Modelos de mamíferos in vivo de defectos óseos de tamaño crítico son esenciales para los investigadores estudiando mecanismos de curación y tratamientos ortopédicos. Aquí, presentamos un protocolo para la creación de defectos reproducibles, segmentarias, femorales en ratas estabilizadas con fijación externa.
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Artículo de método
Un modelo confiable y Reproducible tamaño crítico Femoral defecto segmentario en ratas estabilizado con un Fixator externo personalizado
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Resumen
Resumen
Investigación Ortopédica depende en gran medida de modelos animales para estudiar mecanismos de hueso curativo en vivo , así como investigar las nuevas técnicas de tratamiento. Tamaño crítico defectos segmentarios están cuestionando a tratar clínicamente, y esfuerzos de investigación podrían beneficiarse de un modelo animal pequeño confiable, ambulatorio de un defecto femoral segmentario. En este estudio, presentamos un protocolo quirúrgico optimizado para la creación coherente y reproducible de un defecto crítico diafisaria de 5 mm en un fémur de rata estabilizada con un fixator externo. La ostectomía diafisaria se realizó mediante una plantilla personalizada para colocar 4 bicortically alambres de Kirschner, que fueron estabilizados con un dispositivo de fijador externo adaptado. Una sierra oscilante de hueso fue usado para crear el defecto. Una esponja de colágeno solamente o una esponja de colágeno empapado de rhBMP-2 fue implantada en el defecto, y la curación del hueso fue monitoreada durante 12 semanas con las radiografías. Después de 12 semanas, las ratas fueron sacrificadas, y el análisis histológico se realizó en el control suprimido y tratados fémur. Defectos óseos que contienen esponja de colágeno solamente dio lugar a no sindicalizados, mientras que rhBMP-2 tratamiento produjo la formación de una remodelación de hueso perióstico nuevo y cruel. Fijación recuperada bien después de la implantación y externa de animales tuvo éxito en la estabilización de los defectos femorales durante 12 semanas. Este modelo quirúrgico optimizado podría aplicarse fácilmente para estudiar hueso curativo y probar nuevos biomateriales ortopédicos y terapias regenerativas en vivo.
Introducción
Cirugía ortopédica traumatológica se centra en el tratamiento de una amplia gama de fracturas complejas. Crítica ósea segmentaria diafisaria defectos han demostrado ser difíciles de tratar clínicamente debido a la disminución de la capacidad regenerativa del músculo circundante y periostio, así como la falta de locales angiogénesis1. Técnicas de tratamiento modernos incluyen fijación quirúrgica con injerto óseo, retardada de injerto óseo (Masquelet), transporte óseo, fusión o amputación2,3,4. En la mayoría de los pacientes que tienen función ambulatoria conservada después de su trauma, con extremidades distales funciona bien, salvar la extremidad es claramente un mejor tratamiento opción5. Estos tratamientos de salvamento a menudo requieren efectuadas intervenciones sobre un curso de tratamiento. Algunos autores han sugerido que la fijación externa es superior en comparación con la superficie de fijación interna para estas aplicaciones debido a los daños de la disminución del tejido durante la implantación, disminuida implantada y mayor ajustabilidad postoperatoria de el fijador6. Sin embargo, un ensayo controlado aleatorio prospectivo está actualmente en marcha ayudar a aclarar esta controversia de internos versus fijación externa en las fracturas abiertas graves de la tibia7. Lamentablemente, con cada tratamiento seleccionado, importantes tasas de complicación y falta persistan8,9. Con cualquier método de tratamiento, con respecto a la pérdida ósea segmentaria, el cirujano debe lidiar con segmentarios diafisarias defectos que presentan desafíos importantes. Correcciones de defectos segmentarios deben maximizar la estabilización ósea y mejorar simultáneamente el proceso osteogénico10,11.
Debido a la importancia clínica, sin embargo, el volumen más bajo, de defectos segmentarios diafisarias tamaño crítico, un modelo eficaz y reproducible del animal es necesario para permitir que equipos de investigación avanzar en técnicas de tratamiento y, en definitiva, mejorar los resultados clínicos. Los investigadores deben estudiar en vivo fisiológico mecanismos curativos en un modelo animal mamífero. Aunque tales modelos de fijación externa ya existen12,13,14,15, esperamos proporcionar un método más fiable para no-cooperativas de ahorro y en los animales no tratados, disminución de costos a través de la opción de materiales asequibles fixator y contorno un protocolo quirúrgico simple de fácil aplicación para futuros estudios. El objetivo principal de este protocolo es establecer un modelo confiable y reproducible de un defecto crítico diafisario en ratas. El procedimiento se evaluó mediante la evaluación de la estabilización y el hueso curativo en fémur de rata durante 12 semanas. Los objetivos secundarios incluidos: hacer un modelo asequible como un costo efectivo como sea posible, simplificar el abordaje quirúrgico y estabilización y garantizar la ética de cuidado de los animales. Los autores y el equipo de investigación realizaron experimentos preliminares con una gama de diferentes biomateriales y posibles terapias regenerativas para mejorar la cicatrización en este defecto segmentario.
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Protocolo
Las ratas utilizadas en este estudio recibieron el cuidado diario de acuerdo con las pautas de AVMA para la eutanasia de animales: 2013 edición16. El cuidado de Animal institucional y Comité de uso en la Universidad de Wisconsin-Madison evaluaron y aprobaron este protocolo experimental antes de que comenzara el proyecto.
1. los animales
- Utilice las exogámica ratas macho Sprague-Dawley con aproximadamente 350 g de peso.
2. preparación de hueso Morphogenetic Protein-2 (rhBMP-2) empapado esponja andamios
Nota: Preparación del andamio debe ocurrir justo antes de la implantación en el fémur (véase paso 6.14).
- Siga las instrucciones del fabricante para el uso de un kit de injerto de hueso de rhBMP-2 establecido que contiene una esponja de colágeno liofilizado rhBMP-2 y agua estéril para reconstitución17. Mantenimiento de la esterilidad, reconstituir la rhBMP-2 con el agua estéril a una concentración de 1.5 mg/mL.
- Utilizando unas tijeras estériles y una regla estéril, recortar la esponja de colágeno empapadas de rhBMP-2 para remodelar a un 5 x 3 mm x defecto mm 3.
- Utilizando una jeringa, distribuya la solución rhBMP-2 en la esponja de colágeno por lo que se absorbe.
3. preparación del dispositivo de fijación externa personalizada
Nota: Ver figura 1A para la lista más completa de dimensiones.
- Corte aluminio stock de hoja (tipo 6061, 0,088" grueso) a dos piezas (1,4" x 6") utilizando una sierra de calar u otra herramienta apropiada.
- Montar una pieza en la fresadora y, con un 1/8" 90°-punto carburo taladro Molino, corte cuatro surcos de 'V' (0.035" profundo) a lo largo. Dejar la pieza libre de cortes.
- Cortar las placas individuales de 0.3" ancho de las dos piezas (figura 1B). Mida y perfore agujeros para rosca 4-40. Toque la placa con ranuras de 'V' con el hilo de rosca 4-40. Perfore la placa sin ranuras para un taladro de cuerpo tornillo #4.
- Arena de ambas piezas para redondear esquinas y reducir el peso (figura 1).
- Atornillar piezas junto con 4-40, 18-8 acero inoxidable botón tornillos de cabeza hueca (0,25") para que los surcos queden al ras contra la placa normal (figura 1)
4. procedimiento anestesia y analgesia
- Inducir la anestesia mediante la colocación de la rata en cámara de inducción, entrega de 4 L O2/min con 4% de isoflurano.
Atención: Personal de investigación debe evitar la inhalación de gas anestésico y mantener campana adecuada y ventilación en el laboratorio. - Quite la rata de la cámara después de la rata pierde righting reflex, coloque un cono de la nariz y ponga en la dosis de mantenimiento de la anestesia a través de la nariz (O2 caudal a 2-3 L/min y 0.8% isoflurano).
- Colocar la rata en la almohada o bajo la luz de calentamiento para prevenir la hipotermia.
- Prueba el reflejo palpebral o pellizque el dedo para confirmar la adecuada profundidad de la anestesia.
- Aplicar lubricación a los ojos para evitar la desecación de la córnea.
- Entregar una inyección subcutánea de la buprenorfina de liberación prolongada (1 mg/kg) en el tronco/dorso de la rata, lejos el sitio quirúrgico, para proporcionar analgesia durante 3 días después de la cirugía.
5. asepsia preparación y antibióticos preventivos
- Afeitar el área alrededor de hindleg usandode la 13 costilla, el pie, la línea media dorsal y la línea media ventral como márgenes.
- Zona de matorral afeitado utilizando gasa estéril de 2 x 2 con 10% de povidona-yodo seguida por 70% EtOH (4 veces cada uno, alternando).
- Administrar una inyección intramuscular de cefazolina (20 mg/kg) en el cuadriceps operativa.
- Administrar enrofloxacina (0.25 mg/ml) en agua de bebida durante 7 días postoperatoriamente para protección continua de antibióticos.
- Coloque las ratas en alimentos medicados (p. ej., Uniprim) para la duración del estudio para prevenir las infecciones de las vías de pin.
- Aplique ungüento antibiótico doble a la interfaz de la piel-pin una vez diariamente por 3 días postoperatoriamente.
Nota: Evite cualquier pin de fijación externa o apretar aflojar que puede contribuir al desarrollo de una infección.
6. quirúrgico
Nota: Hacer un concertado esfuerzo para mantener un campo estéril y espacio de trabajo y seguir una técnica aséptica a lo largo de la totalidad del caso.
- Extender la pierna depilada a través de paño fenestrado, claro pegajoso y Banco quirúrgica cubierta en toallas estériles para crear un campo estéril.
- Palpe el fémur y use una hoja #15 para crear una incisión anterolateral a través de la piel que va desde la rótula hasta el trocánter mayor en el fémur proximal.
- Con cuidado haga una incisión en la fascia de la pierna lateral a lo largo del septo intermuscular para separar el músculo vasto lateral del cuadriceps anterior de los tendones de la corva posteriorly hasta que quede expuesto el fémur lateral. Preservar la inserción del tendón glúteo abductor en el trocánter mayor.
- Realizar una disección cuidadosa, de circunferencial de tejido blando atraumático y exponer el fémur en su diáfisis media a partir de la superficie lateral. Para ello, utilice una hoja #15 para cortar suavemente el músculo del hueso subyacente, manteniendo la cuchilla paralelo contra el contorno de la superficie del hueso. Utilice un elevador perióstico para levantar el músculo del hueso expuesto se diseca y continuar alrededor del eje femoral hasta 7-10 mm de diáfisis central ha desaparecido de los tejidos blandos en los lados para prepararse para la ostectomía.
Nota: Evitar lesiones para el paquete neurovascular femoral medial. - Inserte cuatro alambres de Kirschner (k) de 1,0 mm: 2 proximal y distal en el fémur perpendicular del fémur lateral, 2 dirigido recto lateral a medial. Asegurarse de que todos los pernos encajen ambas cortezas (bicortical) para una estabilidad adecuada (figura 2A).
- Comience con el perno distal más primero, a nivel del epicóndilo lateral. Plantilla de lugar ras de fémur distal lateral e inserte una punta roscada 1,0 k-wire.
- Manteniendo la posición de la plantilla en el hueso, identificar donde el pin más próximo entrará en el hueso en los agujeros de la plantilla base. Una vez determinada la posición, cuidadosamente haga una incisión paralela a las fibras del tendón del glúteo según sea necesario para crear un pequeño espacio en el tejido para el próximo pin paso minimizando daño yatrogénico al tendón. Perfore un 1,0 mm sin rosca k-alambre en esta brecha, asegurando otra vez que el pin compromete ambas corticales (figura 2B).
- Mantener la posición de la plantilla en contacto con el hueso y perfore dos 1.0 mm roscada k-alambres, uno a cada lado del sitio de defecto futuro. Asegurar el pasador ambas cortezas (figura 2).
- Colocar el fijador externo nivel 1 cm por encima de piel y atornillar firmemente, bloqueo de la barra en su lugar. Clip de las longitudes de perno exceso (Figura 2D).
- Preparar para la ostectomía (creación de defecto) mediante la colocación de un retractor pequeño, curvado alrededor del fémur anterior y posterior para proteger el tejido suave circundante, el músculo y el paquete neurovascular. Utilizando un oscilante sagital ~ 5 mm hoja de sierra, con mucha precaución crear un defecto segmentario de 5 mm a través de la diáfisis media. Aplique una luz, incluso la presión con la sierra para evitar fractura innecesaria (Figura 2E).
- Aplicar pequeñas cantidades de riego (temperatura 0,9% solución salina estéril normal (NS)) según sea necesario durante la creación de defecto para evitar la necrosis térmica del hueso.
- Lave la herida con 10 mL de NS después de crear el defecto.
- Administrar 0,1 mL de un bupivacaína 0.25% con epinefrina (1: 200, 000) a la herida como un analgésico y vasoconstrictor.
- Inserte el andamio (5 x 3 x 3 mm) de la esponja de colágeno o rhBMP-2 había empapado esponja (del paso 2) en el defecto. Cada andamio debe dimensionarse adecuadamente para abarcar la longitud y el volumen del defecto, ayudando a que la esponja permanece en posición.
Nota: en este punto, complejos de mRNA pueden ser preparados e inyectados como se indica en pasos 7.1-7.3 abajo en caso de proyección de imagen de bioluminiscencia. - Cierre del plano muscular utilizando el patrón interrumpido simple con sutura absorbible 4-0. Cerrar la capa de la piel mediante un corriente patrón subcuticular con sutura absorbible 4-0 y cola para cerrar brechas en las clavijas que sobresalen de la piel.
- Quite la rata del cono de nariz, quedan en la almohada y monitorear continuamente hasta que la rata es capaz de mantener siempre una postura erguida. En este punto, colocar en una jaula limpia para recuperarse.
7. preparación de mRNA complejado y proyección de imagen de bioluminiscencia
Nota: Transfección con complejos de mRNA debe realizarse durante la cirugía 1 día antes de la proyección de imagen de la luminescencia. Utilizar técnicas estériles al manipular el mRNA.
- Mezclar 10 μl de la codificación del mRNA para Gaussia luciferasa (stock concentración de 1 μg/μl) con 30 μL del agente transfecting lipídico.
- Permiten los complejos de mRNA de lípidos para formar por incubación durante al menos 5 minutos a temperatura ambiente. El agente transfecting lipídico condensará las moléculas de mRNA, les estabilización y mejora de la eficiencia de transfección.
Nota: Si los complejos no se utilizan inmediatamente, guárdelos en hielo para un máximo de 1 h. - Con una pipeta μl 20 equipado con puntas de filtradas, inyectar la mitad del volumen de complejos de mRNA a los extremos distales y proximal del defecto, respectivamente.
- Al día siguiente, 3 minutos antes de la proyección de imagen, anestesiar la rata utilizando isoflurano inhalado según se describió anteriormente en el paso 4.1.
- Colocar la rata en un en vivo imágenes cámara equipada con un cono de nariz entrega mantenimiento isoflurano (0.8% de isoflurano, tarifa de entrega de2 O de 2-3 L/min).
- Inyectar coelenterazine resuspendió en solución salina a dosis de 4 mg/kg de peso corporal en la proximidad del defecto.
- Adquirir imágenes de bioluminiscencia con el en vivo imágenes de sistema (IVIS) según las instrucciones18 el fabricante.
8. proyección de imagen de protocolo
- Después de calibrar la máquina radiográfica simple, un sistema de rayos x19, anestesiar utilizando isoflurano inhalado como se describió anteriormente (ver paso 4.1) de rata y la rata en un cono de nariz con isoflurano inhalado (isoflurano de 0,8%, O2 tasa de entrega de 2-3 L/min) de una radiografía de fémur anteroposterior (AP).
- Mientras que la rata es de recumbency esternal, avance de la cirugía trasera adelante, flexión en la cadera y sofocar la articulación. Flexión de la articulación de la Babilla a aproximadamente 90°. La cinta el lado plantar de la pata hacia abajo, cerca de la pared del cuerpo. Posición de la tibia hacia delante del fémur para eliminar la posibilidad de superposición de los huesos. Para proporcionar ligera abducción de la cadera, coloque una esponja translúcida (aproximadamente 15 mm de espesor) en la región de la ingle. Obtener una imagen (cráneo caudal) antero-posterior del fémur.
- Repita este vistas radiográficas de fémur AP inmediatamente después de la cirugía, 4 semanas y 12 semanas. Utilice cinta adhesiva y gasa para posicionar adecuadamente la extremidad del animal por la calidad y la proyección de imagen consistente.
- Retire el cono de nariz de la rata y monitorear continuamente hasta que la rata es capaz de mantener siempre una postura erguida. A continuación, vuelva a colocar la jaula.
9. procedimiento histológica
- Eutanasia ratas en una cámara con inhalado CO2 según la AVMA estándares éticos16.
- Después de eutanasia, afeitarse la trasera, quitar la piel de la parte dispositiva de la extremidad y desarticular el fémur en la cadera. Retire con cuidado todo el tejido suave del fémur operativo (incluyendo todos los músculos, tendones y ligamentos). Dejar solamente una capa delgada de músculo que rodea el sitio de defecto para proteger la región curación de daños involuntarios durante la disección.
- Colocar el fémur en 10% neutro tamponado con formalina a temperatura ambiente durante 3-4 días para permitir la fijación. Mantener un formol 15:1 cociente del volumen del tejido. Cambiar la solución una vez a medio camino a través del proceso de fijación.
- Descalcificar el fémur en una solución de pH 6,5 (EDTA) ácido de 15% etilendiaminotetracético durante 3-4 semanas. Recoger las radiografías de serie para determinar el punto final de descalcificación.
- Atraviesan el fémur longitudinalmente con un corte de anterior a posterior en el plano sagital. Presentar tejido para inclusión en parafina estándar y hematoxilina y eosina (H & E) tinción.
- Enviar diapositivas H & E a un patólogo para la evaluación histológica.
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Resultados
Las cirugías se realizaron en aproximadamente una hora por un cirujano con la ayuda de un asistente. Después de optimización quirúrgica, intra - y las complicaciones postoperatorias se redujeron considerablemente y usan del aparato de plantilla asegurado tamaño constante (5 x 3 x 3 mm) y la localización de los defectos femorales. Las ratas fueron ambulatoria recuperación inmediatamente después de la anestesia y no aparece que cualquier patrón de comportamiento alterado; su marcha no era a...
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Discusión
Pequeños modelos animales de lesiones ortopédicas como fracturas de huesos completa permiten investigación que explora los mecanismos de osteogénesis y evaluar el potencial terapéutico de biomateriales20. Este estudio presenta una rata defecto segmentario modelo estabilizado por un fijador externo personalizado que un equipo de laboratorio e ingeniería biomédica puede reproducir fácilmente para otros estudios de carga osteosíntesis reparación de hueso.
Estudios previos ...
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Divulgaciones
Los autores no declaran competencia de intereses financieros o beneficios. No ha habido ningún beneficio recibido directa o indirectamente por los autores de este artículo.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por un equipo de NIH Grant 1S10OD023676-01 con apoyo adicional a través de la Universidad de Wisconsin departamentos de Ortopedia y rehabilitación y escuela de medicina y salud pública. Queremos reconocer la UW Carbone cáncer centro apoyo beca P30 CA014520 y uso de su pequeña facilidad la proyección de imagen del Animal, así como la beca de formación de NIH 5T35OD011078-08 apoyo de H. Martin. También agradecemos a Michael y Mary Sue Shannon por su apoyo de la Asociación de regeneración musculoesquelética.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Solución salina estéril al 0,9 % | Baxter | 2F7124 | Se utiliza para irrigar heridas y rehidratar |
| el 10 % de yodo/povidona | Carefusion | 1215016 | Se utiliza para preparar la piel |
| 10 % de formalina tamponada neutra | VWR | 89370094 | Utilizado como fijador |
| Alambre de kirschner sin rosca de 1 mm | DePuy Synthes | VW1003.15 | Esterilizado, utilizado para el pin |
| más proximalAlambre Kirschner roscado de 1 mm | DePuy Synthes | VW1005.15 | Esterilizado, utilizado para las 3 ranuras de clavija más distales |
| Gasa 2x2 | Covidien | 4006130 Esterilizado, utilizado para preparar la piel y absorber la sangre | |
| Sutura Vicryl 4-0 | Ethicon 4015304 | Se utiliza para cerrar las capas musculares y de la piel | |
| 4-40 x 0.25 ", 18-8 tornillos de cabeza de botón de acero inoxidable | Genérico | Fijador externo montaje | |
| 4200 Driver inalámbrico | Stryker | OR-S-4200 | Se utiliza para perforar cables kirschner |
| Gasa 4x4 | Covidien | 1219158 | Esterilizado, utilizado para absorber sangre |
| 70 % Etanol | Se utiliza para preparar la piel | ||
| Baytril | Bayer Healthcare LLC, División de salud animal | 312.10010.3 | Añadido al agua como antibiótico |
| Cefazolin | Hikma Productos farmacéuticos | 8917156 | Antibiótico preoperatorio |
| CleanCap ARNm de la luciferasa de Gaussia (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7205 | ARNm modificado que codifica para la luciferasa de Gaussia, se mantiene en hielo durante el uso |
| NanoLight | de celenterazina | 303 | Sustrato para la luciferasa Guassia, utilizado para evaluar la actividad de la luciferasa in vivo |
| Pomada antibiótica doble | Johnson & Johnson consumer Inc | 8975432 | Se aplica a los sitios de los clavos después de la operación como cuidado |
| de heridas Microcuchilla de doble corte | Stryker | 5400-003-410 | Se utiliza para crear un defecto de 5 mm en el fémur |
| Ácido etilendiamina tetraacético (EDTA) | Fisher | BP120-500 | Se utiliza para descalcificar el hueso para prepararlo para la histología |
| Buprenorfina de liberación prolongada | ZooPharm | Se utiliza como alivio del dolor de 3 días | |
| Fenestrado cortinas | 3M | 1204025 | Se utiliza para establecer el campo estéril |
| Cable de la pieza de mano para TPS | Stryker | OR-S-5100-4N | Se utiliza para crear un defecto de 5 mm en el fémur |
| Almohadilla térmica | K& H Pet Products | 121239 | Mantenimiento de la temperatura corporal de la rata |
| Destornillador hexagonal | Wiha | 263/1/16 " X 50 | Apriete del fijador externo |
| Cámara de inducción | Anestesia genérica | para ratas | |
| Infusión de esponja de colágeno con proteína morfogénica ósea humana recombinante-2 | Medtronic | 7510200 | Tratamiento clínicamente relevante utilizado como control positivo |
| Isoflurano | Clipper | 10250 | Anestesia para ratas |
| IVIS | Perkin Elmer | 124262 | Modalidad de imágenes de bioluminiscencia |
| Plantilla personalizada | Se utiliza para colocar alfileres bicorticales | ||
| Lipofectamine MessengerMAX | Fisher Scientific | LMRNA003 | agente complejante de ARNm que permite la administración de ARNm |
| Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0,25%) y Epinefrina (1:200.000)) | APP Pharmaceuticals, LLC | NDC 63323-468-37 | Aplicado al sitio quirúrgico para el alivio del dolor y la vasoconstricción |
| Agua estéril | Hospira | 8904653 | Utilizado como solvente para polvo de cefazolina |
| Placas fijadoras externas de titanio | Preparado a medida | en casa con chatarra de titanio y fresadora | |
| de rendimiento total (TPS) Consola | Stryker | OR-S-5100-1 | Se utiliza para crear un defecto de 5 mm en el fémur |
| TPS MicroSaggital Saw | Stryker | OR-S-5100-34 | Se utiliza para crear un defecto de 5 mm en el fémur |
| Faxitron Ultrafocus con DXA | Faxitron | Modalidad de imágenes radiográficas de alta resolución | |
| Dieta para ratas Uniprim Envigo | TD.06596 | Dieta para ratas medicadas | |
| Interruptor de mano universal para TPS | Stryker | OR-S-5100-9 | Se utiliza para crear 5 mm defecto en el fémur |
| Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469 | Cierre cutáneo |
Referencias
- Filipowska, J., Tomaszewski, K. A., Niedźwiedzki, Ł, Walocha, J. A., Niedźwiedzki, T. The role of vasculature in bone development, regeneration and proper systemic functioning. Angiogenesis. 20 (3), 291-302 (2017).
- Charalambous, C. P., Akimau, P., Wilkes, R. A. Hybrid monolateral-ring fixator for bone transport in post-traumatic femoral segmental defect: A technical note. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 129 (2), 225-226 (2009).
- Xing, J., et al. Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering. The Journal of Surgical Research. 192 (2), 454-463 (2014).
- Chadayammuri, V., Hake, M., Mauffrey, C. Innovative strategies for the management of long bone infection: A review of the Masquelet technique. Patient Safety in Surgery. 9 (32), (2015).
- Koettstorfer, J., Hofbauer, M., Wozasek, G. E. Successful limb salvage using the two-staged technique with internal fixation after osteodistraction in an effort to treat large segmental bone defects in the lower extremity. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 132 (19), 1399-1405 (2012).
- Fragomen, A. T., Rozbruch, S. R. The mechanics of external fixation. The Musculoskeletal Journal of Hospital for Special Surgery. 3 (1), 13-29 (2007).
- O’Toole, R. V., et al. A prospective randomized trial to assess fixation strategies for severe open tibia fractures: Modern ring external fixators versus internal fixation (FIXIT Study). Journal of Orthopaedic Trauma. 31, S10-S17 (2017).
- Fürmetz, J., et al. Bone transport for limb reconstruction following severe tibial fractures. Orthopedic Reviews. 8 (1), 6384(2016).
- Dohin, B., Kohler, R. Masquelet’s procedure and bone morphogenetic protein in congenital pseudarthrosis of the tibia in children: A case series and meta-analysis. Journal of Children's Orthopaedics. 6 (4), 297-306 (2012).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: Mechanisms and interventions. Nature Reviews Rheumatology. 11, 45-54 (2015).
- Pascher, A., et al. Gene delivery to cartilage defects using coagulated bone marrow aspirate. Gene Therapy. 11 (2), 133-141 (2004).
- Glatt, V., Matthys, R. Adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models. Journal of Visualized Experiments. (92), (2014).
- Betz, O. B., et al. Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects. The Journal of Bone and Joint Surgery. 88 (2), 355-365 (2006).
- Fang, J., et al. Stimulation of new bone formation by direct transfer of osteogenic plasmid genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (12), 5753-5758 (1996).
- Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. J. An easily reproducible and biomechanically standardized model to investigate bone healing in rats, using external fixation. Biomedizinische Technik. 52 (6), Berlin. 383-390 (2007).
- Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition. American Veterinary Medical Association. , (2013).
- McKay, W. F., Peckham, S. M., Badura, J. M. A comprehensive clinical review of recombinant human bone morphogenetic protein-2 (INFUSE Bone Graft). International Orthopaedics. 31 (6), 729-734 (2007).
- Living lmage Software. , Perkin Elmer. (2006).
- Bassett, J. H. D., Van Der Spek, A., Gogakos, A., Williams, G. R. Quantitative X-ray imaging of rodent bone by faxitron. Methods in Molecular Biology. , 499-506 (2012).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: Standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Lieberman, J. R., et al. The effect of regional gene therapy with bone morphogenetic protein-2-producing bone-marrow cells on the repair of segmental femoral defects in rats. The Journal of Bone and Joint Surgery. 81 (7), 905-917 (1999).
- Tsuchida, H., Hashimoto, J., Crawford, E., Manske, P., Lou, J. Engineered allogeneic mesenchymal stem cells repair femoral segmental defect in rats. Journal of Orthopaedic Research. 21 (1), 44-53 (2003).
- Jiang, H., et al. Novel standardized massive bone defect model in rats employing an internal eight-hole stainless steel plate for bone tissue engineering. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (4), 2162-2171 (2018).
- Baltzer, A. W., et al. Genetic enhancement of fracture repair: Healing of an experimental segmental defect by adenoviral transfer of the BMP-2 gene. Gene Therapy. 7 (9), 734-739 (2000).
- Li, Y., et al. Bone defect animal models for testing efficacy of bone substitute biomaterials. Journal of Orthopaedic Translation. 3 (3), 95-104 (2015).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
