Este protocolo detalla cómo implementar y realizar grabaciones de fotometría multifibra, cómo corregir artefactos independientes del calcio y consideraciones importantes para la toma de imágenes de fotometría de doble color.
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Artículo de método
Este protocolo detalla cómo implementar y realizar grabaciones de fotometría multifibra, cómo corregir artefactos independientes del calcio y consideraciones importantes para la toma de imágenes de fotometría de doble color.
Registrar la actividad de un grupo de neuronas en un animal que se mueve libremente es una tarea difícil. Además, a medida que el cerebro se disecciona en subgrupos funcionales más pequeños y más pequeños, se vuelve primordial registrar a partir de proyecciones y/o subpoblaciones genéticamente definidas de las neuronas. La fotometría de fibra es un enfoque accesible y potente que puede superar estos desafíos. Mediante la combinación de metodologías ópticas y genéticas, la actividad neuronal se puede medir en estructuras cerebrales profundas mediante la expresión de indicadores de calcio codificados genéticamente, que traducen la actividad neuronal en una señal óptica que se puede medir fácilmente. El protocolo actual detalla los componentes de un sistema de fotometría multifibra, cómo acceder a estructuras cerebrales profundas para entregar y recoger luz, un método para tener en cuenta los artefactos de movimiento y cómo procesar y analizar señales fluorescentes. El protocolo detalla consideraciones experimentales al realizar imágenes de color simple y doble, ya sea de fibras ópticas de implante simple o múltiple.
La capacidad de correlacionar las respuestas neuronales con aspectos específicos del comportamiento de un animal es fundamental para entender el papel que desempeña un grupo particular de neuronas en la dirección o respuesta a una acción o estímulo. Dada la complejidad del comportamiento animal, con la infinidad de estados internos y estímulos externos que pueden afectar incluso a las acciones más simples, el registro de una señal con resolución de un solo ensayo dota a los investigadores de las herramientas necesarias para superarlas Limitaciones.
La fotometría de fibra se ha convertido en la técnica de elección para muchos investigadores ....
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Todos los experimentos se realizaron de acuerdo con los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de California, San Diego, y la Guía Canadiense para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y fueron aprobados por la Universidad Laval Animal Protection Comité.
1. Alineación de la trayectoria óptica entre la cámara CMOS (semiconductor de óxido metálico complementario) y el cable de conexión individual o ramificado
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Los correlatos neuronales de las respuestas conductuales pueden variar dependiendo de una variedad de factores. En este ejemplo, utilizamos fotometría de fibra in vivo para medir la actividad de los terminales de axón desde el área hipotalámica lateral (LHA) que terminan en la habenula lateral (LHb). Los ratones de tipo salvaje fueron inyectados con un virus asociado a adeno (AAV) que codificaba GCaMP6s (AAV-hSyn-GCaMP6s) en la LHA y se implantó una fibra óptica con la punta inmediatamente por encima del LHb
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La fotometría de fibra es un enfoque accesible que permite a los investigadores registrar la dinámica de calcio a granel de poblaciones neuronales definidas en animales que se mueven libremente. Este método se puede combinar con una amplia gama de pruebas de comportamiento, incluyendo tareas "pesadas de movimiento" tales como pruebas de natación forzada2, miedo-acondicionamiento18, interacciones sociales1,4, y otros.......
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Sage Aronson es el CEO y fundador de Neurophotometrics Ltd., que vende sistemas de fotometría multifibra.
Este trabajo fue apoyado por una subvención del Consejo de Investigación de Ciencias Naturales e Ingeniería de Canadá (NSERC: RGPIN-2017-06131) a C.P. C. P. es un FRSQ Chercheur-Boursier. También agradecemos al Plateforme d'Outils Moléculaires (https://www.neurophotonics.ca/fr/pom) la producción de los vectores virales utilizados en este estudio.
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| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Tornillo de cabeza de acero inoxidable de 1/4"-20, | Thorlabs de | SH25S100 | |
| Tornillo de cabeza de acero inoxidable de 1/4"-20, | Thorlabs de | SH25S050 | |
| Tornillo de cabeza de acero inoxidable de 1/4"-20, | Thorlabs | SH25S038 | |
| 1000 µ m, 0,50 NA, SMA-SMA Cable de conexión de fibra | Thorlabs | M59L01 | |
| Poste óptico de 12,7 mm | Thorlabs | TR30/M | |
| 12,7 mm Soporte de poste de pedestal | Thorlabs | PH20EM | |
| 15 V, 2,4 A Unidad de fuente de alimentación con conector Jack de 3,5 mm para T-Cube | Thorlabs | KPS101 | |
| Objetivo 20x | Thorlabs | RMS20X | #10 en la Figura 2, #11 en la Figura 5 |
| Cubo de jaula de 30 mm con montura de filtro dicroico | Thorlabs | CM1-DCH/M | #8-9 en la Figura 2, #8-10 en la Figura 5 |
| Lentes dóricas | LED de 405 nm | CLED_405 | #2 en la Figura 2 |
| Filtro de paso de banda de 410 nm | Thorlabs | FB410-10 | #5 en la Figura 2; #7 en la Figura 5 |
| 465 nm. Lentes | dóricas | CLED_465 | #1 en la Figura 2 |
| Filtro de paso de banda de 470 nm | Thorlabs | FB470-10 | #4 en la Figura 2; #6 en la Figura 5 |
| Filtro de paso de banda de 560 nm | Semrock | FF01-560/14-25 | #5 en la Figura 5 |
| Lentes Doric | LED de 560 nm | CLED_560 | #1 en la Figura 3 |
| Montura cinemática de 5 | ejes Thorlabs | K5X1 | #11 en la Figura 2, #12 en la Figura 5 |
| Doblete acromático | Thorlabs | AC254-035-A-ML | #7 en la Figura 2 |
| Adaptador para el colimador 405 | Thorlabs | AD11F | #3 en la Figura 2; #4 en la Figura 5 |
| Adaptador para el colimador ajustable | Thorlabs | AD127-F | #3 en la Figura 2; #4 en la Figura 5 |
| Placa de pruebas de aluminio | Thorlabs | MB1824 | |
| Horquilla de apriete | Thorlabs | CF125 | |
| Conector cúbico | Thorlabs | CM1-CC | |
| Dual 493/574 dicroico | Semrock | FF493/574-Di01-25x36 | #10 en la Figura 5 |
| Filtro de emisión para GCaMP6 | Semrock | FF01-535/22-25 | #6 en la Figura 2 |
| Carcasa con paneles de madera prensada negra | Thorlabs | XE25C9 | |
| Tapa de extremo roscada externamente SM1 para el mecanizado | de Thorlabs | ||
| Portafiltros de tubo de lente SM1 de cambio rápido | Thorlabs | SM1QP | #4-6 en la Figura 2, #5-7 en la Figura 5 |
| Colimador fijo para luz de 405 nm | Thorlabs | F671SMA-405 | #3 en la Figura 2; #4 en la Figura 5 |
| Colimador fijo para luz de 470 y 560 nm | Thorlabs | F240SMA-532 | #3 en la Figura 2; #4 en la Figura 5 |
| Filtro de emisión verde | Semrock | FF01-520/ Divisor de haz de luz de 35-25 | pulgadas |
| Cámara CMOS USB 3.0 de alta resolución | Thorlabs | DCC3260M | #13 en la Figura 2, #15 en la Figura 5 |
| Divisor de haz de luz | Neurofotometría SPLIT | #14 en la Figura 5 | |
| Espejo dicroico de paso largo, | Thorlabs | DMLP425R | #8 en la Figura 2, #9 en la Figura 5 |
| Espejo dicroico de paso largo, Semrock | de corte de 495 nmFF495-Di03 | #9 en la Figura 2, #8 en la Figura 5 | |
| Cemento dental Metabond | C& Cable B | ||
| M8 - M8 | Lentes dóricas | Cable_M8-M8 | |
| Cánulas de fibra óptica | Lentes | Es necesario especificar que se utilizarán para experimentos de fotometría que requieran baja autofluorescencia | |
| Fibra óptica Latiguillos Lentes | dóricas | Es necesario especificar que se utilizarán para experimentos de fotometría que requieran baja autofluorescencia Filtro | |
| emisión roja | Semrock | FF01-600/37-25 | Divisor de haz de luz |
| T7 LabJack | LabJack | ||
| T-cube Controlador LED | Thorlabs | LEDD1B | |
| Cable de E/S USB 3.0, Hirose 25, para DCC3240 | Thorlabs | CAB-DCU-T3 |
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