Artículo de método

Ensayo de incubación de monedas para cuantificar las interacciones competitivas entre aislados de Vibrio fischeri

DOI:

10.3791/59759

⸱

22 de julio de 2019

 , 
1Department of Marine Sciences, University of North Carolina, Chapel Hill

En este artículo

Resumen

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Las bacterias codifican diversos mecanismos para participar en la competencia interbacteriana. Aquí, presentamos un protocolo basado en el cultivo para caracterizar las interacciones competitivas entre los aislados bacterianos y cómo afectan a la estructura espacial de una población mixta.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este manuscrito describe un ensayo de incubación de monedas basado en el cultivo para detectar y caracterizar interacciones competitivas entre dos poblaciones bacterianas. Este método emplea plásmidos estables que permiten que cada población sea etiquetada diferencialmente con distintas capacidades de resistencia a los antibióticos y proteínas fluorescentes para la selección y discriminación visual de cada población, respectivamente. Aquí, describimos la preparación y la incubación de monedas de cepas Vibrio fischeri competidores, imágenes por microscopía de fluorescencia y análisis cuantitativo de datos. Este enfoque es simple, produce resultados rápidos y se puede utilizar para determinar si una población mata o inhibe el crecimiento de otra población, y si la competencia se media a través de una molécula difusible o requiere contacto directo con células celulares. Debido a que cada población bacteriana expresa una proteína fluorescente diferente, el ensayo permite la discriminación espacial de las poblaciones competidoras dentro de una colonia mixta. Aunque los métodos descritos se realizan con la bacteria simbiótica V. fischeri utilizando condiciones optimizadas para esta especie, el protocolo se puede adaptar para la mayoría de los aislados bacterianos culturables.

Introducción

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Este manuscrito describe un método basado en el cultivo para determinar si dos aislados bacterianos son capaces de interacciones competitivas. Al estudiar poblaciones mixtas, es importante evaluar en qué medida interactúan los aislados bacterianos, particularmente si los aislados compiten directamente a través de mecanismos de interferencia. La competencia de interferenciase se refiere a las interacciones en las que una población inhibe directamente el crecimiento o mata a una población competidora1. Estas interacciones son importantes de identificar porque pueden tener efectos profundos en la estructura y funcióndeuna comunidad microbiana 2,3.

Se han descubierto ampliamente mecanismos para la competencia microbiana en genomas de bacterias de diversos entornos, incluidas las bacterias asociadas al huésped y las bacterias de vida libre4,5,6,7, 8,9. Se han descrito una variedad de estrategias de competencia10,11 incluyendo mecanismos difusibles, tales como productos químicos bactericidas1,12 y péptidos antimicrobianos secretados13 , así como mecanismos dependientes del contacto que requieren contacto de células celulares para transferir un efector inhibitorio a las células diana9,14,15,16,17 ,18.

Aunque las coincubadoras basadas en el cultivo se utilizan comúnmente en microbiología5,8,19, este manuscrito describe cómo utilizar el ensayo para caracterizar el mecanismo de competencia, así como sugerencias para adaptarse el protocolo para su uso con otras especies bacterianas. Además, este método describe múltiples enfoques para analizar y presentar los datos para responder a diferentes preguntas sobre la naturaleza de las interacciones competitivas. Aunque las técnicas descritas aquí se utilizaron anteriormente para identificar el mecanismo de matanza interbacteriana subyacente a la competencia intraespecífica entre cepas simbióticas de bacterias vibrio fischeri coaisladas19,son adecuadas para muchas especies bacterianas, incluidos los aislados ambientales y los patógenos humanos, y pueden utilizarse para evaluar los mecanismos competitivos difusibles y dependientes del contacto. Los pasos en el protocolo pueden requerir optimización para otras especies bacterianas. Dado que más sistemas modelo están ampliando sus estudios más allá del uso de organismos isogénicos para incluir diferentes genotipos10,16,20,21, este método será un recurso valioso para los investigadores que buscan entender cómo la competencia afecta a los sistemas multi-strain o multi-especie.

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Protocolo

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1. Preparar cepas para la incubación de monedas

  1. Elija una cepa de referencia adecuada que sirva como objetivo para la competencia bacteriana durante el ensayo de incubación de monedas. Consulte Discusión para conocer las prácticas recomendadas al seleccionar una deformación unitaria de referencia y cómo afectará la deformación unitaria de referencia a los resultados. En este protocolo, la cepa V. fischeri ES114 servirá como cepa de referencia.
  2. Determinar qué métodos de selección y cribado se utilizarán para distinguir entre los aislados en la incubación de monedas
    1. Típicamente, transforme cepas con plásmidos estables que contengan diferentes genes de resistencia a antibióticos (por ejemplo, kanamicina o cloramphenicol) para seleccionar para cada cepa, así como genes que codifican diferentes proteínas fluorescentes (por ejemplo, GFP o RFP) para tipos de cepas distintivas en la cocultura.
      NOTA: Se requiere el uso de plásmidos estables porque si una cepa pierde el plásmido en ausencia de selección, entonces los números de esta cepa serán subestimados cuando se cuantifiquen, y no serán detectables visualmente usando microscopía de fluorescencia.
    2. Etiqueta acuñada V. fischeri cepas diferencialmente tal que una cepa contiene el plásmido pVSV102, que expresa una proteína fluorescente verde (GFP) y resistencia al antibiótico kanamicina (KanR), y la segunda cepa contiene plásmido pVSV208, que expresa una proteína fluorescente roja (dsRed) y resistencia al antibiótico cloramphenicol (CmR)22.
      NOTA: Otras selecciones diferenciales se pueden utilizar para distinguir las cepas de coincubación. Consulte Discusión para obtener métodos adicionales.
    3. Incluya el siguiente control durante la optimización inicial del ensayo de incubación de monedas para asegurarse de que la selección es robusta. Placa cada cepa que se etiqueta diferencialmente en las placas de agar que contienen el antibiótico que debe seleccionar en su contra (es decir, la cepa de placa 1 en los medios que seleccionan para la cepa 2, y viceversa).
  3. Dos días antes del ensayo de incubación de monedas, la cepa de referencia de la racha pVSV102, la cepa de referencia pVSV208, y cada cepa de la competencia pVSV208 de las existencias de -80 oC en las placas de agar LBS que contienen el antibiótico adecuado (p. ej., 100 g/ml de kanamicina o 2 g/ml cloramphenicol) e incubar durante la noche a 24oC. Se requiere una selección de antibióticos para garantizar que todas las células contengan el plásmido al comienzo del experimento.
  4. Un día antes del ensayo, recoger y volver a rayar cuatro colonias individuales por tipo de cepa (replicaciones biológicas) en placas de agar LBS frescas con antibióticos apropiados e incubadas durante la noche a 24 oC.
    NOTA: Este paso puede requerir optimización para otras especies bacterianas, ya que pueden ser necesarios tiempos de incubación más largos o más cortos para obtener células suficientes dependiendo de la tasa de crecimiento del organismo de interés.

2. Cepas bacterianas de Coincubate

  1. Preparación de cada cepa bacteriana para la incubación(Figura1A)
    1. Usando un palillo estéril, raspe las células de la placa de agar (tanto como el tamaño de un grano de arroz) y vuelve a suspender las células en un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml que contiene 1 ml de caldo LBS. Rompe los grumos celulares presionándolos en el lado del tubo y pipeteando hacia arriba y hacia abajo vigorosamente.
    2. Tapar el tubo y el vórtice durante 1-2 s. Si los grumos celulares siguen siendo visibles, continúe con el vórtice o la pipeta hacia arriba y hacia abajo hasta que la muestra sea visualmente uniforme.
    3. Repita los pasos 2.1.1-2.1.2 para todas las muestras.
  2. Mida y registre la densidad óptica a 600 nm (OD600)para todas las muestras. Es probable que las muestras deban diluirse hasta diez veces utilizando el caldo LBS para obtener una medición precisa de la DoC. Normalizar cada muestra a OD600deseado. Las cepas se normalizan típicamente a un OD600 a 1,0, lo que se traduce en 106 bacterias/ml para V. fischeri.
    NOTA: Este paso puede requerir optimización para diferentes especies bacterianas ya que la densidad celular del inóculo afecta los resultados de la coincubación dependiendo del mecanismo de competencia. Consulte la discusión para la optimización.
  3. Variedades de coincubación(Figura1B,C)
    1. Mezcle la cepa de referencia y la cepa de la competencia en una proporción de 1:1 (v/v) añadiendo 100 ml de cada cepa (normalizada a OD 1.0) a un tubo centrífugo etiquetado de 1,5 ml. Como control, mezcle la deformación unitaria de referencia con una versión etiquetada diferencialmente de sí misma (deformación unitaria de referencia pVSV102 + deformación unitaria de referencia pVSV208). Este control es necesario para un análisis estadístico posterior para determinar si la presencia de una cepa de la competencia afecta al crecimiento de la cepa de referencia. Vortex el cultivo de cepas mixtas para 1-2 s.
      NOTA: Este paso puede requerir optimización, ya que la relación de inicio puede afectar significativamente a los resultados y puede ser necesario ajustarla. Consulte la discusión para la optimización.
    2. Repita el paso 2.3.1 para cada réplica biológica. Después de completar este paso, debe haber un total de ocho tubos de deformación mixta: cuatro réplicas biológicas con cepas de referencia etiquetadas diferencialmente (control), y cuatro réplicas biológicas con referencia etiquetada diferencialmente y cepas de la competencia ( experimentales).
    3. Detectar 10 ml de cada control y mezcla experimental en placas Petri que contengan agar LBS; estos puntos de cultivo se utilizarán para la microscopía de fluorescencia después de la incubación.
    4. Deje que las manchas se sequen completamente en el banco hasta que todo el líquido haya sido absorbido en el agar e incubar las placas De Petri a 24 oC durante 24 h. Se requiere un mínimo de 15 h para que las cepas V. fischeri etiquetadas con pVSV102 y pVSV208 crezcan a una densidad celular lo suficientemente alta como para visualizar GFP y RFP, respectivamente, a nivel de población utilizando un microscopio de disección de fluorescencia. Aquí, usamos una incubación de 24 h para tomar imágenes de puntos mixtos.
      NOTA: Es importante utilizar placas que no estén demasiado húmedas o demasiado secas. Si las placas están demasiado húmedas, las manchas de incubación de monedas no se absorben en la placa de agar; evitar el uso de platos vertidos el mismo día. Si las placas están demasiado secas, se pueden formar pequeñas ondas o grietas en la superficie del agar, haciendo que las manchas de incubación de monedas sean irregulares en forma.
    5. Usando las mismas suspensiones bacterianas que en el paso 2.3.3, detectar 10 ml de cada control y mezclas experimentales en placas de 24 pocillos que contienen 1 mL de agar LBS por poca. Al igual que en el paso 2.3.3, asegúrese de que el agar en placas de 24 pocillos tenga la humedad adecuada. Dejar que las manchas se sequen por completo e incuban a 24oC durante 5 h. Estos puntos de cultivo se utilizarán para cuantificar las unidades formadoras de colonias (Unidades formadoras de colonias) para cada cepa al final del experimento.
      NOTA: Las suspensiones bacterianas de detección para el crecimiento en pozos individuales permiten una resuspensión más fácil en el punto de tiempo final. Este paso se puede lograr utilizando piezas de filtro estériles cuadradas como un enfoque más económico para el uso de placas de 24 pocillos. Las piezas de filtro estériles cuadradas se pueden colocar en una placa de agar y 10 ml de cada mezcla experimental se pueden ver en estos filtros, en lugar de en placas de 24 pocillos. Después del tiempo de incubación de monedas, los filtros se pueden transferir a un tubo centrífugo de 1,5 ml y el punto de incubación de monedas se puede resuspender mediante el vórtice o la pipeteo hacia arriba y hacia abajo. Un tiempo de incubación de 5 h es suficiente para detectar la matanza interbacteriana entre V. fischeri aísla19,sin embargo, este tiempo de incubación de monedas puede necesitar ser más corto o más largo para otras especies o mecanismos competitivos. Consulte la discusión para obtener más detalles.
  4. Dilución en serie para iniciar el inóculo
    1. Para realizar una dilución en serie de las mezclas de inicio de la coincubación, gire una placa de 96 pocillos 90o para que haya ocho columnas y doce filas. Cada fila contendrá una muestra de la mezcla sin diluir en la primera columna seguida de siete diluciones seriales de diez veces en los pozos restantes de la fila (Figura2A).
    2. Etiquete cada fila con el identificador de deformación unitaria, el número de réplica y la hora (comenzando inoculum a T0). Etiquetar las placas de agar LBS complementadas con el antibiótico adecuado para detectar la serie de dilución. Asegúrese de identificar para qué cepa está seleccionando cada placa antibiótica.
    3. Usando una pipeta multicanal, agregue 180 mL de caldo LBS a cada pocal, dejando la primera columna vacía para la mezcla de coincubación sin diluir.
      NOTA: Los investigadores pueden optar por utilizar solución salina tamponada de fosfato (PBS) para resuspender las manchas de incubación de monedas y realizar dilución en serie si trabaja con una especie bacteriana de crecimiento particularmente rápido o realiza experimentos grandes en los que las diluciones en serie pueden mucho tiempo para actuar. El uso de PBS en estos casos evitará un crecimiento significativo de bacterias durante el proceso de realización de diluciones en serie. Sin embargo, es importante ser coherente con qué solución se utiliza (por ejemplo, PBS o LBS) en todos los experimentos, independientemente de su tamaño o duración.
    4. Usando una pipeta de un solo canal de 200 ml, transfiera 100 ml de la mezcla de coincubación desde el tubo al primer pozo de columna. Deseche la punta y repita para todas las mezclas de coincubación.
    5. Con una pipeta multicanal, transfiera 20 ml de la columna 1 a la 2 y mezcle pipeteando hacia arriba y hacia abajo. Deseche las puntas y repita para cada columna de modo que, al final, cada fila contenga una dilución serial de diez veces la mezcla inicial de coincubación.
      NOTA: Sea coherente con el número de veces que las diluciones se pipetean hacia arriba y hacia abajo. Por ejemplo, presione el mango de la pipeta cinco veces para que cada dilución sea consistente en toda la serie de dilución.
    6. Usando una pipeta multicanal equipada con ocho puntas, aspirar 5 ml de cada pocal en una serie de dilución (es decir, una fila de ocho pocillos) y detectarla en la placa de agar LBS que selecciona para la cepa de referencia (complementada con kanamicina). Repita este paso detectando en la placa seleccionando para la cepa de la competencia (suplementada con cloramphenicol) (Figura2B). Deje que las manchas se sequen completamente antes de colocarlas en la incubadora.
      NOTA: Las mismas puntas se pueden utilizar para detectar una serie de dilución de réplica en placas que seleccionan para la referencia y la cepa de la competencia, pero deben cambiarse entre réplicas. Evite tocar el extremo de la punta de la pipeta a las placas de agar LBS, ya que esto puede crear una depresión que puede parecerse a una colonia bacteriana y sesgar los resultados durante el recuento de placas. Si la punta toca la placa, toque una nota y no incluya la depresión en los recuentos de colonias.
  5. Tomar las mediciones finales de T
    1. Después de que las manchas de incubación de monedas en las placas de 24 pocillos se hayan incubado durante 5 h a 24 oC, agregue 1 ml de caldo LBS a cada poca y resuspende las manchas de incubación de monedas pipeteando hacia arriba y hacia abajo hasta que se resuspenden todas las células. Sea coherente con el vigor en el que las celdas se resuspenden en todas las réplicas. Por ejemplo, presione el mango de la pipeta ocho veces para resuspender completamente cada muestra.
    2. Una vez que se resuspende cada punto de incubación de monedas, prepare una placa de 96 pocillos para una dilución en serie y placas de agar LBS con los antibióticos adecuados para detectar la dilución de la misma manera que el paso 2.4.1.
    3. Realice los pasos 2.4.2-2.4.6 para completar la dilución en serie para las mediciones finales de T.
      NOTA: Se debe incluir un control importante durante la optimización inicial del ensayo de incubación de monedas. Al final del período de incubación de monedas, placa las cepas mixtas en medios que incluyen ambos antibióticos. Ninguna de las cepas debe ser capaz de crecer a menos que 1) se produzca una mutación espontánea, o 2) se intercambian marcadores seleccionables entre cepas.

3. Visualización de coincubaciones mediante microscopía de fluorescencia

  1. Imagen de cada punto de incubación de monedas en las placas de petri de agar LBS de los pasos 2.3.3 y 2.3.4 utilizando un microscopio estéreo equipado para la detección de fluorescencia verde y roja, que se corresponden con las proteínas de fluorescencia expresadas en los plásmidos estables.
  2. Comience tomando imágenes del punto de control de la coincubación (deformación unitaria de referencia pVSV102 + deformación unitaria de referencia pVSV208).
    1. Ajuste la ampliación para que el punto esté enfocado.
    2. Usando la luz de excitación y el filtro apropiados para observar la GFP, ajuste el tiempo de exposición para que solo se detecte la fluorescencia desde el punto de incubación de monedas y cualquier fluorescencia de fondo del medio sea baja o no visible.
    3. Cambie la luz de excitación y el filtro para observar rFP, ajustando el tiempo de exposición para minimizar el fondo del medio.
  3. Para cada punto de incubación de monedas de los tratamientos experimentales, la imagen de la cepa de referencia utilizando el filtro GFP y el tiempo de exposición determinado en el paso 3.2.2.
  4. Imagen de la cepa de la competencia utilizando el filtro RFP, ajustando el tiempo de exposición para que la fluorescencia sólo se observe desde el punto de incubación de monedas y la fluorescencia de fondo del medio es mínima. Guarde ambas imágenes y asímóctelas para incluir ambos ideos de tensión, el número de réplica, el tiempo de incubación cuando se tomó la imagen (por ejemplo, 24 h). Repita el proceso para todas las réplicas.
    NOTA: Es posible que sea necesario ajustar el tiempo de incubación de monedas para diferentes plásmidos o especies bacterianas. Consulte la discusión para la optimización.

4. Análisis de datos

  1. Cálculo de UFC para cada control y tratamiento experimental en cada punto de tiempo (T start y T final)
    1. Una vez que las colonias son visibles en placas de dilución en serie (por ejemplo, 24 h a 24 oC para V. fischeri), identificar el factor de dilución donde se pueden contar colonias individuales y no han crecido juntas en grandes cúmulos multicolonias (Figura2B). Para cada réplica, cuente y registre el número de colonias individuales para una dilución determinada. Este número representa las UFC para esa réplica.
    2. Convierta las UFC para la dilución en UFC totales para cada cepa en la incubación de monedas utilizando la siguiente fórmula:
      [ Unidads DeC (factor de dilución x vol. del punto de dilución)] x vol. de la muestra sin diluir - UFC totales
      Ejemplo: T0: [(6 UFC) á (10x-6 x 0.005 mL)] x [0.01 mL] a 1.2E7 total de la cepa 1 en el punto mixto al principio del experimento
      T5: [(4 UFC) á (10x-3 x 0,005 mL)] x [1,0 ml] a 8,0E5 ufc total de la cepa 1 en el punto mixto después de 5 h de incubación de monedas
      Los valores de CFU para cada cepa en cada punto de tiempo son los datos sin procesar que se pueden utilizar para varios análisis y pruebas estadísticas diferentes (ver sección 4.2 a continuación).
  2. Realizar las siguientes transformaciones de datos para determinar si una tensión de la competencia de un competidor supera la tensión de referencia: i) determinar si la proporción de la cepa de referencia disminuye en presencia de la cepa de la competencia, o (ii) calcular la tensión de referencia registrar el índice competitivo relativo (RCI). Estos análisis convierten los datos sin procesar en proporciones y pueden ser útiles para determinar el resultado competitivo de una interacción, pero no pueden determinar el mecanismo de competencia (es decir, matar vs inhibición del crecimiento).
    1. Cálculo de la proporción de cada cepa para cada punto de tiempo durante la incubación de monedas
      1. Convierta los datos de la CFU a la proporción de cada cepa en un tratamiento. Para la cepa de referencia (RS) en T0, divida las UFC totales de la cepa de referencia en T0 por la suma de las UFC totales para la cepa de referencia y el competidor (CS) en T0:
        RST0 UFC (RST0 UFC + CST0 UFC) - Proporción de deformación unitaria de referencia en T0.
        Realice el mismo cálculo para determinar la proporción de la cepa de la competencia en T0:
        CST0 UFC (RST0 UFC + UFC CST0) - Proporción de la deformación unitaria en T0
        Repita este proceso para cada punto de tiempo y replique tanto para el tratamiento experimental como para el tratamiento de control (inventa de cepa de referencia etiquetada diferencialmente).
      2. Grafique la proporción media de cada tipo de cepa en T0 y T5 en un gráfico de barras apiladas (Figura3A).
      3. Asegúrese de que se ha obtenido la relación de arranque deseada de las cepas. En el caso de las coincubadoras en las que las cepas se mezclaron inicialmente 1:1, cada tipo de cepa debe comprender 0,5 euros de la población en T0 y no debe ser estadísticamente diferente entre sí utilizando la prueba t de un estudiante (P > 0,05). Si la proporción de una cepa es significativamente mayor que la de la otra cepa en T0, repita el experimento hasta que se logre una relación de inicio 1:1.
      4. Determinar si la cepa de la competencia comprende una proporción significativamente mayor de la población después de 5 h. Realizar la prueba t de un estudiante comparando la proporción de cada cepa en el tratamiento experimental en T0 y T5. Si la proporción de la cepa de la competencia es significativamente diferente de la de la cepa de referencia en T5 (P < 0,05), este resultado sugiere que puede haberse producido una competencia de cepas. Continúe con el paso 4.2.1.5.
      5. Para determinar si la presencia de la cepa competidora redujo la proporción de la cepa de referencia después de 5 h, realice una prueba t del estudiante comparando la proporción de la cepa de referencia en el control con la proporción de la cepa de referencia en el tratamiento experimental (cepa de referencia/cepa competidora).
        NOTA: Si la proporción de la cepa de referencia es estadísticamente menor en el tratamiento experimental en relación con el control (P < 0,05), la cepa de la competencia redujo significativamente la proporción de la cepa de referencia después de 5 h y competencia de la cepa de referencia.
    2. Cálculo del valor de RCI de registro para cada tratamiento (incluido el control)
      NOTA: El índice competitivo relativo, o RCI, es un valor único que compara cómo la relación final de los tipos de deformación unitaria difiere de la relación inicial. El valor RCI se transforma en log de tal manera que un valor de RCI de registro mayor que cero indica que la cepa de la competencia (CS) sube a la cepa de referencia (RS), un valor de RCI de registro inferior a cero indica que la cepa de referencia sube a la cepa de la competencia, y un registro RCI valor de cero indica que ninguna de las cepas fue sobrecompeticada.
      1. Calcule los valores de RCI de registro para cada control y tratamiento experimental utilizando la siguiente ecuación:
        Registro [(CST5 CFU - RST5 UFC) ( CST0 CFU - RST0 UFC)] - registro RCI
      2. Los valores de RCI de registro de gráficos utilizando una gráfica de caja y bigotes separada donde los datos se grafican en la dirección horizontal (Figura3B).
      3. Determinar si cada tratamiento fue significativamente diferente de cero realizando la prueba t de un estudiante comparando los valores de RCI de registro de cada tratamiento (incluido el control) con un conjunto de datos que compara el mismo número de réplicas, todas con un valor cero. Si los valores de RCI de registro para el tratamiento experimental son estadísticamente mayores que cero (P < 0,05), entonces la cepa de la competencia competencia de la cepa de referencia.
        NOTA: El control no debe ser estadísticamente diferente de cero(P > 0,05), porque las deformaciones unitarias etiquetadas diferencialmente son isogénicas.
      4. Realizar la prueba t de un estudiante para determinar si los valores de RCI de registro para el tratamiento experimental fueron significativamente mayores que el control (P < 0.05). Si los valores de RCI de registro del tratamiento experimental son estadísticamente mayores que el tratamiento de control, entonces la cepa de la competencia competencia de la cepa de referencia.
  3. Realice el siguiente análisis estadístico para determinar el mecanismo por el cual la cepa de la competencia de la competencia de la cepa de referencia: (i) analizar los datos de UFC totales sin procesar, o (ii) examinar el porcentaje de recuperación de la cepa de referencia. Estos análisis pueden ser más engorrosos de ver en relación con los del paso 4.2, pero identificarán si la cepa de la competencia supera a la cepa de referencia superando, inhibiendo el crecimiento de la cepa de referencia o eliminando activamente la cepa de referencia.
    1. Análisis de datos de UFC totales en bruto
      1. Graficar datos de CFU totales sin procesar para ambas cepas utilizando una gráfica de dispersión entrelazada, donde las réplicas se muestran como puntos de datos individuales (Figura4A). Visualice los datos en una escala de registro y agregue una línea horizontal que indique el promedio de UFC T0 para ambas cepas.
      2. Para determinar si la presencia de la cepa de la competencia afectó negativamente a la cepa de referencia, realice una prueba t del estudiante comparando las UFC de cepa de referencia para el control y los tratamientos experimentales en T5. Si las UFC de cepa de referencia en el tratamiento experimental son estadísticamente inferiores a las del control (P< 0,05), la presencia de la cepa de la competencia afectó significativamente a la cepa de referencia.
      3. Para determinar si la presencia de la cepa competidora inhibió el crecimiento de la cepa de referencia o eliminóla, realice una prueba t del estudiante comparando las UFC de cepa de referencia en T0 y T5 para el control y los tratamientos experimentales.
        NOTA: En ausencia de un competidor, la cepa de referencia debe mostrar un aumento significativo de la UFC al comparar T0 y T5 para el tratamiento de control. Al analizar el tratamiento experimental, si las Unidades NoR de la cepa de referencia en T5 no son estadísticamente diferentes en comparación con T0 (P > 0.05), entonces la cepa competidora inhibió el crecimiento de la cepa de referencia. Si las UFC T5 de la cepa de referencia son significativamente inferiores a las UFC T0 (P< 0.05), la cepa de la competencia mató la cepa de referencia.
    2. Cálculo del porcentaje de recuperación de la cepa de referencia
      1. Transforme los datos totales de la CFU para la cepa de referencia (RS) en datos de recuperación porcentual utilizando la ecuación siguiente:
      2. (RST5 UFC - RST0 UFC) x 100 % recuperación de la deformación unitaria de referencia
      3. Mostrar el porcentaje de recuperación de la deformación unitaria de referencia mediante un gráfico de barras separado donde cada barra representa el control o el tratamiento experimental (Figura4B). Añadir una línea discontinua a y a 100 para indicar la recuperación del 100% de la deformación unitaria de referencia (sin aumento o disminución de las UFC de deformación unitaria de 0 h a 5 h).
      4. Para determinar si la cepa de la competencia afectó negativamente a la cepa de referencia, realice una prueba t de un estudiante comparando la recuperación porcentual de cepa de referencia para el tratamiento de control con el tratamiento experimental. Si la recuperación porcentual es significativamente menor que el control (P< 0.05), entonces la cepa de la competencia afectó negativamente a la cepa de referencia.
      5. Para identificar si la cepa de la competencia inhibió el crecimiento de la cepa de referencia o eliminó, realice una prueba t de un estudiante comparando la recuperación del porcentaje de cepa de referencia para el tratamiento experimental y un conjunto de datos con el mismo número de réplicas, todas con un valor de 100.
        NOTA: Si el tratamiento experimental no es estadísticamente diferente de 100 (P> 0,05), entonces la cepa de la competencia inhibió el crecimiento de la cepa de referencia. Si la recuperación del porcentaje de cepa de referencia en el tratamiento experimental es significativamente inferior a 100 (P< 0,05), la cepa de la competencia mató la cepa de referencia.
    3. Interpretación de imágenes de microscopía de fluorescencia
      1. Una vez tomadas imágenes de microscopía de fluorescencia, determine si cada cepa es visiblemente detectable en el punto de incubación de monedas. Para la incubación de monedas de control (deformación unitaria de referencia pVSV102 + de deformación unitaria de referencia pVSV208), tanto GFP como RFP deben ser visibles desde un punto de incubación de monedas. Si este no es el caso, configure el experimento de nuevo asegurando que las cepas estén debidamente etiquetadas y acuñadas en placas libres de antibióticos.
      2. Para cada punto experimental de incubación de monedas, compruebe los posibles resultados.
        NOTA: Si la cepa de la competencia es visible, pero no se detecta la cepa de referencia, eso sugiere que la cepa competidora mató o inhibió el crecimiento de la cepa de referencia. Si ambas cepas están presentes y mezcladas uniformemente (GFP y RFP presentes en todo el punto de la cubación de monedas), estos datos sugieren que la cepa de la competencia no compite con la cepa de referencia y ambas cepas coexisten. Si ambas cepas están presentes pero están separadas espacialmente (microcolonias de GFP o RFP están presentes en todo el punto de incubación de monedas), eso sugiere que la cepa de referencia y la cepa de la competencia pueden estar participando en interacciones competitivas y modificaciones la tensión de referencia o la relación inicial de incubación de monedas puede ser necesaria. Consulte la discusión para obtener más detalles.

5. Determinar si la interacción depende del contacto

NOTA: Si encuentra que una cepa mata o inhibe la tensión de referencia, la interacción puede ser difusible o dependiente del contacto. Para determinar si la interacción depende del contacto de células celulares, realice un ensayo de incubación de monedas como se describió anteriormente para los pasos 1-2 con las siguientes modificaciones.

  1. Realice los pasos 1.1-2.2.
  2. Una vez normalizadas las cepas, separafísicamente las cepas utilizando un filtro de nitrocelulosa con un tamaño de poro de 0,22 mm. Este tamaño de los poros permite la difusión de antimicrobianos y moléculas pequeñas, pero evita el contacto físico entre las células V. fischeri.
    NOTA: Si la interacción depende del contacto de células celulares, la separación de la cepa de referencia de la cepa de la competencia con el filtro debe abrogar el fenotipo de matanza o inhibitorio y la cepa de referencia no debe haber reducido las UFC. Si la interacción no depende del contacto de células celulares y es un mecanismo difusible, la separación de las cepas no debe impedir que la tensión de la competencia mate la tensión de referencia.
    1. Detectar 5 ml de la cepa de referencia en el centro de un filtro y detectar 5 ml de la cepa de la competencia en el centro de un filtro diferente. Coloque el filtro que contiene la deformación unitaria de referencia sobre la superficie de una placa de agar LBS. Coloque el filtro que contiene la cepa de la competencia directamente encima del filtro con la cepa de referencia.
      NOTA: Cada cepa se detecta en los filtros en lugar de la tensión inferior manchada directamente en la placa de agar para que las cepas se puedan colocar más fácilmente directamente una encima de la otra.
    2. Si existe preocupación de que las cepas no se apilen directamente una encima de la otra, disminuya el volumen de inóculo de deformación unitaria de referencia manchado en el filtro. Esto asegurará que el área del punto de deformación unitaria de referencia sea más pequeña y completamente por encima o por debajo de la cepa de la competencia. Alterna qué cepa está en la parte superior y en la parte inferior para tener en cuenta las diferencias en la difusión de nutrientes del medio de agar.
    3. Para garantizar que el filtro permite la difusión de moléculas pequeñas, incluya un tratamiento de control en el que la cepa de referencia se detecte en un filtro y un antibiótico al que sea sensible (cloramphenicol) se detecte en el otro. Apilar los filtros directamente uno encima del otro y colocar en una placa de agar LBS. El antibiótico debe ser capaz de difundir a través del filtro y debe matar la cepa de referencia.
  3. Incubar las placas con filtros a 24oC durante 5 h. No invierta la placa de agar al incubar para evitar mover los filtros.
  4. Realice diluciones en serie para el inóculo inicial según el paso 2.4.
  5. Tomar las mediciones finales de T
    1. Usando pinzas estériles, transfiera cada conjunto de filtros a un tubo Falcon de 50 ml que contenga 5 ml de caldo LBS. Asegúrese de que los filtros estén separados físicamente dentro del tubo para permitir la resuspensión completa de cada tipo de tensión.
    2. Resuspenda las cepas de los filtros canalizando hacia arriba y hacia abajo hasta que los filtros estén libres de todas las celdas. Utilice pinzas para girar los filtros y borrar el material celular de ambos lados. Esterilice las pinzas con etanol entre muestras.
    3. Realice la dilución en serie para La final T según el paso 2.5. Al calcular las UFC totales para T final, ajuste el "volumen total de la muestra sin diluir" de 1 ml a 5 ml.

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Resultados

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Con el fin de evaluar las interacciones competitivas entre las poblaciones bacterianas, se desarrolló y optimizó un protocolo de ensayo de acuñación de monedas para V. fischeri. Este método utiliza plásmidos estables que codifican genes de resistencia a antibióticos y proteínas fluorescentes, lo que permite la selección diferencial y la discriminación visual de cada cepa. Mediante el análisis de los datos recogidos del ensayo de incubación de monedas, se puede identificar el resu...

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Discusión

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El ensayo de incubación de monedas descrito anteriormente proporciona un método potente para descubrir la competencia interbacteriana. Este enfoque permitió la identificación de la competencia intraespecífica entre los aislados v. fischeri y la caracterización del mecanismo competitivo19. Aunque el método descrito fue optimizado para la bacteria marina V. fischeri, se puede modificar fácilmente para adaptarse a otras especies bacterianas, incluyendo aislados clínicos y ambientale...

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Divulgaciones

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Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

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Nos gustaría agradecer a los revisores por sus comentarios útiles. A.N.S. fue apoyado por la Fundación Gordon y Betty Moore a través de Grant GBMF 255.03 a la Fundación de Investigación en Ciencias de la Vida.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tubos de microcentrífuga de 1,5 mLFisher05-408-129
10 μ L pipeta
100 μ L pipeta
300 μ L pipeta
10 μ L pipeta
20 μ L pipeta
200 μ L pipeta
1.000 μ L pipeta
placas de 24 pocillosFisher07-200-84estéril con tapa
placas de 96 pocillosVWR10062-900estéril con tapa
Calculadora
CloranfenicolSigmaC0378stock (20 mg/mL en etanol); concentración final en medios (2 μ g/mL LBS)
Microscopio de disección de fluorescencia con cámara y software
PinzasFisher08-880
Sulfato de kanamicinaFisherBP906-5caldo (100 mg/mL en agua, esterilizante por filtro); concentración final en medios (1 μ g/mL LBS)
Membrana de nitrocelulosa (FS MCE, 25MM, NS)FisherSA1J788H50.22 μ membrana de nitrocelulosa (paquete de 100)Placas de
PetriFisherFB0875713estéril con tapa
Espectrofotómetro
Semi-micro cubetasVWR97000-586
TipOne 0.1-10 μ L sistema de arranqueUSA Scientific1111-350010 bastidores
TipOne 200 μ L sistema de arranqueUSA Scientific1111-50010 bastidores
TipOne 1000 μ Sistema de arranque LUSA Scientific1111-252010 bastidores
Vortex
NameCompany>Número de catálogo>Comments
>LBS media
1 M Tampón Tris (pH ~7.5)50 mL 1 M de tampón de caldo (62 mL de HCl, 938 mL de agua desionizada, 121 g de base de Trizma)
Agar TechnicalFisherDF0812-17-915 g (Añadir solo para placas)
Agua950 mL
Cloruro de sodioFisherS640-320 g
TriptonaFisherBP9726510 g
Extracto de levaduraFisherBP9727-25 g
multicanalmulticanalmulticanalmonocanalmonocanalmonocanalmonocanalde imagen desionizada

Referencias

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Vibrio fischeriCoincubation AssayFluorescent ProteinsAntibiotic ResistanceFluorescence MicroscopySerial DilutionColony Forming UnitsCompetitive InteractionsBacterial StrainsLBS Broth

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