esterilizar con etanol al 70%. Coloque la jeringa en el BSC.
    5. Saca aproximadamente 3 mL de hidrogel precursor en un cartucho de impresión de 10 mL. Mezcla del precursor con las células MDA-MB-231-GFP en 1 x 106 células/mL transfiriendo lentamente, evitando la producción de burbujas. Cubra el cartucho con el extremo estéril y tapas superior y selle con la película de parafina. Centrifugue a 834 x g durante 1 min eliminar las burbujas de gas producidas.
    6. Repita los pasos 3.2.3 - 3.2.5 para IMR-90-mCherry cargados de celular precursor y los precursores sin células.
    7. Esterilizar todos los 3 cartuchos con etanol al 70% y luego los carga en los compartimientos de la bioprinter. En software de control de la impresora, ajuste la temperatura del cartucho a 25 ° C. Esperar 35 minutos para permitir que el precursor alcanzar condiciones para imprimir.
      Nota: Esta vez no afecta a la viabilidad de las células en el hidrogel.
  3. Modelos de impresión 3D
    1. En software de control de la impresora, ampliar la ficha cabeza de la herramienta de software de control de la impresora, haga clic en 1 cartucho en la interfaz gráfica a la izquierda y haga clic en el botón de medida corta para medir la posición de la punta de la boquilla. Repetir este proceso para los otros 2 cartuchos.
    2. Coloque una microplaca de poliestireno claro, abra el archivo de código de G y cambiar la presión a 200 kPa para los cartuchos. Volver al software de control, haga clic en la ficha generador Scaffolder, seleccione un punto para comenzar la impresión y haga clic en el botón Ejecutar en la esquina inferior derecha. Repita este paso para que se haz 3 repeticiones más.
    3. Después de imprimir todas las réplicas de los modelos de hélice, agregar una solución de CaCl2 enlazará los modelos durante 1 min y enjuague de 100 mM x 2 con DPBS para retirar el exceso de iones Ca++ .
    4. Cuidadosamente transfiera los modelos sobre una placa de 6 pozos agarosa recubiertas con una espátula. Añadir 5 mL de medio DMEM a cada pocillo. Incubar las placas en una incubadora a 37 ° C y 5% CO2.
      Nota: Asegúrese de que los modelos son flotantes en los pozos.
    5. Reemplazar el medio de cultivo celular con medio fresco cada 3 días, cultura por 30 días en total.

4. viabilidad y experimentos de formación esferoide en los discos de hidrogel.

  1. Preparación de disco de hidrogel
    1. Repita los pasos 3.2.1 - 3.2.6.
      Nota: Es posible sustituir el cartucho con un pequeño recipiente estéril.
    2. Utilice una jeringa graduada estéril 1 mL y la boquilla para crear un gran orificio en la jeringa (el agujero tiene el mismo diámetro que el resto del tubo de la jeringa). Limpiar con etanol al 70% y dejar que se seque.
      Nota: Hacer esto en un BSC estéril.
    3. Use una tapa de placa de la pozo, añada 100 mM CaCl2 hasta cubre la superficie; Luego, tomar el hidrogel cargadas de célula para llenar la jeringa; saca 100 μL usando el colgador método de la gota. Deja el hidrogel durante 1 min y enjuague con DPBS excesiva. Transferencia de los discos de hidrogel sobre una placa de agarosa-cubierta 6-bien, añadir 5 mL de DMEM basal e incúbelos a 37 ° C y 5% CO2 para un máximo de 30 días. Actualizar el medio cada 3 días.
  2. Viabilidad celular y esferoide
    1. Utilice un ensayo MTS para determinar la viabilidad de las células. Cada disco con DPBS de lavar y cortar en 4 partes con una fina cuchilla estéril. Recoger las piezas del disco entero y transferirlas a una placa de 96 pocillos. Luego, añadir 100 μL de DMEM plus 20 μL del reactivo MTS a cada pocillo e incubar la mezcla a 37 ° C por 2 h.
    2. Después de la reacción de MTS, recuperar el sobrenadante y transferir a una placa de 96 pocillos limpia. Medir la absorbancia de las muestras a 490 nm.
  3. Formación esferoide
    1. Sacar el modelo de hélice o disco incubado de la incubadora a los días 0, 7, 15, 21 y 30 de la cultura y transferirlas a una placa limpia bien de 6.
    2. Uso un disco de giro confocal invertido microscopio para visualizar los esferoides y adquirir las imágenes con múltiples posiciones y pilas de z. Cada propulsor, o modelo de disco, a lo largo de su diámetro horizontal de izquierda a derecha con un boquete de 500 μm y adquirir una pila z desde la parte inferior a la superior plano focal en cada posición horizontal de la imagen.
      Nota: Consulte la Tabla de materiales para la información del vendedor.
    3. Reconstruir la imagen utilizando una herramienta aritmética máximo, proporcionada por el programa ImageJ, para crear las imágenes 2D utilizadas para el análisis de un esferoide.

5. microscopía electrónica (SEM)

  1. Preparar el gelatina/alginato hidrogel como se describe en el paso 1.2.
    Nota: Las condiciones de esterilidad no son necesarias.
    PRECAUCIÓN: Paraformaldehido y nitrógeno líquido son peligrosos y deben manejarse con cuidado.
  2. Poner 1 mL de hidrogel en un mortero, agregar nitrógeno líquido y moler con un mortero. Seguir añadiendo nitrógeno líquido para evitar el hidrogel de descongelación. Transferir el polvo en un tubo de centrífuga 1.5ml, sellar y almacenar a-80 ° C por 2 h. por congelación en la muestra durante 24 horas.
  3. Imagen del esferoide, lave el hidrogel con DPBS 2 x, fijar las células mediante la inmersión en paraformaldehído al 4% durante 30 min a 37 ° C y luego enjuague con DPBS y congelarlas con nitrógeno líquido. Por último, secado por congelación la muestra durante 24 horas.
  4. Analizar la estructura del hidrogel/esferoide y morfología con un microscopio electrónico de barrido (SEM) a 25.0 kV, debajo de 70 Pa (presión) con un aumento de 40 X 5, 000 X.

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Resultados

El barrido de temperatura muestra una clara diferencia del precursor del A3G7 a 25 ° C y 37 ° C. El precursor es líquido a 37 ° C y tiene una viscosidad compleja de 1938.1 mPa ± 84,0 x s, que es validado por un G mayor "sobre G'. A medida que la temperatura disminuye, el precursor somete a congelación física debido al enredo físico espontáneo de las moléculas de gelatina en un tri-helix formación29,30. Tanto el G' y el G "aumentar...

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Discusión

Estructuras cargadas de celulares pueden ser comprometidas si contaminación (biológica o química) se produce en cualquier momento del proceso. Generalmente, contaminación biológica es vista después de dos o tres días de la cultura como un color cambia en los medios de cultivo o de la estructura de bioprinted. Por lo tanto, la esterilización (desinfección física y química) es un paso clave para todos los procesos relacionados con la célula. Notable, gelatina de autoclave cambia sus propiedades gelificantes, que hizo más l...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Tao Jiang gracias el Consejo de becas de China (201403170354) y el Premio de Doctorado Ingeniería de McGill (90025) para la financiación de su beca. Jose G. Munguia-Lopez gracias CONACYT (250279, 290936 y 291168) y FRQNT (258421) para la financiación de su beca. Salvador Flores Torres agradece a CONACYT la beca de financiación (751540). Joseph M. Kinsella gracias a la ciencia nacional y Consejo de investigación de ingeniería, la Fundación Canadiense para la innovación, la Fundación de la familia Townshend Lamarre y Universidad de McGill para su financiación. Nos gustaría agradecer a Allen Ehrlicher por permitirnos usar su reómetro, Dan Nicolau por permitirnos usar su microscopio confocal y Morag parque para nosotros otorgando acceso a líneas celulares fluorescencia marcada.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Alginato de sodioFMC BioPolymerCAS-No: 9005-38-3Protanal LF 10/60 FT
GelatinaSigma-AldrichG9391Tipo B de piel bovina
Solución salina tamponada con fosfato de Dubelcco (DPBS 1X)GibcoLS141901361×, sin calcio, sin magnesio
Placa calefactora magnéticaCorning N/A Agitador/placa calefactora modelo PC-420
Tubos de centrífuga de 50 mLCorning352098 Falcon® 50mL Tubo de centrífuga PP de alta claridad, fondo cónico,
centrífugaGMIN/ASorvall RT6000D, GMI, EE. UU.
Cloruro de calcio anhidroSigma-AldrichC1016
MilliQ aguaMilliporeN/A
Millipore 0.22 y micro; m filtersMilliporeSLGS033SBMillex-GS Unidad de filtro de jeringa, 0.22  y micro; m, mezclas de ésteres de celulosa, 33  mm, óxido de etileno esterilizado
Reómetro de oscilación MCR 302Anton PaarN/A
Reómetro herramienta de medición CP25Anton Paar79038Geometría de placa cónica para reómetro
RheoCompassAnton PaarN/AReómetro de control por software MCR 302
Microscopio electrónico de barridoHitachi N/ASEM, Hitachi SU-3500 Presión variable
Paraformaldehído, 96%, extra puroAcros Organics416785000
medio de águila modificado Dulbecco (DMEM)Gibco11965092
Solución antibiótica/antimicótica (100X) estabilizadoSigmaA5955
Suero fetal bovinoWisent Bioproducts080-150
Matraces de cultivo celular T-75Sigma-Aldrich CLS43064175 cm2 Tratamiento de superficies con TC
Bioimpresora 3D BioScaffolder 3.1GeSiMN/A
GeSim softwareGeSiMN/ASoftware de control BioScaffolder 3.1
Cartucho de 10cc resistente a los rayos UVEFD Nordson7012126
Tapa finalEFD Nordson 7014472
Tapa de puntaEFD Nordson
pistón EFD Nordson7012182
Boquilla de acero inoxidable G25EFD Nordson7018345
Baño de aguaVWRN/A
AgarosaSigma-AldrichA9539Biorreactivo, para biología molecular
Costar Placas de 6 pocillos Corning3516TC Placas de pocillos múltiples, envueltas individualmente, estériles 
Microscopio invertido de disco giratorio confocalOlympus Life ScienceN/AOlympus IX83
MTS kit de ensayoPromegaG3582CellTiter 96® AQueous  Ensayo de proliferación celular de una solución 
Kit de citotoxicidad de viabilidad viva/muertaSondas moleculares,ThermoFisher ScientificL3224
Tripsina 0.25/EDTA 1XGibco25200-072
Corning Placa de 96 pocillosCorning3595Poliestireno transparente de fondo plano TC Microplaca, envuelta individualmente, con tapa de baja evaporación,
autoclave estéril TuttnauerHeidolph BrinkmannN/AHeidolph Tuttnauer 2540E Esterilizador de Autoclave Modelo Electrónico con 4 Bandejas de Acero Inoxidable, 23L de Capacidad
Trypan BlueInvitrogen T10282Solución al 0,4%
EtanolAlcoholes comercialesP016EA95Alcoholes especiales Greenfield
Incubadora 2PanasonicN/AMCO 19AIC-PA
 SP ScientificN/AVirtis Sentry 2.0
SolidWorksDassault SystemsN/AUn software CAD utilizado para construir un modelo demostrativo similar a una hélice
MATLABThe MathWorksN/AUn software de programación utilizado para generar código G para BioScaffolder 3.1
estéril 7014469

Referencias

  1. Cui, X., Hartanto, Y., Zhang, H. Advances in multicellular spheroids formation. Journal of the Royal Society Interface. 14 (127), (2017).
  2. Yip, D., Cho, C. H. A multicellular 3D heterospheroid model of liver tumor and stromal cells in collagen gel for anti-cancer drug testing. Biochemical and Biophysical Research Communications. 433 (3), 327-332 (2013).
  3. Breslin, S., O'Driscoll, L. The relevance of using 3D cell cultures, in addition to 2D monolayer cultures, when evaluating breast cancer drug sensitivity and resistance. Oncotarget. 7 (29), 45745-45756 (2016).
  4. Yue, X., Lukowski, J. K., Weaver, E. M., Skube, S. B., Hummon, A. B. Quantitative proteomic and phosphoproteomic comparison of 2D and 3D colon cancer cell culture models. Journal of Proteome Research. 15 (12), 4265-4276 (2016).
  5. Priwitaningrum, D. L., et al. Tumor stroma-containing 3D spheroid arrays: a tool to study nanoparticle penetration. Journal of Controlled Release. 244 (Pt B), 257-268 (2016).
  6. Hong, S., et al. Cellular behavior in micropatterned hydrogels by bioprinting system depended on the cell types and cellular interaction. Journal of Bioscience and Bioengineering. 116 (2), 224-230 (2013).
  7. Dolati, F., et al. In vitro evaluation of carbon-nanotube-reinforced bioprintable vascular conduits. Nanotechnology. 25 (14), 145101(2014).
  8. Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nature Biotechnology. 32 (8), 773-785 (2014).
  9. Kang, H. W., et al. A 3D bioprinting system to produce human-scale tissue constructs with structural integrity. Nature Biotechnology. 34 (3), 312-319 (2016).
  10. Miller, J. S., et al. Rapid casting of patterned vascular networks for perfusable engineered three-dimensional tissues. Nature Materials. 11 (9), 768-774 (2012).
  11. Jia, W., et al. Direct 3D bioprinting of perfusable vascular constructs using a blend bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  12. Kolesky, D. B., Homan, K. A., Skylar-Scott, M. A., Lewis, J. A. Three-dimensional bioprinting of thick vascularized tissues. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (12), 3179-3184 (2016).
  13. Lee, V., et al. Design and fabrication of human skin by three-dimensional bioprinting. Tissue Engineering Part C: Methods. 20 (6), 473-484 (2014).
  14. Jiang, T., et al. Directing the self-assembly of tumour spheroids by bioprinting cellular heterogeneous models within alginate/gelatin hydrogels. Scientific Reports. 7 (1), 4575(2017).
  15. Knowlton, S., Onal, S., Yu, C. H., Zhao, J. J., Tasoglu, S. Bioprinting for cancer research. Trends in Biotechnology. 33 (9), 504-513 (2015).
  16. Derby, B. Printing and prototyping of tissues and scaffolds. Science. 338 (6109), 921-926 (2012).
  17. Nair, K., et al. Characterization of cell viability during bioprinting processes. Biotechnology Journal. 4 (8), 1168-1177 (2009).
  18. Costa, E. C., et al. 3D tumor spheroids: an overview on the tools and techniques used for their analysis. Biotechnology Advances. 34 (8), 1427-1441 (2016).
  19. Zhao, Y., et al. Three-dimensional printing of Hela cells for cervical tumor model in vitro. Biofabrication. 6 (3), 035001(2014).
  20. Ling, K., et al. Bioprinting-based high-throughput fabrication of three-dimensional MCF-7 human breast cancer cellular spheroids. Engineering. 1 (2), 269-274 (2015).
  21. Liang, Y., et al. A cell-instructive hydrogel to regulate malignancy of 3D tumor spheroids with matrix rigidity. Biomaterials. 32 (35), 9308-9315 (2011).
  22. Szot, C. S., Buchanan, C. F., Freeman, J. W., Rylander, M. N. 3D in vitro bioengineered tumors based on collagen I hydrogels. Biomaterials. 32 (31), 7905-7912 (2011).
  23. Carey, S. P., Kraning-Rush, C. M., Williams, R. M., Reinhart-King, C. A. Biophysical control of invasive tumor cell behavior by extracellular matrix microarchitecture. Biomaterials. 33 (16), 4157-4165 (2012).
  24. Hospodiuk, M., Dey, M., Sosnoski, D., Ozbolat, I. T. The bioink: a comprehensive review on bioprintable materials. Biotechnology Advances. 35 (2), 217-239 (2017).
  25. Caliari, S. R., Burdick, J. A. A practical guide to hydrogels for cell culture. Nature Methods. 13 (5), 405-414 (2016).
  26. Bhutani, U., Laha, A., Mitra, K., Majumdar, S. Sodium alginate and gelatin hydrogels: viscosity effect on hydrophobic drug release. Materials Letters. 164, 76-79 (2016).
  27. Biswal, D., et al. Effect of mechanical and electrical behavior of gelatin hydrogels on drug release and cell proliferation. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 53, 174-186 (2016).
  28. Rowley, J. A., Madlambayan, G., Mooney, D. J. Alginate hydrogels as synthetic extracellular matrix materials. Biomaterials. 20 (1), 45-53 (1999).
  29. Djabourov, M., Leblond, J., Papon, P. Gelation of aqueous gelatin solutions. I. Structural investigation. Journal de Physique (France). 49 (2), 319-332 (1988).
  30. Djabourov, M., Leblond, J., Papon, P. Gelation of aqueous gelatin solutions. II. Rheology of the sol-gel transition. Journal de Physique (France). 49 (2), 333-343 (1988).
  31. Coussot, P. Rheometry of Pastes, Suspensions, and Granular Materials: Applications in Industry and Environment. , Wiley-Interscience. Hoboken, NJ. (2005).
  32. Ouyang, L., Yao, R., Zhao, Y., Sun, W. Effect of bioink properties on printability and cell viability for 3D bioplotting of embryonic stem cells. Biofabrication. 8 (3), 035020(2016).
  33. Michon, C., Cuvelier, G., Launay, B. Concentration dependence of the critical viscoelastic properties of gelatin at the gel point. Rheologica Acta Rheologica Acta: An International Journal of Rheology. 32 (1), 94-103 (1993).
  34. Mouser, V. H., et al. Yield stress determines bioprintability of hydrogels based on gelatin-methacryloyl and gellan gum for cartilage bioprinting. Biofabrication. 8 (3), 035003(2016).
  35. Benbow, J. J., Oxley, E. W., Bridgwater, J. The extrusion mechanics of pastes-the influence of paste formulation on extrusion parameters. Chemical Engineering Science. 42 (9), 2151-2162 (1987).
  36. Bingham, E. C. Fluidity and plasticity. , McGraw-Hill. New York, NY. (1922).
  37. Horrobin, D. J., Nedderman, R. M. Die entry pressure drops in paste extrusion. Chemical Engineering Science. 53 (18), 3215-3225 (1998).
  38. Soman, P., et al. Cancer cell migration within 3D layer-by-layer microfabricated photocrosslinked PEG scaffolds with tunable stiffness. Biomaterials. 33 (29), 7064-7070 (2012).
  39. Asghar, W., et al. Engineering cancer microenvironments for in vitro 3-D tumor models. Materials Today. 18 (10), 539-553 (2015).
  40. Lin, R. Z., Chang, H. Y. Recent advances in three-dimensional multicellular spheroid culture for biomedical research. Biotechnology Journal. 3 (9-10), 1172-1184 (2008).
  41. Akasov, R., et al. Formation of multicellular tumor spheroids induced by cyclic RGD-peptides and use for anticancer drug testing in vitro. International Journal of Pharmaceutics. 506 (1-2), 148-157 (2016).

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