Artículo de método

Microscopía de tracción integrada con microfluídicos para la migración colectiva quimiotáctica

DOI:

10.3791/60415

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13 de octubre de 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Sciences, Korea University, 2Department of Mechanical Engineering, Korea Advanced Institute of Science and Technology, 3Department of Environmental Health, Harvard T.H. Chan School of Public Health

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La migración celular colectiva en el desarrollo, la cicatrización de heridas y la metástasis del cáncer a menudo se guía por los gradientes de los factores de crecimiento o moléculas de señalización. Aquí se describe un sistema experimental que combina la microscopía de tracción con un sistema microfluídico y una demostración de cómo cuantificar la mecánica de la migración colectiva bajo gradiente bioquímico.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las células cambian los patrones de migración en respuesta a los estímulos químicos, incluidos los gradientes de los estímulos. La migración celular en la dirección de un gradiente químico, conocido como quimiotaxis, desempeña un papel importante en el desarrollo, la respuesta inmune, la cicatrización de heridas y la metástasis del cáncer. Mientras que la quimiotaxis modula la migración de células individuales, así como las colecciones de células in vivo, la investigación in vitro se centra en la quimiotaxis de una sola célula, en parte debido a la falta de las herramientas experimentales adecuadas. Para llenar ese vacío, descrito aquí es un sistema experimental único que combina microfluídicos y micropatrones para demostrar los efectos de los gradientes químicos en la migración de células colectivas. Además, la microscopía de tracción y la microscopía de tensión monocapa se incorporan al sistema para caracterizar los cambios en la fuerza celular en el sustrato, así como entre las células vecinas. Como prueba de concepto, la migración de islas circulares micropatrónizadas de células renales caninas de Madin-Darby (MDCK) se prueba bajo un gradiente de factor de crecimiento de hepatocitos (HGF), un factor de dispersión conocido. Se encuentra que las células ubicadas cerca de la mayor concentración de HGF migran más rápido que las del lado opuesto dentro de una isla celular. Dentro de la misma isla, la tracción celular es similar en ambos lados, pero el estrés intercelular es mucho menor en el lado de una mayor concentración de HGF. Este novedoso sistema experimental puede proporcionar nuevas oportunidades para estudiar la mecánica de la migración quimiotáctica por colectivos celulares.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La migración celular en sistemas biológicos es un fenómeno fundamental implicado en la formación de tejidos, la respuesta inmune y la cicatrización de heridas1,2,3. La migración celular también es un proceso importante en algunas enfermedades como el cáncer4. Las celdas a menudo se migran como un grupo en lugar de individualmente, lo que se conoce como migración de celdas colectivas4,5. Para que las células se muevan colectivamente, la notorencia del microambiente es esencial6. Por ejemplo, las células perciben estímulos fisicoquímicos y responden cambiando la motilidad, las interacciones célula-sustrato e interacciones célula-célula, lo que resulta en una migración direccional a lo largo de un gradiente químico7,8, 9,10. Sobre la base de esta conexión, se han realizado rápidos avances en tecnologías de laboratorio en chip que pueden crear microambientes químicos bien controlados, como el gradiente de un quimioatractor11,12,13 . Mientras que estos microfluídicos basados en laboratorio en un chip se han utilizado previamente para estudiar quimiotaxis del conjunto celular o esferoides celulares14,15,16,17, se han utilizado principalmente en el contexto de la migración de una sola célula18,19,20,21. Mecanismos subyacentes a una respuesta colectiva celular a un gradiente químico todavía no se entiende bien14,22,23,24,25,26 . Así, el desarrollo de una plataforma que permita el control espaciotemporal de factores solubles, así como la observación in situ de la biofísica de las células, ayudará a desentrañar los mecanismos detrás de la migración celular colectiva.

Desarrollado y descrito aquí es un sistema microfluídico multicanal que permite la generación de un gradiente de concentración de factores solubles que modula la migración de clústeres de células con patrones. En este estudio, el factor de crecimiento de hepatocitos (HGF) se elige para regular el comportamiento migratorio de las células del riñón canino de Madin-Darby (MDCK). HGF es conocido por atenuar la integridad celular y mejorar la motilidad de las células27,28. En el sistema microfluídico, también se incorporan la microscopía de tracción de transformación de Fourier y la microscopía de tensión monocapa, que permite el análisis de la motilidad, la fuerza contráctil y la tensión intercelular inducida por las células constituyentes en respuesta a un HGF Gradiente. Dentro de la misma isla, las células ubicadas cerca de la mayor concentración de HGF migran más rápido y muestran niveles de estrés intercelular más bajos que aquellos en el lado con menor concentración de HGF. Los resultados sugieren que este nuevo sistema experimental es adecuado para explorar otras cuestiones en campos que implican la migración celular colectiva bajo gradientes químicos de diversos factores solubles.

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Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOTA: La litografía de los moldes SU-8 para plantillas (espesor de 250 m) y piezas de microcanal (espesor de 150 m), grabado de vidrio (profundidad de 100 m) y fabricación de moldes se externalizaron mediante el envío de diseños utilizando software de diseño asistido por ordenador a los fabricantes.

1. Fabricación de plantilla de polidimetilsiloxano (PDMS) y microcanal

  1. Diseñar el micropatrón de la plantilla y el microcanal.
  2. Fabricar o externalizar moldes SU-8 (espesor de 250 m para plantillas y 150 m para microcanales) en obleas de silicio (4" de diámetro).
  3. Prepare la mezcla pdmS mezclando el elastómero base y el agente de curado en una proporción de 10:1.
    1. Colocar 15 ml del elastómero base en un tubo cónico de 50 ml y añadir 1,5 ml de agente de curado. Prepara dos de estos.
    2. Vortex la mezcla PDMS durante 5 min. Centrifuge la mezcla PDMS a 196 x g durante 1 min para eliminar burbujas.
  4. Para fabricar plantillas PDMS, vierta 1 ml de la mezcla pdmS en la oblea, evitando las regiones con patrón SU-8 para que pdmS toque el lado de los pilares SU-8, pero no la parte superior del patrón SU-8.
    1. Coloque la oblea sobre una superficie plana durante más de 30 minutos a temperatura ambiente (RT). Curar el PDMS en un horno seco a 80 oC durante más de 2 h.
    2. Retire cuidadosamente el PDMS del molde SU-8 y recorte la membrana delgada de PDMS con un punzón hueco de 14 mm. Retire el polvo en la superficie de las piezas de PDMS utilizando cinta adhesiva y autoclave las plantillas PDMS.
  5. Para fabricar el microcanal PDMS, vierta 30 ml de mezcla PDMS sobre el molde SU-8.
    1. Desgasifique durante 30 minutos en una cámara de vacío y cure el PDMS en un horno seco a 80oC durante más de 2 h.
    2. Despega con cuidado el PDMS del molde SU-8 y corta el PDMS a un tamaño de 24 mm x 24 mm. En cada bloque PDMS, cree una salida y tres entradas utilizando un punzón de biopsia de 1 mm.

2. Preparación del vidrio inferior con gel de poliacrilamida (PA)

  1. Fabricación o externalización de gafas correderas rectangulares (24 mm x 24 mm x 1 mm) con un micropozo rectangular (6 mm x 12 mm, 100 mm de profundidad29) cortando y grabando vasos.
  2. Silanize la superficie de un vidrio inferior30.
    1. Preparar una solución de silano de unión mezclando 200 ml de agua desionizada (DIW), 80 ml de ácido acético y 50 s de 3-(trimetoxisilyl) de metacrilato de propilo (TMSPMA) durante 1 h.
      ADVERTENCIA: TMSPMA es un líquido combustible. Siga las recomendaciones en las fichas de datos de seguridad de materiales. Utilícelo sólo en una campana de humo sorquímico.
    2. Retire el polvo de la superficie del vidrio con cinta adhesiva y autoclave el vidrio.
    3. Cubra la superficie grabada del vidrio inferior con 100 ml de la solución de silano de unión y deje el vidrio en RT durante 1 h.
    4. Enjuague el vidrio con DIW 3x y deje que el vidrio se seque a temperatura ambiente o soplando aire.
  3. Preparar una solución de gel para el gel PA31.
    1. Preparar una solución fresca de 0,5 % (p/v) de persulfato de amonio (APS) disolviendo 5 mg de APS en 1 ml de DIW.
    2. Preparar la solución de gel pa que consiste en 138 ml de solución de acrilamida al 40%, 101 ml de solución de biscrilamida al 2%, 5 l de solución de partículas fluorescentes (0,2 m) y 655 ml de DIW.
      ADVERTENCIA: Las soluciones de acrilamida y bisacrilamida son tóxicas. Use guantes de protección, ropa y protección para los ojos. Proteja la solución de gel PA que contiene partículas fluorescentes de la luz.
      NOTA: Vortex la solución de perlas fluorescentes antes de pipetear para obtener un número uniforme de cuentas fluorescentes por lote.
    3. Después de añadir 100 l de la solución APS y 1 l de tetrametiletilendiamina (TEMED), transfiera 10 ml de solución de gel mezclado al micropozo rectangular y coloque sobre un cubreobjetos circular (18 mm).
      NOTA: Para llenar el vaso inferior con gel PA sin burbujas, coloque suficiente solución de gel en la ranura del vidrio inferior, deslice cuidadosamente el cubreobjetos sobre la solución de gel y retire cualquier solución de gel en exceso.
      ADVERTENCIA: El gel se cura lentamente durante unos 40 minutos. El siguiente procedimiento para la centrifugación de geles debe llevarse a cabo tan pronto como sea posible.
    4. Voltear el conjunto de vidrio personalizado, solución de gel, y cubreobjetos, a continuación, centrífuga durante 10 minutos a 96 x g para llevar partículas fluorescentes a la capa superior de gel PA.
    5. Retire el conjunto de la centrífuga y colóquelo sobre la superficie plana con el revestimiento hacia abajo.
      NOTA: A partir del paso 2.3.6, manipule las muestras en un gabinete de bioseguridad.
    6. Después de 30 min, voltee el conjunto y colóquelo en una placa Petri de 35 mm, llene con 2 ml de DIW y (usando fórceps) retire suavemente el cubreobjetos deslizándolo hacia un lado.
      NOTA: El gel PA curado se puede almacenar en DIW durante 1 mes. Sin embargo, una vez que el colágeno se recubre en el gel PA, se debe utilizar en un experimento dentro de 1 día.
  4. Recubrir colágeno en el gel PA.
    1. Disolver 1 mg/ml de sulfosuccinimidil 6-(4'-azido-2'-nitrophenylamino) hexanoato (sulfo-SANPAH) en un tampón HEPES cálido de 50 mM. Dejar caer 200 l de la solución sobre la superficie del gel y activarla por luz UV (365 nm de longitud de onda) durante 10 min.
      NOTA: Proteja el sulfo-SANPAH de la luz.
    2. Enjuagar el gel con 0.1 M [4-(2-hidroxietilo)-1-piperazineethanesácido ácido; BÚFER HEPES] 2x y con PBS 1x.
    3. Recubrir el gel pa con solución de colágeno (100 g/ml en PBS, colágeno de cola de rata tipo I) a 4 oC durante la noche. Al día siguiente, lavar con PBS 3x.

3. Micropatrón de islas celulares

  1. Prepare la solución F-127(Tabla de materiales) [2% (w/v) en PBS] y sumerja la plantilla PDMS autoclaved en la solución F-127. Mantenerla en una incubadora de 37oC durante 1 h.
  2. Preparar la solución celular (2 x 106 células/ml) en medios de cultivo celular que consisten en: Medio de águila modificado (DMEM) modificado de Dulbecco con 10% de suero bovino fetal (FBS) y 1% antibiótico-antimicótico (AA).
  3. Lave la plantilla PDMS con PBS 3x y retire el líquido de la plantilla PDMS y del gel PA. Coloque la plantilla PDMS en el gel PA y agregue PBS a la galería de símbolos.
  4. Elimine las burbujas en los orificios de la plantilla PDMS pipeteando suavemente. Después de eliminar burbujas, elimine PBS de la superficie de la galería de símbolos PDMS.
  5. Después de poner 200 l de solución celular en la plantilla PDMS, mantenga el gel PA en una incubadora durante 1 h para que las células se adhieran al gel PA.
  6. Lave suavemente la solución celular con medios de cultivo celular, quite la galería de símbolos PDMS y agregue más medios de cultivo celular. Compruebe la formación de islas celulares bajo un microscopio.

4. Montaje de gel PA con microcanal PDMS

  1. Retire el polvo del microcanal PDMS con cinta adhesiva y, a continuación, autoclave.
  2. Tratar la superficie del microcanal PDMS con plasma de oxígeno (80 W, 50 kHz) durante 30 s.
  3. Después de retirar cualquier fluido en el vidrio inferior lleno de gel PA, coloque el microcanal PDMS en la parte superior del cristal inferior y coloque el conjunto en el soporte de vidrio personalizado.
  4. Llene el microcanal con medio de cultivo celular.
    ADVERTENCIA: Asegúrese de eliminar todas las burbujas atrapadas en los canales lavando suavemente los medios calientes con una pipeta. Además, mientras eliminas las burbujas, asegúrate de no separar las islas celulares micropatrónadas.

5. Sistema microfluídico integrado

  1. Conecte los tubos.
    1. Prepare los conectores recortando la punta de las agujas (18 G) y doblándola 90o.
    2. Prepare las líneas de tubos para tres entradas y una salida.
      1. Para tubos de entrada, conecte la aguja recortada y una línea de minivolumen de 30 cm con una caja de tres vías. Preparen tres de estos.
      2. Para tubos de salida, conecte la aguja recortada y una línea de minivolumen de 75 cm con una caja de tres vías. Prepara uno de estos.
      3. Llene las líneas de tubo con el medio que ha sido precalentado durante 1 h.
        ADVERTENCIA: Asegúrese de eliminar todas las burbujas atrapadas en las líneas de tubería lavando suavemente los medios calientes con una jeringa.
    3. Prepare los depósitos retirando los émbolos de las jeringas y conectando las líneas de tubos de entrada.
    4. Enchufe los conectores de la aguja de cada línea de tubería en las tres entradas y una salida del dispositivo microfluídico.
  2. Llenar los depósitos con 3 ml de medio fresco o acondicionado cada uno.
    1. Para la prueba de gradiente, rellene el depósito de entrada izquierdo con 20 ng/ml HGF en el medio de cultivo celular.
    2. Para la visualización del gradiente de concentración, agregue un tinte fluorescente de 200 g/ml (rhodamina B-dextran, 70 kDa) al depósito de entrada izquierdo.
    3. Conecte la línea de tubos de salida a una bomba de jeringa.
      NOTA: El modo de funcionamiento de la bomba de jeringa es "retirada". El caudal se cambia según la capacidad de la jeringa y la velocidad de funcionamiento de la bomba de jeringa.
  3. Coloque el sistema microfluídico integrado en el escenario de un microscopio epifluorescente convencional.
    ADVERTENCIA: Para generar un gradiente suave de HGF en el canal microfluídico, el caudal debe ser tan lento como 0,1 l/min. Esto es lo suficientemente sensible para que requiera estabilización durante 2 h, y se debe tener cuidado para evitar perturbaciones físicas durante el experimento.

6. Adquisición de imágenes

  1. Tome imágenes cada 10 minutos durante un máximo de 24 horas utilizando un microscopio automatizado alojado en una incubadora. En cada punto de tiempo, tome un conjunto de imágenes utilizando una lente objetivo 4x en tres canales diferentes, incluyendo la imagen de fase para visualizar la migración celular, la imagen fluorescente verde para visualizar las cuentas fluorescentes incrustadas en el gel PA, y la imagen fluorescente roja para visualizar la imagen fluorescente roja para visualizar la gradiente de concentración de un producto químico.
  2. Después de tomar imágenes de lapso de tiempo, infundir 0.25% solución trypsin-EDTA en microcanales para separar las células del gel PA. Después de eliminar completamente las células del gel, tome una imagen fluorescente verde para ser utilizada como imagen de referencia para la microscopía de tracción.

7. Análisis de datos

NOTA: Se desarrolló un código personalizado para el análisis de datos utilizando MATLAB, y los detalles se han descrito en otros lugares32,33,34,35,36.

  1. Para el análisis de imágenes de fase, calcule los desplazamientos en dos imágenes de fase consecutiva utilizando la velocimetría de imagen departículas 36.
  2. Para la microscopía de tracción de transformación de Fourier, compare cada imagen fluorescente verde con la imagen de referencia y calcule los desplazamientos en cada imagen utilizando la velocimetría de imagen departículas 36. A partir de los desplazamientos, recuperar la tracción realizada por las células en gel PA utilizando la microscopía de tracción de transformación Fourier33,34,37.
  3. A partir de los datos de tracción, calcular la tensión dentro de la monocapa de la isla celular utilizando microscopía de tensión monocapa basada en los métodos de elementos finitos32,34,38.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Para explorar la migración colectiva bajo un gradiente químico, se integró un sistema microfluídico con microscopía de tracción(Figura 1). Para construir el sistema integrado, el gel de poliacrilamida (PA) se fundó en vidrio cortado a medida, y las células MDCK fueron sembradas dentro de islas micropatrónizadas hechas por una plantilla PDMS. Para este experimento, se crearon doce islas de células MDCK (cuatro filas por tres columnas, diámetro de 700 m). Después de las células unidas a geles ...

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La migración colectiva de células constituyentes es un proceso importante durante el desarrollo y la regeneración, y la dirección migratoria a menudo se guía por el gradiente químico de los factores de crecimiento4,23. Durante la migración colectiva, las células siguen interactuando con las células vecinas y sustratos subyacentes. Tales interacciones mecánicas dan lugar a fenómenos emergentes como durotaxis42, plithotaxis...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabajo fue apoyado por la subvención de la Fundación Nacional de Investigación de Corea (NRF) financiada por el gobierno coreano (MSIP) (No. NRF-2017R1E1A1A01075103), Korea University Grant y el programa BK 21 Plus. También fue apoyado por los Institutos Nacionales de Salud (U01CA202123, PO1HL120839, T32HL007118, R01EY019696).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,25% tripsina-EDTA (1X)Gibco25200-056
1 M solución tampón HEPESGibco15630-056
1 mm Punzón de biopsiaIntegra Miltex33-31AA-P/25
Placas de Petri de 100 mmSPL10100mm de diámetro, 15 mm de altura
14 mm punzón huecoILJIN124-0571
18 mm Ø CubreobjetosMarienfeld-Superior111580Circular 18 mm, espesor Nº 1 (0,13 a 0,16 mm)
Solución de bis-acrilamida al 2%Bio-Rad1610142Use guantes protectores, ropa y protección para los ojos.
Metacrilato de 3-(trimetoxisilil)propilo (TMSPMA)Sigma-Aldrich440159-500ML
Llave de paso de 3 víasHyupsungHS-T-61NATENCIÓN: no utilizar si está abierto previamente. no reesterilizar ni reutilizar
línea de volumen mínimo de 30 cm (para pediatría)HyupsungHS-MV-30ATENCIÓN: no utilizar si ya está abierto. no reesterilizar ni reutilizar
placa de cultivo celular de 35 mmCorning
Solución de acrilamida al 40%Bio-Rad1610140Use guantes, ropa y protección para los ojos.
Línea de volumen mínimo de 75 cm (para pediátricos)HyupsungHS-MV-75ATENCIÓN: no lo use si está abierto previamente. No reesterilizar ni reutilizar
el ácido acéticoJ.T. BakerJT9508-03
Persulfato de amonio (APS)Bio-Rad1610700
Antibiótico-AntimicóticoGibco15240-062
Chip de vidrio inferiorMicroFIT24 x 24 x 1 mm, hecho a medida, ranura rectangular (6 x 12 mm, profundidad : 100 μ m)
Colágeno tipo I, colarata Corning354236
Portavasos personalizadoHan-Gug Mecatrónicahecha
modificado de Dulbecco (DMEM)WelgeneLM 001-11
Solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco (PBS)BiowestL0615-500sin magnesio, calcio
Suero fetal bovino (FBS)Gibco26140-179
FluoSpheres microesferas modificadas con aminasInvitrogenF87640.2 µ m, amarillo verdoso fluorescente (505/515)
Factor de crecimiento de hepatocitos (HGF)Sigma-AldrichH1404-5UGrecombinante, sistema
imágenes de células vivas de etapa JuLINanoEnTek InEtapa X-Y-Z automatizada e imágenes de fluorado Compatible con incubadora (37 ° C y 5% CO2)
Riñón canino Madin-Darby (MDCK)II
Sistema de plasma de oxígenoFemto ScienceCUTE-MPR
Pluronic F-127Sigma-AldrichP2443-250G
Rhodamina B isotiocianato– dextranoSigma-AldrichR9379-100MG70 kDa, utilizado para estimar la distribución espacio-temporal de HGF en el canal microfluídico
Aguja hipodérmica estéril 18 GKOVAXRecorte la punta de la aguja y dóblela 90 grados para conectar los puertos de entrada/salida con la línea de volumen
Cinta adhesiva3M/Scotch810D33 m x 19 mm
Moldes maestros SU-8MicroFIT4" diámetro,
sulfosuccinimidil hecho a medida 6-(4'-azido-2'-nitrofenilamino)hexanoato (Sulfo-SANPAH)Thermo Scientific22589Almacenar a -20°C. Almacenar protegido de la humedad y la luz.
Sylgard 184 Kit de elastómeroDow CorningPDMS
Bomba de jeringaChemyx Inc.modelo fusion 720extraer fluido
JeringasKOVAX1, 3, 5, 10 o 50 cc para usar depósito de entrada o salida bomba de jeringa
tetrametiletilendiamina (TEMED)Bio-Rad1610800Use guantes, ropa y protección para los ojos.
Lámpara ultravioleta (UV)UVP LLC95-0248-02 longitud de onda de365 nm
430165 de a medida Medio de águila de humana tipo de células

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Reig, G., Pulgar, E., Concha, M. L. Cell migration: from tissue culture to embryos. Development. 141 (10), 1999-2013 (2014).
  2. Luster, A. D., Alon, R., von Andrian, U. H. Immune cell migration in inflammation: present and future therapeutic targets. Nature Immunology. 6 (12), 1182-1190 (2005).
  3. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nature Protocols. 2 (2), 329-333 (2007).
  4. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 10 (7), 445-457 (2009).
  5. Mayor, R., Etienne-Manneville, S. The front and rear of collective cell migration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 17 (2), 97-109 (2016).
  6. DuFort, C. C., Paszek, M. J., Weaver, V. M. Balancing forces: architectural control of mechanotransduction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 12 (5), 308-319 (2011).
  7. Vogel, V. Mechanotransduction involving multimodular proteins: converting force into biochemical signals. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 35, 459-488 (2006).
  8. Roca-Cusachs, P., Sunyer, R., Trepat, X. Mechanical guidance of cell migration: lessons from chemotaxis. Current Opinion in Cell Biology. 25 (5), 543-549 (2013).
  9. Weber, G. F., Bjerke, M. A., DeSimone, D. W. A mechanoresponsive cadherin-keratin complex directs polarized protrusive behavior and collective cell migration. Developmental Cell. 22 (1), 104-115 (2012).
  10. Ingber, D. E. Cellular mechanotransduction: putting all the pieces together again. FASEB Journal. 20 (7), 811-827 (2006).
  11. Ricart, B. G., Yang, M. T., Hunter, C. A., Chen, C. S., Hammer, D. A. Measuring traction forces of motile dendritic cells on micropost arrays. Biophysical Journal. 101 (11), 2620-2628 (2011).
  12. Garcia, S., et al. Generation of stable orthogonal gradients of chemical concentration and substrate stiffness in a microfluidic device. Lab on a Chip. 15 (12), 2606-2614 (2015).
  13. Zhang, Z., et al. Scalable Multiplexed Drug-Combination Screening Platforms Using 3D Microtumor Model for Precision Medicine. Small. 14 (42), 1703617(2018).
  14. Ayuso, J. M., et al. Study of the Chemotactic Response of Multicellular Spheroids in a Microfluidic Device. PLoS ONE. 10 (10), 0139515(2015).
  15. McCutcheon, S., et al. In vitro formation of neuroclusters in microfluidic devices and cell migration as a function of stromal-derived growth factor 1 gradients. Cell Adhesion & Migration. 11 (1), 1-12 (2017).
  16. Ellison, D., et al. Cell-cell communication enhances the capacity of cell ensembles to sense shallow gradients during morphogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (6), 679-688 (2016).
  17. Fujimori, T., Nakajima, A., Shimada, N., Sawai, S. Tissue self-organization based on collective cell migration by contact activation of locomotion and chemotaxis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2019).
  18. Li Jeon, N., et al. Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device. Nature Biotechnology. 20 (8), 826-830 (2002).
  19. Saadi, W., Wang, S. J., Lin, F., Jeon, N. L. A parallel-gradient microfluidic chamber for quantitative analysis of breast cancer cell chemotaxis. Biomedical Microdevices. 8 (2), 109-118 (2006).
  20. Abhyankar, V. V., Lokuta, M. A., Huttenlocher, A., Beebe, D. J. Characterization of a membrane-based gradient generator for use in cell-signaling studies. Lab on a Chip. 6 (3), 389-393 (2006).
  21. Bersini, S., et al. A microfluidic 3D in vitro model for specificity of breast cancer metastasis to bone. Biomaterials. 35 (8), 2454-2461 (2014).
  22. Rorth, P. Whence directionality: guidance mechanisms in solitary and collective cell migration. Developmental Cell. 20 (1), 9-18 (2011).
  23. Rorth, P. Collective guidance of collective cell migration. Trends in Cell Biology. 17 (12), 575-579 (2007).
  24. McCutcheon, S., et al. In vitro formation of neuroclusters in microfluidic devices and cell migration as a function of stromal-derived growth factor 1 gradients. Cell Adhesion & Migration. 11 (1), 1-12 (2017).
  25. Rorth, P. Whence directionality: guidance mechanisms in solitary and collective cell migration. Developmental Cell. 20 (1), 9-18 (2011).
  26. Rorth, P. Collective guidance of collective cell migration. Trends in Cell Biology. 17 (12), 575-579 (2007).
  27. Farrell, J., et al. HGF induces epithelial-to-mesenchymal transition by modulating the mammalian hippo/MST2 and ISG15 pathways. Journal of Proteome Research. 13 (6), 2874-2886 (2014).
  28. Wang, T. W., Zhang, H., Gyetko, M. R., Parent, J. M. Hepatocyte growth factor acts as a mitogen and chemoattractant for postnatal subventricular zone-olfactory bulb neurogenesis. Molecular and Cellular Neuroscience. 48 (1), 38-50 (2011).
  29. Lin, Y. C., et al. Mechanosensing of substrate thickness. Physical Review. E, Statistical, Nonlinear and Soft matter Physics. 82, 4 Pt 1 041918(2010).
  30. Serra-Picamal, X., Conte, V., Sunyer, R., Munoz, J. J., Trepat, X. Mapping forces and kinematics during collective cell migration. Methods in Cell Biology. 125, 309-330 (2015).
  31. Denisin, A. K., Pruitt, B. L. Tuning the Range of Polyacrylamide Gel Stiffness for Mechanobiology Applications. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (34), 21893-21902 (2016).
  32. Jang, H., et al. Traction microscopy with integrated microfluidics: responses of the multi-cellular island to gradients of HGF. Lab on a Chip. 19 (9), 1579-1588 (2019).
  33. Tambe, D. T., et al. Collective cell guidance by cooperative intercellular forces. Nature Materials. 10 (6), 469-475 (2011).
  34. Jang, H., et al. Homogenizing cellular tension by hepatocyte growth factor in expanding epithelial monolayer. Scientific Reports. 8, 45844(2017).
  35. Trepat, X., et al. Physical forces during collective cell migration. Nature Physics. 5 (6), 426(2009).
  36. Tolic-Norrelykke, I. M., Butler, J. P., Chen, J., Wang, N. Spatial and temporal traction response in human airway smooth muscle cells. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 283 (4), 1254-1266 (2002).
  37. Butler, J. P., Tolic-Norrelykke, I. M., Fabry, B., Fredberg, J. J. Traction fields, moments, and strain energy that cells exert on their surroundings. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 282 (3), 595-605 (2002).
  38. Tambe, D. T., et al. Monolayer stress microscopy: limitations, artifacts, and accuracy of recovered intercellular stresses. PLoS ONE. 8 (2), 55172(2013).
  39. Dembo, M., Wang, Y. L. Stresses at the cell-to-substrate interface during locomotion of fibroblasts. Biophysical Journal. 76 (4), 2307-2316 (1999).
  40. Wang, N., et al. Cell prestress. I. Stiffness and prestress are closely associated in adherent contractile cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 282 (3), 606-616 (2002).
  41. Notbohm, J., et al. Cellular Contraction and Polarization Drive Collective Cellular Motion. Biophysical Journal. 110 (12), 2729-2738 (2016).
  42. Sunyer, R., et al. Collective cell durotaxis emerges from long-range intercellular force transmission. Science. 353 (6304), 1157-1161 (2016).
  43. Kim, J. H., et al. Propulsion and navigation within the advancing monolayer sheet. Nature Materials. 12 (9), 856-863 (2013).

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